Vogliamo ringraziare Sorin Group (Milano, Italia) per averci fornito i circuiti di perfusione renale custom made. Inoltre ringraziamo XVIVO perfusione Inc. (Goteborg, Svezia) per averci fornito la soluzione Steen, BBraun AG (Melsungen, Germania) per la fornitura di pompe siringa e Rieber GmbH &amp; Co KG (Reutlingen, Germania).

Nota: Una panoramica schematica del protocollo di studio è presentato in Figura 1. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig1.jpg" /> Figura 1. Studio Questo protocollo di studio normotermica ex vivo perfusione renale protocollo. Si basa su un modello suino. Dopo la dissezione chirurgica dei vasi del rene trapiantato e lavaggio con 500 ml di istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK), l&#39;innesto può essere recuperato. Dopo lo stoccaggio a freddo (SCS) per 3 ore, il trapianto di rene è perfuso normotermica ex vivo (NEVKP) per più ore fino al trapianto designato. Tutti gli animali hanno ricevuto la cura umana nel rispetto dei &#39;&#39; Principi di cura degli animali da laboratorio &#39;&#39; formulate dalla Società Nazionale per la ricerca medica e la &#39;&#39; Guida per la cura di animali da laboratorio &#39;&#39; pubblicato dal National Institutes of Health,Ontario, Canada. Il Comitato del Research Institute di Toronto Generale cura degli animali ha approvato tutti gli studi. 1. Gli animali <ol><li> Utilizzare suini maschi Yorkshire (27-33 kg) in questo protocollo. </li></ol> 2. Organo Retrieval <ol><li> Procedura preoperatoria <ol><li> Casa i maiali Yorkshire maschili in una struttura di ricerca per almeno una settimana per ridurre il loro livello di stress. Digiunare suini per almeno 6 ore prima dell&#39;induzione dell&#39;anestesia. </li><li> Avviare anesthetization del maiale tramite iniezione intramuscolare di ketamina (25 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg), e midazolam (0,15 mg / kg). Successivamente, trasportare l&#39;animale dalla struttura custodia alla sala operatoria (OR). </li><li> Posizionare il maiale in posizione supina sul tavolo o. Lascia respirare 2 litri di ossigeno con il 5% di isoflurano spontaneamente. Dopo il relax, esporre le corde vocali con un laringoscopio e spruzzarli con lidocaina al 2% per evitare un spasmo causato da intubazione. After intubazione con un tubo di 6,5 millimetri, bloccare il bracciale con 3 - 5 ml di aria. Nota: capnometria rivela la corretta posizione del tubo tracheale. </li><li> Abbassare il gas isoflurano al 2,5%. Impostare il ventilatore 14 - 16 respiri / min e il volume corrente a 10 - 15 ml / kg di peso corporeo. Monitorare il maiale da vicino. La frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno sono registrate da pulsossimetri. </li><li> In condizioni sterili, introdurre un 8.5 p x 10 cm catetere nella vena giugulare in Seldinger tecnica 13. Pertanto, utilizzare un ago per forare il vaso venoso. Dopo l&#39;introduzione di un filo, sostituire l&#39;ago con un catetere. Eliminare il filo e fissare il catetere alla pelle. Somministrare 200 ml di soluzione di Ringer lattato per ora in tutta la chirurgia. </li></ol></li><li> Procedura chirurgica <ol><li> Dopo la disinfezione e la copertura del campo chirurgico, eseguire un&#39;incisione mediana da xifoidea a sinfisi pubica. Per migliorare l&#39;esposizione, di estendere l&#39;approccio chirurgico conun&#39;incisione laterale sinistra. Coprire le grandi e piccole viscere con un asciugamano e posizionarli sul lato sinistro per un accesso ottimale al rene destro. </li><li> Separare la vena cava inferiore (IVC) dall&#39;aorta addominale. Rami aortici legare dal retro della aorta. </li><li> Dopo la completa dissezione aortica alla schiena, passare una legatura attorno al cranio all&#39;aorta ai rami renali. Inoltre, posizionare due legature cranici della biforcazione iliaca. Mettere una cravatta intorno all&#39;arteria renale sinistra. </li><li> Liberare il rene destro dal suo tessuto aderente. Sezionare la Vena renale, l&#39;arteria, e dell&#39;uretere. </li><li> Aprire il diaframma e amministrare 1.000 UI di eparina per kg di peso donatore nel cuore. Per un modello DCD, iniettare 40 mval di KCl intracardiaca 3 minuti dopo eparinizzazione sistemica per indurre l&#39;arresto cardiaco. L&#39;arresto cardiaco è valutato come punto di partenza di ischemia calda. </li><li> Nel frattempo, per la raccolta di sangue, collegare le linee di borse CPDA (citrato, fosfato, destrosio, undenosine) al catetere introdotto nella vena giugulare sinistra superiore. Eseguire un lancio morbido (1.500 xg senza freno). Rimuovere plasma e buffy coat in condizioni sterili (classe biosicurezza cabinet II) e memorizzare gli eritrociti per la trasfusione. </li><li> Incannulare l&#39;aorta con una linea a filo organo sopra la biforcazione iliaca. Legare le legature presso l&#39;aorta e l&#39;arteria renale sinistra. </li><li> Lavare il rene con la soluzione istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK) con una pressione di 100 cm H 2 O. Bloccare la cava toracica e raccogliere il sangue attraverso il catetere giugulare. Tagliare il cava addominale sotto la vena renale Per garantire una pulizia ottimale del rene. </li><li> Dopo un lavaggio completo del rene destro, recuperare l&#39;innesto con un segmento dell&#39;aorta. Tagliare la vena renale e lasciare l&#39;uretere lungo. </li></ol></li><li> Torna Tabella Preparazione del rene trapiantato per la perfusione <ol><li> Liberare il rene dal tessuto aderente. Chiudere la parte craniale dell&#39;aorta con un legame and cannulate la parte inferiore con un riduttore da 1/4 &quot;x 3/8&quot;. Legare i rami arteriosi più piccoli provenienti dalla dell&#39;aorta. </li><li> Incannulare vena renale con un &quot;x 3/8&quot; riduttore direttamente 1/4. Intubare l&#39;uretere con un 8 p tubo di alimentazione. </li><li> Posizionare il rene in ghiaccio fino all&#39;inizio del NEVKP. </li></ol></li></ol> 3. normotermica ex vivo Kidney Perfusion (NEVKP) <ol><li> Preparazione del circuito di perfusione Il circuito di perfusione costituito da neonatale attrezzature bypass cardiopolmonare (Figura 2). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig2.jpg" /> Figura 2. Schema di disegno del circuito di perfusione. Il circuito è costituito da neonatale tecnologia bypass cardiopolmonare. La soluzione di perfusione viene raccolta nel serbatoio venoso. Una pompa centrifuga spinge la soluzione nel ossigenatore, dove viene arricchito con ossigeno e riscaldato a 37 ° C. Dopo passo a ip filtro bolla arteriosa, il perfusato è azionato con una pressione di 60 - 80 mmHg attraverso l&#39;arteria renale nel rene. Il deflusso venoso (0 - 3 mmHg) conduce perfusato nel serbatoio venoso. Siringa e infusione pompe garantire l&#39;approvvigionamento con composti addizionali. L&#39;urina viene raccolta in tutta la perfusione. Caratteristiche del circuito di perfusione vengono registrati in continuo. Campioni di gas venoso e sangue arterioso orari, e gli indicatori danno renale vengono analizzati. <ol> <li> Collegare il circuito di perfusione su misura per il dispositivo di perfusione renale. </li><li> Collegare il tubo al serbatoio venoso e ossigenatore. Collegare il tubo linea arteriosa al deflusso arteriosa del ossigenatore e posizionare il filtro bolla nel supporto. Collegare la linea di spurgo. Collegare il tubo linea venosa all&#39;ingresso del serbatoio venoso. </li><li> Per la valutazione durante la perfusione, collegare la sonda di temperatura nella presa arteriosa, collegare il flussometro e la busensore bble al tubo linea arteriosa, e collegare le linee di pressione. Collegare il sensore di livello. </li><li> Collegare le linee dei campioni venosi e arteriosi alle porte di esempio venose e arteriose. </li><li> Posizionare la camera organo su un supporto e di introdurre il tubo venose e arteriose attraverso i fori predisposti. Fissare la tubazione al tavolo e la camera saldamente. </li><li> Inserire il tubo di aspirazione nella pompa rullo e posizionare un capo nella camera per la raccolta dei liquidi. </li><li> Collegare il tubo di ossigeno del serbatoio di gas contenente 95% O 2/5% di CO 2 e l&#39;ossigenatore. Collegare il tubo generatore alla ossigenatore e la camera di organo. </li><li> Utilizzare tubi morsetti per chiudere le linee di deflusso venoso e arterioso. Applicare un altro morsetto del tubo per il deflusso del serbatoio venoso. </li></ol></li><li> Preparazione della perfusione Solution, Supplementi, e Adescamento il Circuito <ol><li> Utilizzare una pompa di infusione per sostituire l&#39;urina prodotta conRinger lattato. </li><li> Utilizzare una pompa a siringa per somministrare la nutrizione (glucosio 0,5 ml / hr, aminoacidi 0,5 ml / h) e di insulina (5 UI / ora) nel serbatoio venoso. Utilizzare una seconda pompa a siringa per infondere un vasodilatatore (verapamil, 0,25 mg / hr) direttamente nella linea arteriosa. </li><li> Riempire il serbatoio venoso con la soluzione di perfusione. Pertanto, versare lattato di Ringer (175 ml), soluzione STEEN (200 ml), DRO (27 ml), eparina (1000 IU), bicarbonato di sodio per regolare il pH, e gluconato di calcio nel serbatoio venoso. Infine, aggiungere eritrociti lavati (125 ml). </li><li> Accendere la macchina cuore-polmone (HLM). Attivare i pannelli di pressione, temperatura, livello e sensore di bolla. Attivare il Data Management System (DMS) per registrare i dati in tutta la perfusione. Attivare l&#39;unità di riscaldamento per scaldare il liquido di perfusione e la camera di organo a 37 ° C. Aprire la fornitura di O 2. </li><li> Aprire il morsetto tubo dietro il serbatoio venoso e liberare il centrifugal testa della pompa da aria completamente. Avviare la pompa centrifuga a 1000 rpm e lasciare che la soluzione ad essere spostate in tutto il circuito. Bloccare il tubo bypassando il filtro arterioso e rilasciare aria dal filtro arterioso. </li><li> Zero i tubi di raccordo. Attivare le pompe siringa e infusione. </li></ol></li><li> Rene Graft Perfusion <ol><li> Rimuovere il rene dal ghiaccio, e posizionare il rene su biancheria da letto nella camera di organo. Posizionare il catetere urina nel collettore urine. Dopo aver verificato che la venoso e il tubo arteriosa sono privi di aria, collegare i connettori al tubo. </li><li> Chiudere il collegamento tra il arterioso e linee tubi venose. Impostare la pressione arteriosa di 75 mmHg regolando la velocità della pompa centrifuga. </li><li> Registrare le pressioni, il flusso arterioso, temperatura, e la presenza di bolle continuamente con il DMS. Osservate con attenzione i valori durante la perfusione. Durante la perfusione, che perde sangue nella camera è colleCTED tramite il tubo di aspirazione nel serbatoio venoso. </li><li> Registrare la quantità di urina prodotta. Raccogliere sangue e delle urine campioni venosi oraria. Monitorare la perfusione prendendo venoso e campioni di gas del sangue arterioso e aspartato aminotransferasi (AST), e l&#39;analisi del lattato. </li><li> Al termine della perfusione, staccare il tubo dalla arteria renale e la vena, lavare l&#39;innesto con fredda HTK, e memorizzarlo sul ghiaccio in un sacchetto organo sterili fino al trapianto. </li></ol></li></ol>

<ol>
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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Renal+transplantation+after+ex+vivo+normothermic+perfusion:+the+first+clinical+study.+American+journal+of+transplantation.">Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. American journal of transplantation.</a> official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1246-1252 (2013).</li><li>Seldinger, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Catheter+replacement+of+the+needle+in+percutaneous+arteriography;+a+new+technique.">Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique.</a> Acta radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).</li><li>Stubenitsky, B. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+Ex+vivo+liver+perfusion+reduces+endothelial+cell+and+bile+duct+injury+after+DCD+pig+liver+transplantation.">Subnormothermic Ex vivo liver perfusion reduces endothelial cell and bile duct injury after DCD pig liver transplantation.</a> Liver transplantation : official publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. , (2014).</li><li>Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+perfusion+of+declined+human+kidneys+after+inadequate+in+situ+perfusion.">Ex vivo normothermic perfusion of declined human kidneys after inadequate in situ perfusion.</a> American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 14 (2), 490-491 (2014).</li><li>Op den Dries, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+machine+perfusion+and+viability+testing+of+discarded+human+donor+livers.">Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers.</a> American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1327-1335 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Questo studio dimostra che NEVKP con una soluzione basata eritrociti può essere eseguita con ottimi risultati per un periodo prolungato di tempo in un modello suino. Durante le 10 ore ex vivo di perfusione renale dimostrato parametri stabili di perfusione, metabolismo renale attiva, omeostasi, e danno renale minimo. Produzione di urina e danno renale dipendono dalla composizione della soluzione di perfusione. È importante mantenere la pressione oncotica e osmolarità del perfusato entro un range fisiologico. In particolare, una bassa pressione oncotica comporterà una produzione unphysiologically alta urina con notevole edema rene e crescenti marcatori di danno renale. STEEN soluzione contenente albumina è scelto in questo modello per la regolazione della pressione oncotica e per simulare condizioni fisiologiche per il rene. Il bicarbonato di sodio e gluconato di calcio sono aggiunti al sistema di raggiungere valori fisiologici di pH, HCO 3 </sub&gt;, sodio, potassio, calcio, e cloruro. La selezione e dosaggio del vasodilatatore è importante garantire un sufficiente flusso di sangue e di ossigeno. La tecnica di normotermica ex vivo perfusione renale ha diversi limiti. Ex vivo perfusione non è associato con il supporto ormonale del rene, che potrebbe avere un impatto negativo periodi più lunghi di perfusione. Inoltre, la nuova tecnologia, a questo punto nel tempo, è associata ad un aumento dei costi. Futuri miglioramenti potrebbero semplificare la tecnologia e ridurre i costi. Lo sviluppo di un dispositivo portatile perfusione renale potrebbe consentire di evitare completamente stoccaggio rene freddo in futuro. La carenza di organi grave e persistente porta ad un maggiore uso di organi marginali (ECD o DCD renali innesti) 7. Attualmente, la conservazione degli organi si basa su celle frigorifere statica o ipotermica perfusione macchina. Come un tempo di ischemia fredda prolungato ha un imp significativoagire sui risultati della funzione renale di criteri standard 15 e innesti marginali 8,9, le nuove tecniche di conservazione minimizzando celle frigorifere sono di particolare interesse 16-19. Uno dei principali ostacoli per usare innesti marginali più esteso è l&#39;incapacità di valutare la qualità e la sostenibilità degli organi prima del trapianto. Attualmente, solo i parametri clinici quali l&#39;età del donatore, le malattie legate donatori, e il tempo di ischemia calda degli innesti sono usati per la decisione se un organo è accettato o rifiutato per il trapianto. Conservando il trapianto in condizioni normotermici, valutazione trapianto basa sulle caratteristiche di perfusione e dati è possibile. Parametri in tempo reale come il flusso renale vascolare, pressione, resistenza intrarenale, la produzione di urina, consumo di ossigeno, ei parametri danno renale (come AST e lattato) dovrebbero essere i parametri utili per valutare la fattibilità del trapianto. In additione, il metabolismo attivo durante NEVKP permette l&#39;applicazione di strategie di riparazione per migliorare innesti renali marginali prima del trapianto. Ad esempio, l&#39;inibizione di percorsi pro-infiammatorie, immunomodulazione, trasferimento di geni, così come amministrazione di cellule staminali potrebbe essere tecniche future di modificare innesti rene durante il tempo di conservazione e migliorare il risultato del destinatario.

I reni sono gli organi solidi più frequentemente trapiantati. Per i pazienti affetti da malattia renale allo stadio terminale, il trapianto di rene offre una migliore aspettativa di vita, e una migliore qualità della vita, rispetto alla dialisi 1-4. La carenza di organi persistente rappresenta un grave problema nel campo della medicina dei trapianti (Tabella 1) 5. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> Stati Uniti * </td><td> Regione Eurotransplant ** </td></tr><tr><td> I pazienti in lista d&#39;attesa di trapianto di rene </td><td> 101.563 (febbraio 2015) </td><td> 10.689 (dicembre 2014) </td></tr><tr><td> Reni trapiantati donatore deceduto nel 2014 </td><td> 10.650 </td><td> 3.119 </td></tr><tr><td> Mediana tempi di attesa per trapianto di rene del donatore deceduto (in anni) </td><td> Fino a 5 anni * </td><td> Fino a 4 anni ** </td></tr></tbody></table> Tabella 1. reneGraft Carenza negli Stati Uniti e Eurotransplant Regione. L&#39;esito del trapianto di rene è influenzato negativamente dal tempo di attesa, con esito peggiore per i pazienti sottoposti a dialisi prolungata 6. Ciò ha scatenato l&#39;interesse negli innesti renali marginali come fonte donatore aggiuntivo, come ad esempio i reni da donatori anziani, i donatori con più comorbidità (criteri estesi donatori (ECD) e reni donati dopo la morte cardiaca (DCD). Reni dei donatori marginali che sarebbero state declinato in passato sono ormai considerati per il trapianto 7. Un ostacolo importante per l&#39;uso di innesti renali marginali è la tecnica di conservazione di stoccaggio anossico fredda. Attualmente, innesti renali sono memorizzati staticamente su ghiaccio o perfusi a 4 ° C in assenza di ossigeno. La tecnica di conservazione anossica freddo è associato con la ferita graft continuo durante la conservazione rene e non consente la valutazione dell&#39;innesto a causa della mancanza di Metabolism e produzione di urina. In particolare, gli innesti renali marginali tollerare celle frigorifere male, con conseguente significativo danno renale, e alti tassi di funzione del trapianto ritardato (DGF) 8,9. DGF è un fattore prognostico per scarsa funzione del trapianto a lungo termine. Perfusione renale extracorporea rappresenta un metodo alternativo per la conservazione, la valutazione e la riparazione di organi. In un modello di suini, i risultati positivi sono stati presentati per i reni perfusi ex vivo in condizioni normotermici 10,11. Il primo studio clinico eseguito nel 2013 ha dimostrato un tasso più basso di funzione del trapianto ritardato quando i reni recuperati da criteri estese donatori sono stati perfusi per 1 ora immediatamente prima del trapianto 12. Questo articolo presenta un modello di normotermico ex vivo perfusione renale (NEVKP). L&#39;obiettivo di questo studio è quello di ridurre il tempo di ischemia fredda applicata al minimo e di estendere il periodo di NEVKP. NEVKPè un metodo di conservazione alternativa che mira a ridurre i danni che possono essere causati da tecniche di stoccaggio a freddo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Neonatal cardiopulmonary bypass technology</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Neonatal venous reservoir D100 (500 mL, 1/16&#34; in- and outflow), neonatal oxygenator D100, centrifugal pump head (Revolution), arterial bubble filter (D130)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heart lung machine, St&#246;ckert S3</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="3">Tubing</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>01906BPC SG XS</td>
			<td>3/16&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>019071PC SG XS</td>
			<td>1/4&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>019060PC SG XH</td>
			<td>3/8&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing connectors</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td></td>
			<td>Various sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STEEN solution</td>
			<td>XVIVO (G&#246;teborg, SWE)</td>
			<td>19004</td>
			<td>200 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer&#39;s lactate</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>JB2324</td>
			<td>175 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Hospira (Montr&#233;al, QC, CAN)</td>
			<td>6625050</td>
			<td>pH dependent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium gluconate</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td>
			<td>C31110</td>
			<td>Calcium dependent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON, CAN)</td>
			<td>10750</td>
			<td>1000 IU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amino acid and glucose, Travasol 10%</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>JB6760</td>
			<td>1 mL/h</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast acting insulin, Novorapid</td>
			<td>Novo Nordisk Canada Inc (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>DS6H748</td>
			<td>5 IE/h</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Verapamil</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Quebec, QC, CAN)</td>
			<td>52216</td>
			<td>0,25 mg/h</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Di seguito i risultati di sei esperimenti utilizzando un modello di recupero rene-cuore pulsante sono presentati. Dopo in situ a filo e il recupero del rene, gli innesti sono stati conservati in ghiaccio per 3 ore (SCS), mentre gli eritrociti sono stati preparati. Per l&#39;impostazione clinica, questo simula il tempo richiesto per il recupero e la preparazione posteriore tavolo. NEVKP è stata effettuata per 10 ore. Per mantenere condizioni fisiologiche e simulare in vivo circostante al rene, la camera organo deve essere riscaldata e sigillato. Perfusione e la soluzione di sostituzione delle urine devono rappresentare valori fisiologici per l&#39;analisi dei gas del sangue, pressione oncotica, e osmolarità. I valori normali (valori basali) ottenuti da suini Yorkshire in situ, si trovano in ogni descrizione figura, rispettivamente (Figure 3-13). Lo scopo di NEVKP è garantire che l&#39;innesto viene fornito con ossigeno e nutrimento sufficiente. Come ischemia cautilizza vasocostrizione, aumentando così la resistenza intrarenale, ottenendo un flusso costante con una pressione stabile è un buon indicatore per un&#39;adeguata ossigenazione. Dopo la temperatura target innesto di 37 ° C viene raggiunta tramite rewarming dell&#39;organo dopo SCS, i valori di portata e resistenza intrarenal rimangono stabili con una pressione costante fisiologica di circa 60-80 mmHg tutta la perfusione (figure 3 e 4). La quantità di produzione di urina dipende principalmente dalla composizione della soluzione di perfusione (Figura 5). Misure orarie di venosa e arteriosa pO 2 rivelano l&#39;attività metabolica del rene. Il consumo di ossigeno è stato calcolato con l&#39;equazione ((pO 2 art - pO 2 ven) x portata / peso) (Figura 6) 14. Durante il pH perfusione, HCO 3, e elettroliti sono stabili senza richiedere interventi (Figure di 7 - 10). In tempo reale ASMisure lattato T e servono per monitorare il danno cellulare. È stato rilevato alcun aumento dei parametri di danno cellulare durante il periodo NEVKP (figure 11 e 12). L&#39;osmolarità della soluzione di perfusione è stabile (figura 13). Valutazione istologica rivela piccole modifiche (Figura 14-16). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig3.jpg" /> Figura flusso arterioso 3. media con deviazione standard (ml / min). Durante la perfusione del flusso rimane in un range fisiologico. Valori fisiologici Suini, misurati in situ: significano art. flusso: 170 ± 57 ml / min (range 83-325 ml / min). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig4.jpg" /> Figura 4. resistenza intrarenali (IRR), media e deviazione standard (mmHg / </strong&gt; Ml / min). La pressione arteriosa media (MAP) rimane costante tra 60 e 80 mmHg. La resistenza intrarenal è inferiore a 0,5 mmHg / ml / min costantemente. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig5.jpg" /> Figura 5. Il volume totale delle urine, medio e deviazione standard (ml). Il volume totale delle urine dipende principalmente dalla composizione della soluzione di perfusione. Maggiore è la pressione oncotica e l&#39;osmolarità, minore è la produzione di urina. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig6.jpg" /> Figura 6. consumo di ossigeno, deviazione media e standard (ml / min / g). <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig7.jpg" /> Figura 7. pH venoso, media e deviazione standard. La rema pHcostante ins in un range fisiologico senza somministrazione di bicarbonati. Suini valori fisiologici, misurati in situ: pH 7.46 ± 0.06 (range 7,34-7,63). <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig8.jpg" /> Figura 8. HCO 3 venoso, media e deviazione standard (mmol / l). L&#39;HCO 3 rimane in un range fisiologico senza somministrazione di bicarbonati. Suini valori fisiologici, misurati in situ: HCO 3 30.3 ± 2.4 mmol / L (range 21,6-35,8 mmol / L). <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig9.jpg" /> Figura 9. concentrazione di sodio venosa, media e deviazione standard (mmol / L). Il sodio rimane in un range fisiologico. Valori fisiologici Suini, misurati in situ: 137,1 &amp;# 177; 3,8 mmol / L (range 118,7-140,9 mmol / L). <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig10.jpg" /> 10. concentrazione di potassio venosa Figura, media e deviazione standard (mmol / L). Il potassio rimane costante in un range fisiologico. Suini valori fisiologici, misurati in situ: 3.85 ± 0.46 mmol / L (range 3,5-5,36 mmol / L). <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig11.jpg" /> Figura 11. venosa aspartato aminotransferasi, media e deviazione standard. (AST; U / L) Nella perfusione renale normotermico ex vivo, AST dimostra un marker danno cellulare. I valori AST sono bassi in tutta perfusione. <img alt="Figura 12" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig12.jpg" /> Figura 12: lattato<html> , Media e deviazione standard (mmol / L). In perfusione renale normotermico ex vivo, lattato rappresenta un indicatore di danno cellulare. I valori sono stabili durante la perfusione. <img alt="Figura 13" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig13.jpg" /> Figura 13:. Osmolarità del siero, media e deviazione standard (mOsm / L) A osmolarità costante nella soluzione di perfusione protegge produzione basso ma costante urina. Suini valori fisiologici, misurati in situ: 282 ± 1,7 mOsm / L (range 279-283 mOsm / L). <img alt="Figura 14" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig14.jpg" /> Figura 14:. Istologia (H &amp; E) 50X / 200 ingrandimenti di giunzione corticomidollare mostrando lieve tubolare vacuolizzazione. Nessun segno di necrosi.Arget = &quot;_ blank&quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 15" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig15.jpg" /> Figura 15: Istologia (PAS) 50X / 200 ingrandimenti di giunzione corticomidollare mostrando lieve tubolare vacuolizzazione.. Nessun segno di necrosi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig15large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 16" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig16.jpg" /> Figura 16:. Istologia (TUNEL) 25X / 200 ingrandimenti. Molto raramente i nuclei sono macchiati dimostrando molto bassi tassi di apoptosi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig16large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

La grave carenza di organi ha portato ad un maggiore uso di innesti renali marginali per il trapianto. Ciò ha scatenato l&#39;interesse in metodi di deposito alternativi, dal momento che gli innesti marginali soprattutto tollerare celle frigorifere male. La tecnica di normotermica ex vivo perfusione renale (NEVKP) rappresenta un metodo di conservazione romanzo per trapianti di rene prima del trapianto.

Normotermica<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Rene perfusione per la Preservazione della Kidney Innesti prima del trapianto

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

18.9K Views.  Toronto General Hospital.  La grave carenza di organi ha portato ad un maggiore uso di innesti renali marginali per il trapianto. Ciò ha scatenato l'interesse in metodi di deposito alternativi, dal momento che gli innesti marginali soprattutto tollerare celle frigorifere male. La tecnica di normotermica ex vivo perfusione renale (NEVKP) rappresenta un metodo di conservazione romanzo per trapianti di rene prima del trapianto. 

Video: Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Un metodo per isolamento Islet murini e trapianto renale subcapsulare

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

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Medicina

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

Tecnica di Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Fegato perfusione per la Conservazione, valutazione e riparazione dei marginali fegato innesti

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ normotermica macchina di perfusione di Vivi donatori

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rene Murine Tecnica trapianto

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un piccolo modello animale di aspersione epatica normotermica Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for kidney transplantation (KT). Even though, the use of allografts from extended criteria donors (ECD) could partially ease the shortage of organ donors, ECD organs carry a potentially higher risk for inferior outcomes and postoperative complications. Dynamic organ preservation techniques, modulation of ischemia-reperfusion and preservation injury, and allograft therapies are in the spotlight of scientific interest in an effort to improve allograft utilization and patient outcomes in KT.
Preclinical animal experiments are playing an essential role in translational research, especially in the medical device and drug development. The major advantage of the porcine orthotopic auto-transplantation model over ex vivo or small animal studies lies within the surgical-anatomical and physiological similarities to the clinical setting. This allows the investigation of new therapeutic methods and techniques and ensures a facilitated clinical translation of the findings. This protocol provides a comprehensive and problem-oriented description of the porcine orthotopic kidney auto-transplantation model, using a preservation time of 24 hours and telemetry monitoring. The combination of sophisticated surgical techniques with highly standardized and state-of-the-art methods of anesthesia, animal housing, perioperative follow up, and monitoring ensure the reproducibility and success of this model.

Large animal models play an essential role in preclinical transplantation research. Due to its similarities to the clinical setup, the porcine model of orthotopic kidney auto-transplantation described in this article provides an excellent in vivo setting for the testing of organ preservation techniques and therapeutic interventions.

Auto-trapianto di rene ortotopico in un modello suino utilizzando la conservazione degli organi 24 ore su 24 e la telemetria continua

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

Monitoraggio domiciliare digitale dei pazienti dopo il trapianto di rene: la piattaforma MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

Trapianto di rene assistito da robot

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...