Name: carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice
Uploaded: 2014-10-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice at JoVE.com

Vorremmo riconoscere la struttura di laboratorio FCCC animali per il loro sostegno in questo progetto. Ringraziamo Wolfe Laboratories, Inc. per la loro assistenza nell&#39;analisi dei livelli di paclitaxel nel plasma e nei tessuti. Questo lavoro è stato supportato dal National Institutes of Health sovvenzioni K01CA120091 a EHB, e CA06927 al Fox Chase Cancer Center.

Questo protocollo è stato approvato dal Cancer Center Institutional Animal Care and Use Committee Fox Chase e dal Fondo animali da laboratorio, ed è risultato essere in accordo con le linee guida istituzionali per il trattamento umano degli animali. 1. Preparazione preliminare <ol><li> Preparazione del catetere: Preparare un catetere da un breve tratto di tubo in polietilene, modificato per formare un assottigliata, estremità smussata (Figura 3A). Rendere più cateteri in anticipo e risparmiare tempo indeterminato. <ol><li> Accendi un becco Bunsen, e regolare di stabilire una fiamma bassa costante. Tenere tubi vicino alla fiamma per ammorbidire polietilene. Quando il tubo inizia a sciogliersi, lentamente separare le due estremità per creare una sezione assottigliata di tubo, circa 0,25 mm di diametro esterno. </li><li> Tagliare un estremità smussata circa 0,75 cm lungo sezione sottile. Questo assicura tubo sufficiente per essere fissato in arteria, senza creare un catetere eccessivamente lunga. NOTA: A fine sottile lungo su The il catetere ha una propensione a intasare. Un eccessivamente lungo termine può anche detenere abbastanza liquido per cambiare in modo significativo la capacità di volume del liquido del catetere. </li><li> Smussare l&#39;estremità smussata passando rapidamente attraverso la fiamma - se correttamente riscaldato, alla fine diventa un po &#39;arrotondata e allargata. I ganci punta leggermente indietro, che aiuta ancorare il tubo durante l&#39;inserimento nell&#39;arteria. </li><li> Tagliare il tubo 6,0 centimetri dal punto in cui inizia a sottile. Questo rende un catetere molto maneggevole, che è abbastanza a lungo per il filo attraverso per uscire dal collo e di tenere e lavorare con comodo, ma abbastanza breve per impedire che il mouse da rosicchiare tubo in eccesso o che richiedono troppo volume di infusione in più per cancellare salina iniziale . </li><li> Preparare una siringa di circa 0,2 ml di soluzione di eparina, sormontato da un ago smussato. Inserire l&#39;ago nella estremità larga del catetere (Figura 3B). Riempire il catetere con eparina, facendo attenzione al fine di garantire che non vi siano bolle inil tubo. Impostare la siringa eparina e il catetere parte su una zona sterile. Sterilizzare cateteri con raggi gamma, ponendo catetere (s) in una capsula di Petri, ed esponendo a 20 Gy di raggi gamma. Se non si ha accesso a una fonte di radiazioni gamma, controllare con il vostro impianto di animali per indagare altri mezzi di sterilizzazione, come ad esempio a gas o chimico-sterilizzazione. Non sterilizzare in autoclave, il polietilene non può essere sterilizzato a caldo. </li></ol></li><li> Creazione di un cavo salina (Figura 3B). <ol><li> Preparare una seconda siringa di circa 0,5 ml di soluzione fisiologica sterile, facendo attenzione al fine di garantire una linea priva di bolle. </li><li> Tagliare un secondo pezzo di tubo, di circa 15 cm e scivolare sulla siringa smussata. Attaccare una porta del connettore all&#39;estremità libera del tubo. </li><li> Verificare che il flusso di soluzione salina è libera da intoppi avanzare un piccolo volume di soluzione salina attraverso il cavo. Utilizzare questo cavo salina dopo l&#39;inserimento del catetere, per controllare il flusso attraversoil catetere, e lavare la linea di sangue. Impostare la siringa salina parte su una zona sterile. </li></ol></li><li> Prima di un intervento chirurgico, sterilizzare attrezzature in autoclave, o in alternativa alla sterilizzazione a gas o perle di vetro di sterilizzazione. </li><li> Preparare area chirurgica sterile. <ol><li> Pulire le superfici da banco e microscopio con un disinfettante come ad esempio il 70% di etanolo o biossido di cloro. Coprire panchina e base del microscopio con una usa e getta, tampone assorbente pulita. </li><li> Preparare una scheda chirurgico coprendo con due strati di pulito, carta assorbente, collegati in modo sicuro con nastro adesivo. </li></ol></li><li> Disporre tutte le forniture chirurgiche (come catalogato in Materials List) in modo che siano facilmente accessibili. <ol><li> Tagliare tre lunghezze di sutura sterile, a 8 cm ciascuno, e mettere da parte con altre forniture. Inserire un porto dove sarà facilmente disponibile (Figura 3B). </li></ol></li></ol> 2. Chirurgia <ol><li> Preparazione dell&#39;animale <ol><li> AnesthMouse etize dall&#39;esposizione al 2-3% isoflurano nella camera anestesia collegata alla precisione vaporizzatore. Estrarre il mouse dalla camera, e radersi i capelli dal collo / parte superiore del busto del topo, e sotto l&#39;orecchio destro (sito di uscita del catetere). Somministrare veterinaria vaselina pomata oftalmica per gli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Assicurarsi che l&#39;animale non svegliare durante preparazioni chirurgiche consentendo topo tempo sufficiente nella camera di inalazione prima prep (almeno due minuti), o somministrando isoflurano al topo mediante un cono di naso durante prep. Ritorna mouse per camera di anestesia. </li><li> Quando il mouse è sufficientemente inerte, spostarsi in area chirurgica sterile, collocare cono anestesia sopra il naso e la bocca del topo, e deviare il flusso di isoflurano a cono. Verificare che l&#39;anestesia pizzicando zampa con una pinza; quando il mouse non reagisce, procedere al passaggio successivo. </li><li> Posizionare il mouse sul dorso, con la testa rivolta verso ilinvestigatore. Fissare le orecchie, le zampe anteriori e posteriori, zampe a bordo chirurgico con nastro adesivo o altro apparecchio di contenzione per mantenere costante il mouse. Pulire l&#39;area di incisione con povidone-iodio e il 70% di etanolo. </li></ol></li><li> Isolamento di carotide <ol><li> Fai da 1 cm longitudinale tagliato leggermente a destra della linea mediana del collo. Usare pinze per separare grasso e muscolo per esporre la trachea (Figura 4A). Individuare la carotide che corre parallela alla trachea (Figura 4B). </li><li> Usare con cautela pinze a fascia separato sovrastante l&#39;arteria (Figura 4C). Leggermente tirare il nervo vago parte la carotide e inserire pinze nello spazio tra. Pinza delicatamente aperte per creare un vuoto nella fascia, e tirare accuratamente lontano nervo dalla arteria, dalla forcella nell&#39;arteria vicino alla laringe (estremità anteriore), alto (posteriore) per quanto possibile (almeno 3 mm) ( Figura 4D). </li><li> Sgombrare il campo da qualsiasi rerimanente fascia fino a quando l&#39;arteria è ben isolato (Figura 4E). Aggiungere una goccia di soluzione salina all&#39;area chirurgico occasionalmente per mantenere il tessuto umido, e quindi meno fragile e meno soggetto a strappi casuale. </li></ol></li><li> Sutura e preparazione arteria per l&#39;inserimento del catetere (figure 4, 5). <ol><li> Usare pinze per disegnare un filo di sutura di seta sotto l&#39;arteria. Legare un nodo sicuro per chiudere l&#39;arteria fino verso la parte anteriore il più possibile (Figura 4F). </li><li> Disegnare un secondo filo sotto l&#39;arteria. Fare un nodo a scomparsa per chiudere temporaneamente l&#39;arteria fino verso la parte posteriore il più possibile (Figura 4F). </li><li> Disegnare un terzo filo sotto l&#39;arteria. Un nodo molto sciolto tra i primi due punti di sutura, da utilizzare per fissare rapidamente il catetere dopo l&#39;inserimento (Figura 4G). </li><li> Tenere le estremità di tutte le suture fuori del modo bagnandoli con un po &#39;di etanolo al 70%. </li></ol></li><li&gt; inserimento del catetere <ol><li> Con la sutura, afferrare il nodo in basso per tirare l&#39;arteria leggermente teso. Nick l&#39;arteria sopra, ma molto vicino, la sutura anteriore (Figura 4H). Fare attenzione a non tagliare troppo in profondità, ma controllare la fessura per assicurarsi che l&#39;apertura è ostruita. </li><li> Rimuovere il catetere eparina-riempita dall&#39;ago della siringa, cercando di evitare di creare ampie sacche di aria alle due estremità. Manipolare il catetere per posizionare smussatura in un angolo comodo, generalmente verso il basso, e leggermente a destra (per giocatori destri). </li><li> Tenendo al sutura per mantenere l&#39;arteria restante leggermente teso, inserire delicatamente il catetere nella fessura (Figura 4I). Utilizzare le pinze per tenere la sutura anteriore e tirare l&#39;arteria giù sopra catetere (spingendo eccessivamente con il catetere può causare l&#39;estremità smussata per forare l&#39;arteria). Staccare con cautela il catetere e anteriore sutura. </li></ol></li><li> Protezione di catetere e l&#39;inizio del flusso sanguigno (Figure 4J, 5B). <ol><li> Fissare il catetere stringendo il nodo della sutura centrale, vicino all&#39;ingresso del catetere nell&#39;arteria. Fare un nodo triplo stretto, ma essere sicuri di non tirare così stretto da ostruire il flusso attraverso il catetere. Ulteriori fissare il catetere legando il basso con la sutura anteriore, sotto l&#39;entrata all&#39;arteria. </li><li> Attaccare il cavo salina al catetere attraverso il connettore, sempre cercando di evitare l&#39;introduzione di bolle d&#39;aria nella linea. </li><li> Afferrare le estremità della sutura posteriore e tirare delicatamente per rilasciare il nodo. Manovra la sutura giù l&#39;arteria, sull&#39;estremità del catetere (non rimuovere il filo). Il sangue deve scorrere nel catetere; se non c&#39;è flusso di sangue, muovere delicatamente il catetere per tentare di rimuovere la costrizione. </li><li> Quando il flusso appare ostruito, utilizzare l&#39;ultimo filo (dalla sutura posteriore) per legare un nodo in più, un po &#39;al di sopra della sutura centrale. </li></ol></li><li> Tesigillatura mporary di catetere. Lavare il catetere di sangue, quindi utilizzare un emostatico per bloccare l&#39;estremità del catetere vicino al connettore. Rimuovere il connettore e sostituirlo con il tappo per sigillare l&#39;estremità del catetere, e rimuovere la pinza emostatica. </li><li> Riposizionare il catetere per uscire dal retro del collo. <ol><li> Con pinze in ogni mano, utilizzare una coppia di pinze a mantenere il catetere appena sotto la sutura anteriore, e con l&#39;altra, premere un nodo nel catetere quindi sarà facilmente piegare a lato. Ripetere la procedura per creare un secondo nodo. Questo permette l&#39;estremità libera del catetere di essere tirato verso il retro della testa del topo, senza forzare la punta del catetere per girare lateralmente contro la parete dell&#39;arteria. </li><li> Capovolgere il mouse sulla sua (a sinistra) lato, mantenendo il cono posizionato sopra la bocca e il naso, e pulire l&#39;area di incisione con il 70% di etanolo e povidone-iodio. Effettuare una piccola incisione (circa 4 mm) al di sotto e dietro l&#39;orecchio destro. </li&gt; <li> Usare pinze per tenere il lembo aperto di pelle, mentre lavora la sonda cava smussato sotto la pelle per creare un canale attraverso la guancia, alla cavità al collo. Si consiglia di portare la sonda intorno alla ghiandola salivare, invece di cercare di passare fra la boccola e la pelle. Usare pinze per liberare con cura uno spazio per la sonda per uscire. </li><li> Infilare la spina della porta / catetere attraverso la sonda per uscire in collo. Non tirare troppo forte; essere sicuri che il catetere non schiaccia o costrizione dei vasi sanguigni o organi. </li></ol></li><li> Chiusura e recupero. Somministrare analgesico topico (ad esempio bupivacaina) per l&#39;incisione spalla, e coprire la ferita con acqua-prova, nastro adesivo chirurgico. Applicare un secondo pezzo di nastro adesivo per fissare ulteriormente il catetere. <ol><li> Somministrare analgesico topico per l&#39;incisione del torace, e chiudere ferita con seta o punti metallici. </li><li> Rimuovere mouse da anestesia, e consentire all&#39;animale di riprendersi in un ambiente pulito, riscaldato spazio (luogo gabbia in cima ad una piastra elettricao sotto una lampada di calore), per almeno 30 min. </li></ol></li></ol> 3. Infusione <ol><li> Preparare aliquote di 5 mg / ml soluzione di paclitaxel / metanolo. <ol><li> Misura 50 mg di paclitaxel in una provetta da centrifuga da 15 ml. Aggiungere 10 ml di metanolo sterile. Tappare la provetta. Ruotare a mano o su un agitatore rotante a temperatura ambiente fino dissoluzione della polvere. </li><li> Aliquota 500 ml di soluzione in 20 piccolo, congelatore tubi di sicurezza, e conservare a -20 ° C. </li><li> Scongelare un&#39;aliquota individuale a temperatura ambiente o 37 ° C bagnomaria, immediatamente prima dell&#39;infusione. </li></ol></li><li> Preparare la pompa di infusione (Figura 6). <ol><li> Tagliare un lungo tratto di tubo di polietilene di circa 40 cm. Attaccare un ago smussato ad una estremità, ed una porta del connettore all&#39;altra. </li><li> Elaborare farmaco in una siringa con una nota interna di diametro (la maggior parte delle pompe programmabili richiederanno il diametro del corpo della siringa, per calcolare la velocità di the il braccio della pompa). Applicare l&#39;ago alla siringa e caricare la droga attraverso l&#39;ago e il tubo. </li><li> Collocare la siringa nella pompa secondo le istruzioni del produttore. Primo la pompa in modo che il farmaco fluisce uniformemente la spina del connettore, ed è pronta per infusione. </li></ol></li><li> Collegare il mouse alla pompa. <ol><li> Tenere il mouse costante e usare la pinza emostatica per bloccare il catetere, vicino al tappo. Rimuovere il tappo e sostituire con il connettore attaccato alla siringa e il tubo. NOTA: Il sangue può cominciare a scorrere indietro attraverso il tubo. </li><li> Somministrare rapidamente una pompa veloce per cancellare il volume del catetere (calcolato empiricamente osservando il volume di 6 cm di tubo), quindi passare immediatamente alla velocità di infusione desiderata. </li></ol></li><li> Continuare Paclitaxel infusione per il corso di tre ora. <ol><li> Monitorare tubi di tanto in tanto per controllare eventuali perdite in corrispondenza dei nodi come questo è spesso un segno di un blocco nel flusso al mouse.Guarda il mouse per reazioni attese o inattese per infusione (letargia o iperattività, segni di disagio). </li><li> A seconda della durata e della natura del l&#39;infusione, il mouse potrebbe non mangiare o bere, ma essere sicuri di fornire l&#39;accesso al cibo e all&#39;acqua in base alla politica stabilita dell&#39;istituzione. Essere consapevoli del potenziale per disidratare il topo attraverso la raccolta di grandi quantità di sangue. </li><li> Continuare a mantenere il caldo gabbia con una piastra elettrica o una lampada, a meno che il mouse sembra desiderare di stare lontano dal calore. Se l&#39;animale non è eutanasia all&#39;interno di diverse ore dopo l&#39;intervento chirurgico, attuare il piano per il trattamento post-chirurgico di animali, tra cui le condizioni abitative sterili e di trattamento per il dolore post-operatorio. </li><li> Mantenere una stretta vigilanza sul mouse, soprattutto nel primo pochi minuti, per assicurarsi che non tira fuori il tubo attraverso iperattività, o irritazione provocati dal tubo (che può essere un segno di un povero di inserimento). Se il mouse non è più attivo, monito costanteanello può non essere necessario, ma controllare il mouse regolarmente per essere sicuri che l&#39;animale non venga aggrovigliato nel tubo. Imbracatura e sistema di cavezza sono disponibili in commercio, ma il loro uso è oltre lo scopo di questo protocollo. </li></ol></li><li> Prelievo di campioni. <ol><li> Raccogliere campioni di sangue a intervalli regolari da parte di sanguinamenti sottomandibolari o retro-orbitale (Se il protocollo non fa uso di modelli tumorali mammarie, prendere in considerazione la raccolta di sangue attraverso un catetere giugulare inserito nello stesso momento in cui il catetere carotideo). Fare attenzione a non tirare la linea di infusione. Se la raccolta di sanguinamenti retro-orbitale, anestetizzare leggermente il mouse con un anestetico per inalazione (ad esempio metossifluorano) così uno non ha bisogno di afferrare per la collottola per fissare il mouse. </li><li> Spin sangue hemocrit centrifuga per separare le cellule del sangue dal plasma. Utilizzare una penna file o una punta di diamante per segnare il tubo a fronte della separazione di fase. Rompere il tubo e raccogliere il plasma solo, in piccolo, tubo freezer-safe. Conservare a -80 ° C fino all&#39;analisi. NOTA: Se una centrifuga hemocrit non è disponibile, trasferire il campione di sangue nella provetta micro-centrifuga, e centrifuga in una micro-centrifuga ad elevata velocità per separare le cellule del sangue dal plasma. Raccogliere il plasma in un secondo tubo, e conservare a -80 ° C. </li><li> Euthanize mouse CO 2 asfissia. Raccogliere tessuto (circa 20 - 50 mg) da organi di interesse e flash congelamento in azoto liquido. Conservare a -80 ° C fino al momento dell&#39;analisi. </li></ol></li></ol> 4. Analisi del campione NOTA: Tutti i campioni di questo protocollo sono stati analizzati attraverso un laboratorio esterno mediante cromatografia liquida-spettrometria di massa tandem (LC - MS / MS), che ha calcolato le concentrazioni di paclitaxel nel modo seguente: <ol><li> Estratto paclitaxel da campioni. Omogeneizzare campione di tessuto nello 0,1% di acido acetico, metanolo al 50% prima dell&#39;estrazione. Estrarre paclitaxel mediante estrazione liquido / liquido, usando metil ter-butil etere (MTBE) fortificato con uno standard di riferimento interno (docetaxel). Rimuovere MTBE e campioni secchi. Risospendere in 50% acetonitrile, soluzione allo 0,1% di acido acetico. </li><li> Preparare gli standard di calibrazione. Aggiungere una concentrazione nota di paclitaxel appropriarsi C57BL / 6 matrice per ottenere una serie finale di standard (da 1 a 20000 ng / ml per campioni di plasma, da 0,1 a 5000 ng / ml per campioni di tessuto). Estrarre standard in duplicato, utilizzando lo stesso metodo per i campioni di studio sopra. Misurare picco paclitaxel in campioni mediante HPLC / MS / MS utilizzando la ionizzazione elettrospray. </li><li> Calcolare la concentrazione utilizzando il rapporto di paclitaxel area standard interno. Utilizzare standard di calibrazione per creare una curva standard e campioni di studio interpolati dalla forma della curva. Normalizza concentrazione dei campioni di studio per il peso iniziale di campione prima omogeneizzazione. </li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Carotide infusione è una tecnica notevole in questo studio di farmacocinetica di paclitaxel. Carotide infusione è un metodo per distribuire rapidamente farmaco nel sistema circolatorio 14. Il 3 ore di infusione è una più stretta mimica di somministrazione clinica di farmaci come taxani di iniezioni in bolo. L&#39;intervento può essere eseguito in modo affidabile da un singolo individuo, il tempo di intervento è relativamente breve, e tassi di successo sono&gt; 75%. Dopo che i campioni sono raccolti, dev...

Infusione del farmaco attraverso la carotide può essere eseguito in modo affidabile e riproducibile ottimizzando attrezzature e tecniche. La procedura non è complicata, anche se richiede un controllo preciso e attenzione al dettaglio. Cura Superior e destrezza sono necessari per isolare l&#39;arteria carotide e inserire il catetere, che può generalmente essere acquisita attraverso la pratica. La chirurgia da parte di un tecnico esperto non deve superare un&#39;ora. Dopo l&#39;intervento chirurgico di successo, il mouse dovrebbe apparire normale e sano (anche se il mouse può reagire con l&#39;infusione effettivo droga), e di droga (s) può essere somministrato in una dose uniforme continua controllato. I campioni di sangue devono essere prelevati da un sito diverso da quello carotide; sanguinamenti retro-orbitale dimostrato facile da raccogliere e soddisfacente per l&#39;analisi delle concentrazioni di droga. Cateteri di dimensioni e la forma ottimale sono un bene prezioso per l&#39;esecuzione di una infusione di successo 11. Abbiamo trovato il cateteri disponibili commercially spesso di essere troppo grandi e / o troppo flessibile per consentire un comodo accesso all&#39;arteria carotide del mouse. Si è rivelato preferibile cateteri di moda dal tubo di polietilene utilizzato per collegare il mouse alla siringa di infusione. In questo modo, tutti i tubi, i connettori e gli aghi erano di dimensioni consistenti, che ha semplificato gruppo di infusione. Usando questa tecnica, non è necessario spingere la punta del catetere nell&#39;arteria oltre il punto in cui è ancora visibile, e il flusso di sangue al carotide non viene ripristinato fino a dopo il catetere viene inizialmente fissato. Questo riduce i rischi di puntura dell&#39;arteria o di avere il catetere spinto fuori dalla pressione del flusso sanguigno. Il design del catetere nel presente documento non incorpora un &quot;bump&quot; per tenerlo in posizione, in modo che fissano il catetere bene con punti di sutura e nastro adesivo chirurgico è una priorità. Infusi può essere preferibile per le iniezioni comuni iv bolo, come una migliore mimica di gestione clinica difarmaci come taxani 3, 12, 13. La tecnica qui descritta è stata sviluppata in origine per consentire infusione in modelli murini in cui l&#39;accesso alla vena giugulare o femorale è stata esclusa dalla crescita del tumore mammario e / o eccessiva vascolarizzazione della zona di inserimento. Questo metodo può spesso essere appropriato anche in topi privi di tumore: anche se isolando e CATETERISMO la carotide è un po &#39;più invasivo, abbiamo trovato preferibile alla giugulare, perché la propensione del muro giugulare per strappare portato a inserimenti più non riusciti e fallimenti per completare il periodo di tempo 3 ore. Mentre i risultati qui riportati sono da C57BL / 6J (in-house di razza) topi, abbiamo utilizzato questa tecnica per infondere con successo paclitaxel in diversi ceppi di topi, tra cui FVB e misti-ceppi, a seguire la farmacocinetica in modelli murini transgenically manipolati di down-regolare le funzioni cellulari trasportatore. I campioni di sangue e di tessuto raccolti hanno mostrato livelli attesi di paclitaxel, nella gamma dei livelli osservati dopo infusioni giugulari 1. Questa tecnica può essere previsto per funzionare altrettanto bene in altri modelli di topo e con altre soluzioni per infusione.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene tubing 0.024&amp;rdquo; OD X 0.011&amp;rdquo; ID&amp;nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PE10</td><td></td></tr><tr><td>3 Blunted needles (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>NB-30</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel port plug (28 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PP-28</td><td>Slightly larger than PE tubing ID, to fit snugly and keep a tight seal.</td></tr><tr><td>2 Stainless steel connector plugs (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>C-30</td><td></td></tr><tr><td>Three 1 cc syringes</td><td>Becton, Dickinson and Co.</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Sterile 0.9% Saline solution</td><td>Hospira</td><td>0409-7984-37</td><td></td></tr><tr><td>Cath-Loc HGS Heparin/Glycerol Solution&amp;nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>HGS</td><td></td></tr><tr><td>Silk suture</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>SUT-S&amp;nbsp;113</td><td></td></tr><tr><td>Vanna Scissors (micro-scissors)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14122</td><td>This model has a curved tip, but straight-tip scissors work as well.</td></tr><tr><td>Hartman Mesquito Hemostatic Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501705</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Swabsticks</td><td>Perdue Products L.P.</td><td>BSWS1S</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaine</td><td>Hospira</td><td>0409-1160-01</td><td>May be replaced with Lidocaine, or similar local anesthesia.</td></tr><tr><td>Paclitaxel</td><td>LC Laboratories</td><td>P-9600</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32213</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Hematocrit Capillary Tubes, Heparinized</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-566</td><td></td></tr><tr><td>Micro Capillary Tube Sealant&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-678</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J mice</td><td>Fox Chase Cancer Center, Laboratory Animal Facility in-house-bred</td><td></td><td></td></tr><tr><td>API 4000 Q-Trap mass spetrometer</td><td>Applied Biosystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice

Nel proporre l&#39;uso di un farmaco, combinazione di farmaci, o la somministrazione di farmaci in un nuovo sistema, si deve valutare la farmacocinetica del farmaco nel modello di studio. Poiché l&#39;utilizzo di modelli murini sono spesso un passo fondamentale nella scoperta della droga preclinica e lo sviluppo di farmaci 1-8, è necessario progettare un sistema per introdurre la droga in topi in modo uniforme e riproducibile. Idealmente, il sistema dovrebbe consentire la raccolta di campioni di sangue a intervalli regolari per un corso di tempo impostato. La capacità di misurare concentrazioni di farmaco di spettrometria di massa, ha permesso agli investigatori di seguire le variazioni dei livelli plasmatici nel tempo nei topi individuale 1, 9, 10. In questo studio, paclitaxel è stata introdotta in topi transgenici in infusione arteriosa continua oltre tre ore, mentre i campioni di sangue sono stati prelevati simultaneamente da emorragie retro-orbitale in momenti insieme. Infusioni carotide sono una potenziale alternativa per infusioni vena giugulare, quando fattori cometumori mammari o altri ostacoli fanno infusi giugulari impraticabile. Usando questa tecnica, le concentrazioni di paclitaxel nel plasma e nel tessuto raggiunti livelli simili rispetto all&#39;infusione giugulare. In questo tutorial, mostreremo come cateterizzare con successo l&#39;arteria carotidea preparando un catetere ottimizzato per il singolo modello del mouse, quindi mostrare come inserire e fissare il catetere nell&#39;arteria carotide del mouse, infilare l&#39;estremità del catetere attraverso la parte posteriore del collo del mouse e collegare il mouse ad una pompa per fornire una velocità controllata di afflusso di droga. Sanguinamenti retro-orbitale a basso volume multipli consentono per l&#39;analisi delle concentrazioni plasmatiche del farmaco nel tempo.

<html> Distribuzione Paclitaxel segue schemi prevedibili nel corso di un regime di dosaggio 3 ore di 15 minuti di infusione ad alta velocità, seguita da una infusione di 165 min a bassa velocità. La figura 1 mostra un confronto di vena-infusione concentrazioni di paclitaxel nel plasma giugulare e carotide-infusioni. Le concentrazioni di paclitaxel scendono rapidamente nei primi 15 min a seguito di un elevato volume di infusione iniziale e quindi si stabilizzano nel prossimo...

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Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

Questo metodo è stato sviluppato con l&#39;obiettivo di fornire una soluzione di droga costante attraverso l&#39;arteria carotide, per valutare la farmacocinetica di nuovi farmaci in modelli murini.

Infusi carotide di farmacocinetica e di farmacodinamica Analisi dei taxani nei topi

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

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A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

Un modello di Disturbed flusso indotta aterosclerosi carotidea in Arteria mouse da legatura parziale e un semplice metodo di isolamento dell&#39;RNA da Endotelio carotidea

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Ricerca

Medicina

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. Recently, impressive advances in novel therapies have dramatically prolonged survival and improved quality of life for many cancer patients. Sadly, incidence of brain metastatic recurrences is fast rising, and all current therapies are merely palliative. Hence, good experimental animal models are urgently needed to facilitate in-depth studies of the disease biology and to assess novel therapeutic regimens for preclinical evaluation. However, the standard in vivo metastasis assay via tail vein injection of cancer cells produces predominantly lung metastatic lesions; animals usually succumb to the lung tumor burden before any meaningful outgrowth of brain metastasis. Intracardiac injection of tumor cells produces metastatic lesions to multiple organ sites including the brain; however, the variability of tumor growth produced with this model is large, dampening its utility in evaluating therapeutic efficacy. To generate reliable and consistent animal models for brain metastasis study, here we describe a procedure for producing experimental brain metastasis in the house mouse (Mus musculus) via intracarotid injection of tumor cells. This approach allows one to produce large number of brain metastasis-bearing mice with similar growth and mortality characteristics, thus facilitating research efforts to study basic biological mechanisms and to assess novel therapeutic agents.

Brain metastasis has become an urgent unmet medical need as its incidence has increased while therapeutic options have remained palliative. Creating experimental animal models of brain metastasis via intracarotid arterial injection of cancer cells facilitates mechanistic studies of the disease biology and evaluation of novel intervention regimens.

Intracarotidea Cancer Cell iniezione per produrre modelli murini di cervello Metastasi

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Ricerca sul cancro

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Impianto di un bracciale carotidea per innescare Shear-stress aterosclerosi indotta in topi

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural microenvironment and stromal cell interaction, cannot be entirely replicated with in vitro assays; thus, animal models are critical for investigating and understanding the effects of therapeutic intervention. However, most brain tumor xenografting methods do not produce brain metastases consistently in terms of the time frame and tumor burden. Brain metastasis models generated by intracardiac injection of cancer cells can result in unintended extracranial tumor burden and lead to non-brain metastatic morbidity and mortality. Although intracranial injection of cancer cells can limit extracranial tumor formation, it has several caveats, such as the injected cells frequently form a singular tumor mass at the injection site, high leptomeningeal involvement, and damage to brain vasculature during needle penetration. This protocol describes a mouse model of brain metastasis generated by internal carotid artery injection. This method produces intracranial tumors consistently without the involvement of other organs, enabling the evaluation of therapeutic agents for brain metastasis.

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Most brain metastasis mouse models are complicated by systemic metastases confounding analysis of mortality and therapeutic intervention outcomes. Presented here is a protocol for internal carotid injection of cancer cells that produces consistent intracranial tumors with minimal systemic tumors.

Modellazione delle metastasi cerebrali mediante iniezione interna di cellule tumorali nell'arteria carotide

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy and radiotherapy. As many tumors lack efficacious treatments, there is a crucial need to develop more promising therapeutic options, such as immunotherapies; the use of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy&#160;directed against CNS tumors is of particular interest. Cell surface targets such as B7-H3, IL13RA2, and the disialoganglioside GD2 are highly expressed on the surface of several pediatric and adult CNS tumors,&#160;raising the opportunity to use CAR T cell therapy against these and other surface targets. To evaluate the repeated locoregional delivery of CAR T cells in preclinical murine models, an indwelling catheter system that recapitulates indwelling catheters currently being used in human clinical trials was established. Unlike stereotactic delivery, the indwelling catheter system allows for repeated dosing without the use of multiple surgeries. This protocol describes the intratumoral placement of a fixed guide cannula that has been used to successfully test serial CAR T cell infusions in orthotopic murine models of pediatric brain tumors. Following orthotopic injection and engraftment of the tumor cells in mice, intratumoral placement of a fixed guide cannula is completed on a stereotactic apparatus and secured with screws and acrylic resin. Treatment cannulas are then inserted through the fixed guide cannula for repeated CAR T cell delivery. Stereotactic placement of the guide cannula can be adjusted to deliver CAR T cells directly into the lateral ventricle or other locations in the brain. This platform offers a reliable mechanism for the preclinical testing of repeated intracranial infusions of CAR T cells and other novel therapeutics for these devastating pediatric tumors.

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor CAR T Cell Infusions in Mice

Central nervous system (CNS) tumors are the leading cause of cancer-related death in children, and locoregional immune-based therapies are increasingly being tested for patients in clinical trials. This protocol describes methods for locoregional cannula implantation in mice for the preclinical evaluation of immunotherapeutic infusions targeting CNS tumors.

Impianto di cannula intracranica per infusioni seriali di cellule T del recettore dell'antigene chimerico locoregionale (CAR) nei topi

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy ...

Chemotherapy-induced Vascular Toxicity - Real-time In vivo Imaging of Vessel Impairment

Certain classes of chemotherapies may exert acute vascular changes that may progress into long-term conditions that may predispose the patient to an increased risk of vascular morbidity.&#160;Yet, albeit&#160;the mounting clinical evidence, there is a paucity of clear studies of vascular toxicity and therefore the etiology of a heterogeneous group of vascular/cardiovascular disorders remains to be elucidated. Moreover, the mechanism that may underlie vascular toxicity can completely differ from the principles of chemotherapy-induced cardiotoxicity, which is related to direct myocyte injury. We have established a real-time, in vivo molecular imaging platform&#160;to evaluate&#160;the potential&#160;acute&#160;vascular toxicity of anti-cancer therapies.
We have set up a platform of in vivo, high-resolution molecular imaging&#160;in mice,&#160;suitable for visualizing vasculature within confined organs and reference blood vessels within the same individuals whereas each individual serve as its own control. Blood vessel walls were impaired after doxorubicin administration, representing a unique mechanism of vascular toxicity that may be the early event in end-organ injury. Herein, the method of fibered confocal fluorescent microscopy (FCFM) based imaging is described, which provides an innovative mode to understand physiological phenomena at the cellular and sub-cellular levels in animal subjects.

Chemotherapy-induced Vascular Toxicity - Real-time In vivo Imaging of Vessel Impairment

We herein describe the method of fibered confocal fluorescent microscopy (FCFM) based imaging, which provides an innovative mode to understand physiological phenomena at the cellular and sub-cellular levels in animal subjects.

Chemioterapia-indotta vascolare Tossicità - in tempo reale<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging di Vessel Impairment

Certain classes of chemotherapies may exert acute vascular changes that may progress into long-term conditions that may predispose the patient to an ...

<meta charset="utf8"></head><body>Riparazione comune dell'arteria carotide dopo l'iniezione in un modello murino

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: Avanzamento del trattamento del glioblastoma attraverso strategie di somministrazione intraarteriosa per virus oncolitici e microRNA

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

Tecnica mouse Microchirurgia infusione per Targeted Sostanza consegna nel sistema nervoso centrale<i&gt; via</i&gt; Carotide interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Infusi carotide di farmacocinetica e di farmacodinamica Analisi dei taxani nei topi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Un modello di Disturbed flusso indotta aterosclerosi carotidea in Arteria mouse da legatura parziale e un semplice metodo di isolamento dell'RNA da Endotelio carotidea

Intracarotidea Cancer Cell iniezione per produrre modelli murini di cervello Metastasi

Impianto di un bracciale carotidea per innescare Shear-stress aterosclerosi indotta in topi

Modellazione delle metastasi cerebrali mediante iniezione interna di cellule tumorali nell'arteria carotide

Impianto di cannula intracranica per infusioni seriali di cellule T del recettore dell'antigene chimerico locoregionale (CAR) nei topi

Chemioterapia-indotta vascolare Tossicità - in tempo reale

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Tecnica mouse Microchirurgia infusione per Targeted Sostanza consegna nel sistema nervoso centrale