Name: mouse kidney transplantation: models of allograft rejection
Uploaded: 2014-10-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Finanziamento da Rene Research UK, The Royal College of Surgeons di Edimburgo e la Società Europea di Trapianto sostenuto questo studio.

Adeguati etica istituzionali nazionali e locali dovrebbero essere a posto prima di eseguire esperimenti su animali. In particolare nel Regno Unito i seguenti esperimenti sono stati intrapresi sotto gli Animali (Scientific Procedures) Act 1986, in cui sono disponibili ad operare contemporaneamente due microsurgeons il chirurgo donatore deve eseguire i passaggi 1,1-1,16 poi da 3.1 a 3.5, mentre il chirurgo destinatario esegue 2.1 a 2.8 . Per un singolo operatore le fasi possono essere seguite in modo sequenziale. 1 donatore Preparazione Nota: La procedura qui presentata è un donatore C57BL / 6 BM12 e destinatario C57BL / 6 topi di sesso maschile di età compresa tra 8 a 16 settimane di vita con un peso corporeo superiore a 20 g. Tuttavia questa procedura può essere eseguita in modo riproducibile su una varietà di ceppi di topi. I dati presentati nella sezione risultati rappresentativi sono stati ottenuti da C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 e topi BALB / c. <ol><li> Procedure di Condotta Using strumenti chirurgici sterili e di consumo (autoclave), con sforza di mantenere il campo operatorio sterile come possibile. Eseguire la preparazione del donatore in contemporanea con la preparazione destinatario, se due chirurghi sono disponibili. </li><li> Anestetizzare il mouse con un&#39;iniezione intraperitoneale (31G ago) di medetomidina (0,5 mg / kg) e ketamina cloridrato (200 mg / kg). Questo si traduce in un piano anestetico che viene mantenuta per 4 ore fornire tempo sufficiente per l&#39;intera procedura da eseguire. Anestesia supplementare non è necessario. </li><li> Verificare che il mouse è anestetizzato (nessuna risposta a pizzico tep). </li><li> Shave addome del mouse e rimuovere tutti i capelli sciolti con nastro adesivo. </li><li> Posizionare il mouse sulla sua schiena su una stuoia riscaldata sterilmente drappeggiato e vagamente immobilizzare gli arti con nastro adesivo sterile. </li><li> Monitorare il mouse durante tutta la procedura per le ustioni termiche. Se possibile, utilizzare una fonte di calore non elettriche. </li><li> Applicare un lubrificante occhio e sanitize la parete addominale con una soluzione diluita di iodio. </li><li> Eseguire un&#39;incisione mediana nell&#39;addome per entrare nella cavità peritoneale e inserire un tre centimetri Calibri divaricatore addominale. </li><li> Applicare salina riscaldata per mantenere l&#39;intestino e l&#39;area chirurgica umida ed evitare inutili essiccazione dei visceri. </li><li> Coprire il mouse con teli sterili e spostare l&#39;intestino alla sinistra dell&#39;operatore (a destra del mouse) per esporre l&#39;aorta, vena cava e il rene sinistro. </li><li> Applicare una pinza sfogo allo stomaco e tirare superiormente per esporre i principali vasi e rene sinistro completamente. Confezione umidi tamponi sterili (da 2 mm x 2 mm) nell&#39;addome di ritrattare tessuti lontano dalla zona chirurgica, come ad esempio i lobi del fegato, vescicole seminali, e intestino. </li><li> Isolare il rene sinistro da nell&#39;avventizia circostante, il grasso e la ghiandola surrenale sinistra nella cavità peritoneale senza mezzi termini dalla dissezione del tessuto connettivo con pinze punta fine. Posizionare le punte chiuse della pinza tra le aree che neEd da separare e lentamente lasciare le punte forcep per aprire a sezionare lo spazio. </li><li> Isolare la vena renale sinistra legando e dividendo la vena surrenalica e gonadica sinistra vena sinistra con 9 / O nylon. Posizionare la sutura vicino alla vena renale. </li><li> Legare e sezionare l&#39;uretere con 7 / O sutura di seta vicino alla vescica lasciando la sutura termina lungo. Queste estremità lunga di sutura verranno utilizzati quando il rene è raccolto e sono necessari per l&#39;anastomosi ureterale. </li><li> Per mobilitare e sezionare completamente l&#39;aorta e vena cava inferiore e superiormente l&#39;arteria renale e la vena utilizzare pinze punta fine di sezionare senza mezzi termini vasi linfatici e il grasso dalla parte anteriore e sui lati dei vasi. </li><li> Trovare il piano di tessuto tra l&#39;aorta e vena cava e diffondere lentamente il forcipe. Aprire lentamente le punte delle belle pinze a punta a diffondere il tessuto con il minimo trauma. </li><li> Legare un sciolto 7 / O seta intorno all&#39;aorta superiore ed inferiore per l&#39;arteria renale passando un bel angolatopinze punta intorno alla parte posteriore dei vasi e di disegno attraverso una sutura. Questi punti di sutura saranno serrati prima di recupero rene per consentire la perfusione retrograda della University of Wisconsin soluzione. </li></ol> 2 Destinatario Preparazione Come per la preparazione donatore follow passi da 1.2 a 1.8. <ol><li> Spostare l&#39;intestino alla destra dell&#39;operatore (a sinistra del mouse) per esporre l&#39;aorta, vena cava. Coprire l&#39;intestino con una soluzione salina sterile tampone imbevuto. </li><li> Eseguire una nefrectomia destra legando l&#39;arteria renale destra e la vena con 7/0 sutura di seta e poi dividere. </li><li> Legare l&#39;uretere destro con 7 / O sutura di seta e dividere. </li><li> Mobilitare e sezionare completamente l&#39;aorta e vena cava inferiore per l&#39;arteria renale e la vena come descritto al punto 1.14 e 1.15. Garantire la completa dissezione tra l&#39;aorta e vena cava. Fare attenzione a preservare l&#39;arteria spermatica interna che corre anteriormente alla vena cava e aortun insieme con il fascio linfatico. </li><li> Identificare i vasi lombari esecuzione in retroperitoneo dalla vena cava e vena alla colonna vertebrale, legare con 9 / O seta in continuità, non c&#39;è bisogno di dividere i vasi. </li><li> Identificare lo spazio sufficiente per posizionare i morsetti microvascolari con spazio tra di anastomosi vascolari. </li><li> Somministrare eparina per via endovenosa (5 unità) con pene dorsale vena. </li></ol> 3. donatori di rene Retrieval Serrare i 7 / O cravatte di seta che sono stati posti in giro per l&#39;aorta inferiore e superiore per isolare il rene dalla circolazione arteriosa. <ol><li> Infondere retrograde freddo 0,2-0,5 ml della University of Wisconsin soluzione con un ago (31G) nell&#39;aorta. </li><li> Dividere l&#39;aorta entro le suture e dividere la vena renale alla sua giunzione con la vena cava per rimuovere il rene e l&#39;arteria renale con una lunghezza dell&#39;aorta. Dividere vasi lombari derivanti dall&#39;aorta, se presenti, wenza legatura. </li><li> Posizionare il rene in soluzione salina fredda su un tampone sterile in un piatto di cultura. </li><li> Euthanize il topo donatore per dislocazione cervicale. </li></ol> 4. Trapianto di Rene - Rene Preparazione <ol><li> Creare una patch aortica dividendo la parete dell&#39;aorta longitudinalmente di fronte l&#39;arteria renale. Identificare i lumi dei vasi nella patch che devono essere ligato o evitati quando si esegue l&#39;anastomosi arteriosa. </li><li> Collocare una sutura 10 / O dall&#39;esterno all&#39;interno del lume della vena renale superiormente ed una seconda sutura separata inferiormente. Le suture utilizzati per dividere la vena surrenale e vena gonadica possono essere utilizzati per orientare la nave. </li><li> Posizionare il rene nel fianco destro del destinatario (Figura 1.1) e verificare che i punti di sutura sono in grado di garantire la anastomosi vascolari possono essere completate senza suture diventare intrecciati in tamponi o altri strumenti. </li></ol> 5. Rene Transplanzione - anastomosi vascolare Applicare fascette microvascolari prima inferiormente poi superiormente che comprende la vena cava e aorta. <ol><li> Fare un ventomy con un ago (31G) per pungere la parete anteriore della vena cava. Lavare il sangue dalla vena cava iniettando circa 50 microlitri di 0.9% NaCl. </li><li> Ampliare la venotomy utilizzando una pinza punta fine con la loro apertura nel venotomy modo che la lunghezza è equivalente al diametro della vena renale donatore. </li><li> Inserire la sutura superiore 10 / O (che è già nel lume della vena renale) prima all&#39;apice del venotomy (Figura 1.2) ed entra nella parete posteriore della anastomosi in una sutura continua fino a raggiungere l&#39;apice inferiore (Figura 1.3). </li><li> Posizionare il 10 / O sutura inferiore e legare prima con un singolo nodo (Figura 1.4), poi legare la sutura che va dalla parete di fondo. </li><li> Utilizzando la sutura inferiore creare il fronte wall della anastomosi (Figura 1.5) con una sutura continua e legare alla fine sutura superiore al vertice superiore (Figura 1.6). </li><li> Crea un aortotomy sollevando la parete dell&#39;aorta con una pinza e taglio di una patch ellittica con le forbici (circa il aortotomy dovrebbe essere un quinto della circonferenza dell&#39;aorta e tre volte il lume dell&#39;arteria renale di lunghezza). </li><li> Inserire un 10 / O sutura nel punto superiore della patch aortico dall&#39;esterno all&#39;interno (Figura 1.7) e passare attraverso l&#39;aorta per legare fuori dei vasi all&#39;apice superiore della aortotomy. </li><li> Creare l&#39;anastomosi arteriosa con una sutura continua a partire superiormente (Figura 1.8) anastomosing la patch donatore al destinatario aorta, fare attenzione a non costringere l&#39;anastomosi legando la sutura troppo stretto (Figura 1.9). </li><li> Rimuovere le pinze vascolari inferiori prima poi il morsetto superiore al reperfuse rene (Figura 1.10 e 1.11). Visibile peristalsi dell&#39;uretere forse vede se viene raggiunto un adeguato apporto di sangue al uretere. </li></ol> 6 Trapianto di Rene - Anastomosi Ureteric <ol><li> Dividere eventuali allegati della vescica dalla parete addominale. </li><li> Far passare un ago (21G) da sinistra a destra della vescica attraverso entrambe le pareti. </li><li> Inserire punte forcep diritte nel lume dell&#39;ago e passare sia indietro attraverso la vescica tale che le pinze sono ora passando da destra a sinistra dal lato sinistro della vescica. </li><li> Tracciare la sutura sul uretere donatore attraverso la vescica tale che l&#39;uretere passa nel difetto vescica sinistra poi dal lato destro. </li><li> Suturare la avventizia dell&#39;uretere alla avventizia della vescica con tre singoli punti staccati in giro per il punto di ingresso con 9 / O nylon sutura su un ago rotondo e corposo. </li><li> Tagliare il prossimale dell&#39;uretere alla legatura, aprendo così the uretere per consentire l&#39;urina di fluire e permettere al fine uretere per ritrarre nel corpo della vescica. Visibile produzione di urina può essere osservata con sanguinamento da peri-ureterali vasi. </li><li> Chiudere il diritto difetto vescicale laterale con un solo interrotto 9 / O sutura di seta. </li></ol> 7 Recupero e assistenza post-operatoria Sostituire i visceri gastro-intestinale in addome secondo l&#39;orientamento originale e chiudere la parete addominale mediante il ravvicinamento delle muscoli retti con 6 / O sutura assorbibile. <ol><li> Approssimare la pelle con clip in metallo pelle. </li><li> Parzialmente invertire l&#39;anestesia con una iniezione sottocutanea di cloridrato atipamazole (10 ml / g). </li><li> Somministrare analgesia sottocutanea buprenorfina cloridrato (0,05 mg / kg) e il supporto per l&#39;iniezione di fluido 1 ml di sottocutanea 0,9% NaCl. </li><li> Recuperare il mouse in un armadio riscaldamento a 28 ° C per 24-48 ore. Osservare il mouse per malattia fino allacompletamento dell&#39;esperimento. </li><li> Rimuovere le clip di pelle metallo 7 - 10 giorni dopo l&#39;intervento. </li><li> Una volta che l&#39;esperimento è completo eutanasia il mouse per dislocazione cervicale. </li><li> Togliere e raccogliere il rene controlaterale e allogenico per l&#39;analisi istologica. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il modo più ben descritto effettuare l&#39;anastomosi arteriosa è utilizzare l&#39;aorta distale del donatore, con l&#39;arteria renale in continuazione, in modo end-to-side all&#39;aorta destinatario. Descriviamo l&#39;uso di una patch aortica, simile al mirroring &#39;Carrell cerotto&#39; che ha effettuato nel trapianto di rene umano che riteniamo essere più conveniente. Anche se segnalazioni in letteratura di tempo donatore e ricevente operativa sono scarsi crediamo che utilizzando una patch aortico al destinatario aorta invece di aorta donatore end-to-side al destinatario aorta è preferibile. Utilizzando una patch nega la necessità di sezionare tutti i rami dell&#39;aorta donatori lombare, e anche il tempo impiegato per legare individualmente, come anastomosing una patch esclude naturalmente questi. Passaggi critici per realizzare questo modello includono avendo cura di assicurare che non ci siano altre lumen arterioso diversi dell&#39;arteria renale nel anastomosi arteriosa cerotto comecolerà quando morsetti micro-vascolari vengono rimossi. Le suture costruire le anastamoses possono essere legati strettamente, ma essere consapevoli dell&#39;effetto borsa-stringa che può restringere l&#39;anastomosi e causare ischemia o inibire qualsiasi flusso di sangue, in praticità abbiamo osservato che ha fornito il aortotomy ellittica è di dimensioni sufficienti borsa-stringa effetto non viene rilevato. Il venotomy è realizzato con un ago poi ampliato da stretching con le pinze, crediamo che questo sia preferibile al taglio come stiramento con una pinza crea un anello di tessuto venoso che può essere facilmente visto e aiuti sutura per creare un anastomosi stabile. L&#39;anastomosi ureterale alla vescica è una componente molto importante da considerare, sosteniamo la tecnica descritta qui piuttosto che una vescica-cupola vescicale ricostruzione che è stata associata con perdita di urina e stenosi ureterali presumibilmente a causa ischemia. La nostra tecnica descritta consente una lunghezza ureterale donatore più breve da utilizzare in quanto è direttamente anastomizzata al bladder 5. Utilizzando questi miglioramenti tecnici siamo stati in grado di ridurre significativamente la quantità di tempo necessario per completare questo modello sperimentale. Infatti con due operatori che lavorano contemporaneamente cinque pazienti trapiantati possono essere eseguiti al giorno con tempo sufficiente per consentire il recupero e il monitoraggio dei topi. Una limitazione importante del modello descritto e tecnica in questo documento è che il mouse è lasciato con uno dei suoi reni nativi in situ tale che il mouse non dipende dal rene per la sopravvivenza. Alcuni autori hanno riportato la rimozione del secondo rene nativo immediatamente al momento del trapianto o cinque a dieci giorni dopo il trapianto, lasciando così il mouse affidamento sul rene trapiantato. Ciò consentirebbe di sopravvivenza ad essere usato come un risultato sperimentale e campionamento del sangue per misurare i parametri della funzionalità renale come creatinina sierica o urea nel sangue. Tuttavia non vi è alcuna differenza nei risultati istologiciquando si confrontano i topi dipendenti dal allotrapianto e quelli con un solo rene nativo 9. Il nostro protocollo descritto non vi osti e anzi il secondo rene nativo potrebbero essere rimossi in un dato intervallo di tempo. Un&#39;ulteriore limitazione è che le competenze micro-chirurgia avanzata è necessaria per eseguire una anastomosi arteriosa e venosa, anche se con formazione e utilizzando la figura tecnica per istruzione può essere superata. Possono verificarsi complicanze vascolari, essendo questi arteria o vena trombosi renale, questo risulti sempre che la topo che mostrano segni di disagio, cattiva salute o specificamente arti posteriori paralisi. Pertanto rigorosa governance e monitoraggio di topi è indispensabile quando si utilizza questo modello. Rigetto acuto del trapianto renale è stato ampiamente trattato da immunosoppressione e la terapia di induzione che riducono linfociti circolanti, tuttavia episodi di rigetto cellulo-mediata possono ancora verificarsi durante gli innesti renalivita. Pertanto, gli studi dei meccanismi alla base di questo sono ancora pertinenti e possono identificare nuovi percorsi per il trattamento. In completo mancata corrispondenza MHC, come ad esempio C57BL / 6 in BALB / c, significa sopravvivenza dipende dal trapianto di rene è stato segnalato per essere a partire da 7,4 giorni a 10. Istologicamente rigetto cellulare acuto vascolare e può essere identificato da infiltrazione linfocitaria, emorragia ed edema nell&#39;interstizio, tubulitis, vasculite, con necrosi glomerulare e tubulare. I processi combinati contribuiscono a danni cronica del trapianto hanno reso questa zona difficile da studiare. Le caratteristiche istologiche comprendono fibrosi interstiziale, atrofia tubulare, glomerulosclerosi e proliferazione intimale. La lesione progressiva è associata a persistente infiltrazione di cellule T, tuttavia è sempre più apprezzato che molti altri fattori possono essere coinvolti. Potenziali media di lesioni persistenti includono deposizione complemento a causa di anticorpi specifici donatore, le cellule B, le cellule natural killer, macrofagi e cellule intrinseche all&#39;innesto quali l&#39;endotelio 3. Pertanto, questo modello consente lo studio di queste diverse sfaccettature di rifiuto. Ci sono stati circa 70 studi pubblicati che utilizzano questo modello, nonostante la sua precoce descrizione 4, questo è in confronto ai modelli murini di danno renale da ischemia-riperfusione, dove ci sono stati diverse centinaia di articoli. L&#39;importanza di questo modello murino di trapianto di rene intra-addominale è che ricrea direttamente il processo di trapianto di rene umano, inoltre beneficia l&#39;uso di ceppi di topi inbred ben definiti che può essere utilizzato per modellare diversi meccanismi di rigetto. Quindi gli studi che utilizzano questo modello sono molto traducibili. Altre applicazioni future di questo modello includono studiando le anomalie renali intrinseche da trapianto renale con fenotipi specifici da modelli knockout in topi wild-type o, al contrario wild-type reni in geneticamentedestinatari alterati. Questo modello può replicare con successo il processo di trapianto renale umano. L&#39;uso di ceppi inbred topo consente la selezione di combinazioni donatore-ricevente di varia differenze MHC. Inoltre l&#39;uso di topi permette l&#39;uso di varie tecniche tra cui knockout e sistemi inducibili per sondare i diversi aspetti di rigetto.

Trapianto renale con successo per il trattamento di insufficienza renale è stata descritta per la prima nel 1955 tra gemelli monozigoti 1, da allora è diventato un rivoluzionario trattamento per i pazienti con insufficienza renale allo stadio terminale in tutto il mondo, che offre sia un miglioramento nella durata e la qualità della vita 2. Tuttavia la sopravvivenza del trapianto a lungo termine è stata ostacolata da una moltitudine di processi patologici con conseguente danno cronica del trapianto 3. Rifiuto del rene trapiantato negli esseri umani rimane una delle principali cause di morbilità, nonostante i significativi miglioramenti nei regimi immunosupporessive. L&#39;obiettivo di sviluppare un modello murino di trapianto renale è replicare da vicino il processo e la patologia trovato nel trapianto renale umano 4. Skoskiewicz et al. Prima descritto il modello murino di trapianto di rene nel 1973 5. Anche se sono richieste competenze avanzate microchirurgiche, è una preziosa tool per diversi motivi: il genoma del topo è stato ben caratterizzato e c&#39;è una grande varietà di metodi e tecniche disponibili per studi sui topi sperimentali. Molti gruppi che utilizzano il modello murino di trapianto renale hanno usato il rene trapiantato come un organo di supporto vitale, ma in altri studi e nella nostra metodologia descritta uno dei reni nativi del topo destinatario viene lasciato in situ per tutta la durata dell&#39;esperimento 4. Il vantaggio è che il mouse subisce una sola anestesia e il funzionamento riducendo la morbilità per il mouse e il rischio di morte per una seconda procedura. Inoltre, il mouse non soffre gli effetti negativi di insufficienza renale progressiva. Sebbene esistano modelli di rigetto allogenico in altri organi come il cuore e la pelle, queste non sono sempre direttamente rilevanti per il trapianto renale. Ci sono prove che questi modelli suscitano diverse modalità e dynamics di rifiuto, per esempio, l&#39;andamento nel tempo del rigetto in allotrapianto cardiaco e trapianto renale differisce in modo significativo in determinate combinazioni di deformazione 6. Abbiamo descritto i modelli renale acuta rigetto allogenico in BALB donatori / c in non-transgenici topi FVB / NJ, questo modello ha mostrato lesioni mediato cellulare con accumulo di cellule T e macrofagi 7. In alternativa abbiamo anche descritto un modello di danno cronica del trapianto che presenta fibrosi interstiziale e atrofia tubulare, questo risulta dal trapianto di un rene da C57BL / 6 BM12 donatori in C57BL / 6 destinatari, in quanto questi mouse sono caratterizzati da un unico MHC di classe II mis loci -match 8. Molteplici aspetti del trapianto sono stati studiati utilizzando il modello murino di trapianto renale tra cui rigetto acuto, rigetto cellulare e umorale, ischemia riperfusione, e sperimentando nuovi agenti terapeutici. Abbiamo modificato la t chirurgicaecnica per ridurre il tempo di funzionamento e migliorare la facilità di intervento chirurgico. In particolare abbiamo descritto donatore simultanea e la preparazione destinatario e un semplificato tecnica di anastomosi vascolare utilizzando un continuo aortica patch di anastomosi. Questo video e manoscritto forniranno punti chiave per aiutare nella creazione di questa tecnica.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Blunt Dissecting Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>&amp;nbsp;14072-10</td><td>For skin cutting</td></tr><tr><td>Curved Castoviejo scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15017-10</td><td>For tissue cutting</td></tr><tr><td>Spring Scissors &amp;ndash; straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>For suture cutting</td></tr><tr><td>Toothed forceps 1x2 teeth</td><td>Fine Science Tools</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td>For blunt dissecting</td></tr><tr><td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11273-22</td><td>Useful to pass around vessels</td></tr><tr><td>Curved Crile Haemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>1300-04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Microvascular clamps</td></tr><tr><td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo needle holder with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>120660-01</td><td></td></tr><tr><td>Wound clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>7mm wound clips</td><td>Fine Science Tools</td><td>12032-07</td><td>Remove 7 to 10 days after surgery</td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>OPMI pico microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td>S100</td><td></td></tr><tr><td>Thermal cautery unit with fine tip</td><td>Geiger</td><td>150A</td><td></td></tr><tr><td>Heat electronic pad</td><td>Cozee Cumfort</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Euroklav 23-S</td><td>Melag</td><td>n/a</td><td>Autoclave</td></tr><tr><td colspan="4">Disposable equipment</td></tr><tr><td>7/O Silk braided suture</td><td>Pearsall</td><td>30514</td><td></td></tr><tr><td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td><td>B-Braun</td><td>&amp;nbsp;G1118099</td><td></td></tr><tr><td>6/O Vicryl (plygalectin)</td><td>Ethicon</td><td>W9537</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305175</td><td>For ureteric anastamosis</td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 1ml, 29G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324827</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>300184</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>302187</td><td></td></tr><tr><td>Wypall paper swabs</td><td>Kimberley-Clark</td><td>L40</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cotton wool buds</td><td>Johnson and Johnson</td><td>n/a</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Plain drapes</td><td>Guardian</td><td>CB03</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td><td>Corning Incorporated</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Dispensing Pin</td><td>B-Braun</td><td>DP3500L / 413501</td><td>Used with NaCl 0.9%</td></tr><tr><td>Re-agents and Drugs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td><td>Allergan Ltd</td><td>21956GB10X</td><td></td></tr><tr><td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td><td>Ecolab Ltd</td><td>PL 04509/0041</td><td></td></tr><tr><td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td><td>Pfizer Animal Health</td><td>Vm 42058/4165</td><td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td></tr><tr><td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4003</td><td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td></tr><tr><td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Alsto Animal Health</td><td>Vm 00063/4002</td><td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td></tr><tr><td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4004</td><td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Solution</td><td>Belzer Bridge to Life</td><td>n/a</td><td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>Baxter</td><td>FKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sulphate</td><td>non-proprietary</td><td>n/a</td><td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td></tr></tbody></table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Renale rigetto del trapianto allogenico può essere valutata mediante analisi istologica di sezioni di tessuto incluse in paraffina methacarn-fisso del rene trapiantato (Figura 2). Trapianto di reni tra Isograft risultati topi singenici in renale danno da riperfusione ischemica, comunque da 4 settimane di tubuli hanno recuperato e sono istologicamente paragonabili a reni nativi. Rigetto acuto può essere modellato da C57BL / 6 trapianto renale in riceventi BALB / c, entro 1 settimana non vi è diffusa infiltrazione di cellule mononucleate in tutto il parenchima renale, che coinvolge l&#39;interstizio, glomeruli e tubuli. Danni cronica del trapianto può essere modellato da C57BL / 6 BM12 reni trapiantati in C57BL / 6 destinatari, questo si traduce in caratteristiche tipiche presenti nella patologia umana composta da fibrosi interstiziale e la perdita graduale tubulo. Conteggio tubulo lordo per settore ad alta potenza (ingrandimento x200) permette la quantificazione della massa nefrone funzionale (Figura 3), perdita di tubuli riflette danno tubulare dovuto al rifiuto. Fibrosi interstiziale può essere identificato con la macchia picrosirius pan-collagene rosso (Figura 4). Collagene endogeno normale si osserva, tuttavia durante il danno cronico nuovo collagene si deposita con conseguente fibrosi progressiva. Il danno cronico diventa evidente tra le 8 e le 12 settimane dopo il trapianto (Figura 5). Una curva di apprendimento significativo deve essere superata al fine di stabilire il modello (Figura 6). Si stima che circa 40 procedure sono state eseguite nei topi recuperato prima volta anastomosi vascolare riproducibile è stata raggiunta con la sopravvivenza accettabile libera di complicazioni. Il motivo più comune per eutanasia il mouse era dovuto a paralisi degli arti posteriori secondaria degli arti inferiori e l&#39;ischemia del midollo spinale relativi alla trombosi arteriosa, ma nella nostra esperienza heparization sistemica riduce l&#39;incidenza di questo. I topi sono stati regolarmente monitored secondo i criteri concordati a livello locale per terminare gli esperimenti. Esperimenti di sopravvivenza eseguite in fase di plateau della curva di apprendimento ha portato in un tempo anastomosi vascolare media di 28,9 ± 0,47 min. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig1highres.jpg" /> Figura 1 Rappresentazione schematica della tecnica di anastomosi vascolare. Il rene del donatore si trova nel fianco destro del mouse destinatario. La vena renale donatore viene anastomizzato in modo end-to-side e l&#39;arteria renale donatore su una patch di aorta è anastomizzata all&#39;aorta destinatario. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig2highres.jpg" /> Figura 2 Rappresentante danno tubulare istologico nel rene trapiantato. Dopo la fissazione nei tessuti soluzione di metil Carnoyl sono stati incorporati in parafsezioni di pinna e di tessuto di 4μm sono state colorate da Hemotoxylin e eosina. A 4 settimane dopo il trapianto isograft reni non presentano danno tubulare e sono paragonabili ai reni nativi in ​​apparenza. C57BL / 6 BM12 reni trapiantati in riceventi BALB / c sono sottoposti rigetto acuto con infiltrati diffusi di cellule mononucleate (*) e tubuli necrotiche (**) e tubulitis. C57BL / 6 BM12 reni trapiantati in C57BL / 6 risultati in danno cronico del trapianto allogenico caratterizzata da infiltrati linfocitari perivascolari (blocco freccia ⬆) e la fibrosi interstiziale e atrofia tubulare (frecce vuote ⇧). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52163/52163fig2highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig3highres.jpg" /> Figura 3 Quantificazione del danno tubulare nel TR<html> rene ansplanted. tubuli sani (definita dalla presenza di una membrana intatta seminterrato, lume del tubulo intatti, volume del citoplasma sano e una spazzola microvilli apicali mantenuto) che riflette il funzionamento di massa nefrone può essere quantificata contando il numero medio di tubuli per campo (ingrandimento x200 ) (n = 6, media di 10 campi consecutivi, ** p &lt;0.01). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig4highres.jpg" /> Figura 4 danni cronica del trapianto può essere identificato da fibrosi interstiziale (immagini rappresentative). Deposizione di collagene all&#39;interno del rene trapiantato è evidente dal rilevamento di picrosirius colorazione rossa del collagene. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52163/52163fig4highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> figura 5 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 52163 / 52163fig5highres.jpg &quot;/&gt; Figura 5 Quantificazione di fibrosi interstiziale. Fibrosi interstiziale misurata da picrosirius positività rosso è sollevata in C57BL / 6BM12 ⇒ C57BL / 6 destinatari dodici settimane dopo trapianto (n = 6, media di 10 campi consecutivi, ** p &lt;0.01, * p &lt; 0.05). <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig6highres.jpg" /> Figura 6 Curva di apprendimento. Esperimenti non-recupero iniziale in topi anestetizzati terminali sono stati effettuati per sviluppare la tecnica chirurgica. Questa è stata seguita da esperimenti di recupero per ottenere un rene trapiantato con successo nuovamente perfusi con un mouse sopravvivere senza complicazioni.

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

20.5K Views.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Un metodo per isolamento Islet murini e trapianto renale subcapsulare

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Ricerca

Medicina

Murine Skin Transplantation

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. The aim of this video-article is to provide the viewer with a step-by-step visual demonstration of skin transplantation using the mouse model. The protocol is divided into 5 main components: 1) harvesting donor skin; 2) preparing recipient for transplant; 3) skin transplant; 4) bandage removal and monitoring graft rejection; 5) helpful hints. Once proficient, the procedure itself should take &lt;10 min to perform.

Allogeneic skin transplantation is a standard model to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. This video-article provides a visual tutorial of each step involved in performing a BALB/c--&gt;C57BL/6 skin transplant.

Trapianto di pelle murina

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to ...

Biologia

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each year. While several animal models exist for this procedure and mice are the species that is most commonly used. The reasons for using mice are the relative cost of using this species, the existence of many genetically defined strains that allow for the study of immune responses, and the existence of an extensive array of reagents that can be used to further define responses in this species. This model has been used to define factors in the cornea that are responsible for the relative immune privilege status of this tissue that enables corneal allografts to survive acute rejection in the absence of immunosuppressive therapy. It has also been used to define those factors that are most important in rejection of such allografts. Consequently, much of what we know concerning mechanisms of both corneal allograft acceptance and rejection are due to studies using a murine model of corneal transplantation. In addition to describing a model for acute corneal allograft rejection, we also present for the first time a model of late-term corneal allograft rejection.

Mice have been used as a model for studying many forms of transplantation, including corneal transplantation. We describe in this report a murine model for both acute and late-term corneal transplantation.

Murini trapianto di cornea: Un modello per studiare la forma più comune di trapianto di organi solidi

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Modello murino della alloimmune indotta Rifiuto vascolare e trapianto Arteriosclerosi

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rene Murine Tecnica trapianto

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms requires reliable models. Here, we describe models of tolerance to cardiac allograft in rat, induced by blockade of costimulation signals or by upregulation of immunoregulatory molecules through gene transfer. Each of these models allowed in vivo generation of regulatory cells such as regulatory T cells (Tregs), regulatory B cells (Bregs) or regulatory myeloid cells (RegMCs). In this manuscript, we describe two complementary protocols that have been used to identify and define in vitro and in vivo regulatory cell activity to determine their responsibility in tolerance induction and maintenance. First, an in vitro suppressive assay allowed rapid identification of cells with suppressive capacity on effector immune responses in a dose dependent manner, and can be used for further analysis such as cytokine measurement or cytotoxicity. Second, the adoptive transfer of cells from a tolerant treated recipient to a newly irradiated grafted recipient, highlighted the tolerogenic properties of these cells in controlling graft directed immune responses and/or converting new regulatory cells (termed infectious tolerance). These methods are not restricted to cells with known phenotypic markers and can be extended to any cell population. Furthermore, donor directed allospecificity of regulatory cells (an important goal in the field) can be assessed by using third party donor cells or graft either in vitro or in vivo. Finally, to determine the specific tolerogenic capacity of these regulatory cells, we provide protocols to assess the humoral anti-donor antibody responses and the capacity of the recipient to develop humoral responses against new or former known antigens. The models of tolerance described can be used to further characterize regulatory cells, to identify new biomarkers, and immunoregulatory molecules, and are adaptable to other transplantation models or autoimmune diseases in rodent or human.

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

Here, we present a protocol to induce tolerance in transplantation, and assess in vitro and in vivo the suppressive capacity of distinct cell subsets from the recipient and the immune status of the recipient toward donor or exogenous antigens.

In Vitro e In Vivo valutazione della attività soppressiva T, B e cellule mieloidi e risposte umorali dai destinatari del trapianto

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms ...

Immunologia e infezioni

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Ortotopico degli arti posteriori del trapianto di mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

Una tecnica chirurgica modificata per il trapianto di rene nei topi

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Trapianto di rene ortotopico ratto: un nuovo approccio chirurgico semplificato

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential model to investigate the mechanism of renal allograft rejection in pre-clinical studies and could aid in the development of novel approaches to improve the long-term survival of renal allografts. Donor kidney implantation in rat orthotopic renal transplantation is commonly performed by end-to-side anastomosis to recipients' aorta and inferior vena cava. In this model, the donor's kidney was implanted using end-to-end anastomosis to the recipients' renal artery and renal vein. The donor's ureter was anastomosed to the recipient's bladder in an end-to-side 'tunnel' method. This model contributes to better healing of ureter-bladder anastomosis and increases the recipients' survival by avoiding interference with blood supply and venous reflux of the lower body. This model can be used to investigate the mechanisms of acute and chronic immune and pathologic rejection of renal allografts. Here, the study describes the detailed protocols of this orthotopic renal transplantation between rats.

The rat orthotopic renal transplantation model contributes to investigating the mechanism of renal allograft rejection. The current model increases the recipients' survival without interference with blood supply and venous reflux of the lower body using an end-to-end anastomosis of kidney implantation and an end-to-side "tunnel" method of ureter-bladder anastomosis.

Un modello di trapianto renale ortotopico di ratto per il rigetto dell'allotrapianto renale

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...