Questa ricerca è stata in parte sostenuto dal programma della National Science Foundation RAPID (NSF-1.048.925, 1.048.919, e 1.048.914) per Alison Keimowitz, Ming-Kuo Lee, Benedetto Okeke, e James Saunders.

1. Preparazione di apparecchiature <ol><li> Preparazione di Core Liner <ol><li> Calcolare lo spessore della fetta di base che verrà ottenuto utilizzando Volume = πr 2 x spessore; il volume finale deve essere &lt;50 cm 3. Con un diametro del nucleo 10 centimetri, fette spesse 2 cm possono essere ottenuti. NOTA: Non è necessario che il volume necessario un pieno 50 ml, ma i volumi porewater ottenuto sarà proporzionalmente più piccole. </li><li> Utilizzando un seghetto (o simile) slice uno di linea di base, o un tubo di plastica di diametro identico, in 2 cm anelli (o altro spessore se si utilizza un nucleo diverso diametro). Ottenere 3-5 anelli. </li><li> Pulire tutto il materiale di plastica che verranno a contatto con i sedimenti, tra cui le fodere di base, le protezioni di base, anelli, affettatrici core, provette da centrifuga, siringhe, e cucchiai monouso. (Impregna materie plastiche a 10% HCl per 24 ore, risciacquare materie plastiche 3x in Nanopure (22 MW acqua), e che materiali di aria secca, preferibilmente in una laminareflusso cappuccio, prima del confezionamento.) </li></ol></li><li> Preparazione del Laboratorio Jack <ol><li> Tagliare un pezzo di compensato, con un seghetto, per coprire il 6 &quot;x 6&quot; dimensioni della piastra superiore del martinetto laboratorio e praticare un foro al centro di questa compensato utilizzando un foro per sega ad un trapano. NOTA: Questo buco dovrebbe essere solo leggermente più grande del diametro di pezzi diluenti PVC; per le dimensioni utilizzate qui, il foro dovrebbe essere 2 ¾ &quot;. </li><li> Praticare quattro piccoli fori nei bordi di questo compensato per abbinare i fori sulla piastra superiore della presa laboratorio utilizzando una punta da trapano regolare su un trapano a mano o trapano. Fissare il compensato alla presa laboratorio con fascette. NOTA: Non ci dovrebbero essere &quot;wiggle&quot; in questa compensato. </li></ol></li><li> Praticare un foro al centro di circa 2 &#39;x 1,5&#39; compensato leggermente maggiore del diametro esterno dei rivestimenti di base utilizzando una sega a tazza. Per 10 cm fodere nucleo di diametro, un foro di 10,5-11,5 cm sarà appropriaTE. Questo legno è la piastra guida di base. </li><li> Preparazione del Nucleo estrusore (Pistone) <ol><li> Ottenere un tappo di gomma di laboratorio che si adatta perfettamente all&#39;interno delle fodere principali. Se nessuno è disponibile, radere uno a misura con un rasoio. Non utilizzare un troppo-piccolo tappo. </li><li> Avvitare il tappo di laboratorio per un circa 1&#39;-1.5 &#39;lungo, 1 &quot;di diametro tassello o scopa manico. Coprire la testa della vite sulla faccia del tappo con nastro isolante impermeabile. NOTA: Il lato maggiore del tappo deve essere rivolto lontano dal tassello. </li></ol></li><li> Tagliare un 1,5 &#39;durata circa di tubo in PVC in ~ 6 &quot;lunghi tratti. NOTA: Il diametro interno deve essere maggiore del grano nel passaggio 1.4.2, ma più piccola del tappo nel passaggio 1.4.1. Questo protocollo assume usando standard &quot;PVC con un vero diametro esterno di 2,375&quot; 2. Questi pezzi di PVC sono gli estensori di base. </li><li> Montare tutte le altre attrezzature necessarie elencati nella Lista dei materiali. NOTA: Questo should essere raccolti in laboratorio casa e portato al laboratorio di campo. </li></ol> 2. Mettere in funzione la Laboratorio Campo <ol><li> Impostazione del Bag Glove <ol><li> Fissare la piastra di base linee guida per il piano di lavoro (piano di lavoro, la superficie di laboratorio, etc.). Assicurarsi che il foro per il rivestimento di base è sulla superficie di lavoro, ma è aperto. </li><li> Posizionare il sacchetto guanto a gettare sopra la piastra di guida nucleo, ed eseguire il tubo dall&#39;entrata tubo del sacchetto guanto al regolatore della vasca N 2. Assicurarsi che il serbatoio è fissato in modo sicuro utilizzando il morsetto da banco cilindro. </li><li> Nastro il tubo al sacchetto guanto per sigillare il punto di ingresso circondando il sacchetto intorno l&#39;esterno del tubo con nastro isolante. Assicurarsi che circa 8 &quot;di tubo si estende verso l&#39;interno della borsa portaoggetti Spostare il morsetto del tubo sul tubo all&#39;interno del sacchetto guanto;. Lasciare questo morsetto aperto. </li><li> Tagliare una &quot;X&quot; nella parte inferiore del sacchetto guanto sullaforo nella piastra di nocciolo guida usando un taglierino o rasoio. Questo x dovrebbe essere minore del diametro del nucleo liner. </li><li> Caricare il sacchetto guanto con gli oggetti trovati in Tabella 1. </li></ol></li><li> Impostazione del Nucleo <ol><li> Posizionare la presa di laboratorio sul pavimento sotto l&#39;area di lavoro in cui è applicata la borsa portaoggetti. Posizionare il nucleo attraverso il taglio &quot;X&quot; nella parte inferiore del sacchetto guanto passo 2.1.4, mantenendolo in posizione verticale. NOTA: Circa 4-6 &quot;del nucleo dovrebbe estendersi sopra la piastra di stabilizzazione nucleo. </li><li> Tenere il nucleo stabile per consentire ricercatore 2 per eseguire passaggi 2.2.3 tramite 2.2.6. </li><li> Tape il nucleo al sacchetto guanto di plastica intorno al &quot;X&quot;, con abbondante buon nastro isolante di tenuta. </li><li> Inserire la maniglia dell&#39;estrusore nucleo in un &quot;diametro ~ 6&quot; 2 PVC spacer lunga, seguita da una lunga accoppiamento ~ 3 &quot;, seguito da un altro distanziale. Continuare questo modello fino PVC interamente copertinela maniglia; può estendere una breve distanza oltre l&#39;estremità del manico. Inserire l&#39;estrusore nucleo (con distanziali PVC e raccordi) sotto il fondo del nucleo. </li><li> Sostenere l&#39;estrusore principale con la presa di laboratorio in modo che l&#39;estrusore in grado di supportare il nucleo. In questo momento, mantenere la presa il più basso possibile e usare distanziali centrali, ove possibile. </li><li> Usare un taglierino per tagliare con attenzione intorno al tappo del nucleo di fondo. Questo taglio dovrebbe tradursi in un anello di protezione nucleo essendo lasciato intorno alla parte esterna del liner nucleo ed una porzione circolare piana del tappo nucleo in posizione contro i materiali di base. </li><li> Inserire le mani nella borsa portaoggetti (ricercatore 1). Tenere il nucleo stabile in modo che non si muova ulteriormente sopra il supporto di stabilizzazione core, mentre ricercatore 2 comincia a girare il jack laboratorio lentamente sollevare il nucleo. L&#39;estrusore core dovrebbe entrare nel rivestimento di base e cominciare a spingere verso l&#39;alto i sedimenti come un pop spinta. </li><li> Muovere il lato nucleo estrusore a parte un po &#39;se neEDED per inserirlo nella camicia nucleo (ricercatore 2). Essere preparati per un leggero pop quando entra. </li><li> Continuare a sollevare il nucleo fino alla parte superiore del materiale animato è pari o vicino alla parte superiore del rivestimento di base (ricercatori 1 e 2). Si noti che il tappo core dovrebbe rimanere in cima al nucleo durante questa procedura. </li></ol></li><li> Tenuta Bag Glove <ol><li> Doppia verificare che tutte le forniture necessarie sono nel sacchetto guanto; accendere lo strumento portatile di ossigeno. </li><li> Aprire tutte le provette da centrifuga, bottiglie d&#39;acqua e altri oggetti che contengono intrappolati aria. Se il nucleo ha spazio di testa sopra l&#39;acqua in piedi, aprire il tappo superiore per eliminare questo spazio di testa. </li><li> Accendere il regolatore in modo che il flusso di azoto attraverso il tubo nel sacco guanto è a una velocità moderata. In generale una pressione di ~ 15 psi nell&#39;ultima fase regolatore con tutte le valvole aperte è appropriato. NOTA: Questo dovrebbe essere abbastanza veloce per sentirsi come un forte vento sulla pelle, ma non così forte che disperde borsa portaoggetti supstrati. </li><li> Puntare l&#39;azoto in tutte le aree del sacchetto di guanto, e spingere l&#39;azoto l&#39;apertura principale al meglio delle proprie capacità. Spegnere l&#39;azoto. </li><li> Eliminare la sacca portaoggetti tre volte ripetendo i punti 2.3.6 tramite 2.3.9 tre volte. NOTA: Una persona può ottenere questo risultato, ma può essere più facile per due persone in modo che si possa mantenere le sue mani nei guanti che fanno parte della borsa guanto. </li><li> Sigillare l&#39;apertura principale della borsa guanto avvolgendo 1-2 corde elastiche intorno più volte. Accendere l&#39;azoto ad un flusso simile come in 2.3.3. Luogo ricercatore 1 di mani in guanti built-in della borsa guanto. </li><li> Spostare il tubo di azoto da una zona del sacco ad un altro per riempire il sacchetto guanto con azoto. Punto il tubo in eventuali fessure come provetta aperto, sopra l&#39;acqua in una spruzzetta, etc. </li><li> Spegnere l&#39;azoto chiudendo il morsetto del tubo. Si noti che questo può essere realizzato senza rimuovere researcher 1 le mani dal sacchetto guanto. </li><li> Aprire la parte anteriore del sacchetto guanto e con il corpo ricercatore 1 di spingere tanto gas dal sacchetto possibile. NOTA: La borsa deve essere piatta intorno alle forniture al suo interno, a questo punto. </li><li> Riempire la borsa guanto ad una pressione confortevole e spegnere l&#39;azoto utilizzando il morsetto del tubo. Alcuni tentativi ed errori può essere richiesto di trovare una pressione confortevole, come troppo pieno ed è difficile muoversi fra le braccia, mentre troppo vuoto ed è difficile da vedere e manipolare oggetti. Aprire il morsetto del tubo di azoto per brevi periodi per riempire la borsa se sembra avere una perdita lenta o è sempre più vuoto, per qualsiasi motivo. Aprire la parte anteriore del sacchetto per far uscire piccole quantità di azoto se diventa scomodo completa. </li><li> Controllare il livello di ossigeno disciolto nel misuratore portatile di ossigeno. Dovrebbe essere inferiore a 1%. </li><li> Inserire i guanti sacco guanto in guanti monouso. Questi miglioreranno destrezza. cambiarli ogni volta che get o sporco; gettare nel contenitore dei rifiuti in-bag. </li></ol></li></ol> 3. Sezionamento il Core NOTA: questa parte della procedura è molto più facilmente realizzabile con due ricercatori. <ol><li> Rimuovere l&#39;acqua stagnante con una siringa. Filtro per siringa questa acqua e posto in 50 ml provette da centrifuga. </li><li> Rimuovere una sezione Nucleo <ol><li> Collocare un anello nucleo sezionamento sopra la parte superiore del rivestimento di base. Sollevare il nucleo up (punto 3.3) fino all&#39;inizio del sedimento è nella parte superiore dell&#39;anello. </li><li> Inserire l&#39;affettatrice nucleo tra la parte superiore del rivestimento di base e l&#39;anello. La sezione di sedimento è ora seduto in cima alla affettatrice nucleo. </li><li> Spostare il sedimento in un tubo da 50 ml usando i cucchiai monouso. Chiudere la provetta saldamente una volta che è pieno. </li><li> Risciacquare l&#39;affettatrice nucleo e l&#39;anello di sezionamento core con l&#39;acqua Nanopure; schizzare i rifiuti sporco nel contenitore dei rifiuti all&#39;interno del sacchetto guanto. cucchiai monouso possono anche essere risciacquati,o scartato, a seconda del numero necessario. Asciugare l&#39;affettatrice nucleo e l&#39;anello di sezionamento core con tovaglioli di carta. </li><li> Ripetere il punto 3.2 fino a ulteriore materiale di base rimane. </li></ol></li><li> Alzare il Core <ol><li> Durante 3.2 è necessario aumentare il nucleo. Fate questo in piccoli incrementi che utilizzano la presa di laboratorio. Effettuare le seguenti tre fasi, una volta la presa di laboratorio è completamente esteso. </li><li> Tenere il nucleo in posizione nel sacchetto guanto (ricercatore 1). </li><li> Abbassare il jack laboratorio per la sua posizione più bassa, quando è completamente compresso (ricercatore 2). Assicurarsi che il nucleo è tenuto in posizione con il ricercatore 1 di mano all&#39;interno della borsa portaoggetti e ricercatore 2 di mani di supporto da sotto. </li><li> Riempire lo spazio tra l&#39;estremità inferiore del nucleo estrusore e la presa con distanziali e raccordi in PVC. Assicurarsi che il nucleo è supportato in modo sicuro dal extender nucleo prima di lasciare andare la parte superiore del nucleo. </li></ol></li></ol> 4. Exaggiudicatrici Porewaters <ol><li> Aprire la busta guanto e rimuovere il rack di provette da centrifuga. </li><li> Pulire la borsa portaoggetti, se necessario, eliminando qualsiasi terreno, liquido, o condensa pulendo l&#39;interno con asciugamani di carta, acqua, ecc contenitore per rifiuti vuoto. </li><li> Richiudere la sacca portaoggetti liberamente con corde elastiche. </li><li> Pesare provette da centrifuga, che ora contengono sezionati sedimento (se lo si desidera). </li><li> Avvolgere le cime delle provette da centrifuga con del nastro isolante per sigillare la giunzione tappo / tubo. </li><li> Bilanciare le provette per centrifugazione tramite pesatura, dopo taping. Aggiungere o rimuovere del nastro isolante per ottenere pesi all&#39;interno di 0,5 g. NOTA: Generalmente, tubi dalla parte superiore del nucleo sarà più leggero di quelli dal basso. </li><li> Inserire tubi a centrifuga e centrifugare a massima accelerazione (si raccomanda 1.100 xg) per 20 min. Nota: Le tariffe di centrifugazione più alti permettere una maggiore separazione dei porewaters. </li><li> Rimuovere nastro isolante dalla centrifutubi ge sia staccandosi o da affettare con un rasoio prima di rimettere le valvole nella borsa portaoggetti. Rientro provette da centrifuga a rack dopo la centrifugazione e tornare alla borsa portaoggetti. </li><li> Aggiungere un altro set di provette da centrifuga, siringhe, e filtri per siringa alla borsa portaoggetti. Questi nuovi tubi terrà porewaters e possono essere pre-etichettati. </li><li> Eliminare di nuovo la borsa portaoggetti come al punto 2.3.5. Se la borsa guanto è stato aperto solo brevemente per rimuovere i tubi, e non è stato pulito, sarà accettabile per eliminarlo solo due volte. Se viene utilizzato un monitor di ossigeno, assicurarsi che l&#39;atmosfera nel sacchetto guanto è &lt;1% O 2. Non dimenticare di aprire le provette da centrifuga appena aggiunti e spurgare. </li><li> Inserire le mani ai guanti nel sacchetto guanto; come prima, coprire con guanti monouso. </li><li> Aprire un tubo. Rimuovere le porewaters dall&#39;alto sedimento usando una siringa, quindi collegare un filtro siringa alla punta della siringa. Se porewaters e sedimenti sono ben separati, porewatERS può essere versato direttamente in una siringa con la canna rimosso e un filtro a siringa sulla punta. </li><li> Spingere l&#39;acqua attraverso il filtro siringa nella provetta da centrifuga appropriata. NOTA: sarà necessario esercitare una certa forza; potrebbe essere necessario più di un filtro siringa per campione. </li><li> Sostituire i tappi sulla provetta contenente i sedimenti e il tubo contenente porewaters. </li><li> Ripetere i passaggi attraverso 4.13 4.15 per ogni campione. </li><li> Borsa guanto Aprire e rimuovere i campioni. Entrambi i tubi di sedimenti e porewater possono essere ri-pesati. </li><li> Analizzare porewaters immediatamente se lo si desidera. Le analisi possono includere (ma non sono limitati a) cromatografia ionica per i principali ioni 11, ferrozina per il ferro speciazione 12, speciazione dell&#39;arsenico da voltammetria 13, e solfuro di speciazione 14. </li><li> Congelare porewaters e sedimenti nel dry shipper (circa -80 ° C) per preservare speciazione per la successiva analisi, se appropriato per le analisi previste. E may essere altresì opportuno mantenere i campioni raffreddare in contenitori a chiusura ermetica o in sacchetti di alluminio di azoto eliminati. </li><li> Riutilizzare il sacchetto guanto per un secondo nucleo (a partire 2.2.2) se desiderato. Dopo due core, il sacchetto guanto di solito deve essere cambiato. </li></ol>

<ol>
	<li>Chapman, P. M., Wang, F., Germano, J. D., Batley, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pore+water+testing+and+analysis:+the+good,+the+bad,+and+the+ugly.">Pore water testing and analysis: the good, the bad, and the ugly.</a> Mar Poll Bull. 44, 359-366 (2002).</li><li>Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arsenic+redistribution+between+sediments+and+water+near+a+highly+contaminated+source.">Arsenic redistribution between sediments and water near a highly contaminated source.</a> Env Sci &amp; Tech. 39, 8606-8613 (2005).</li><li>Natter, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Level+and+Degradation+of+Deepwater+Horizon+Spilled+Oil+in+Coastal+Marsh+Sediments+and+Pore-Water.">Level and Degradation of Deepwater Horizon Spilled Oil in Coastal Marsh Sediments and Pore-Water.</a> Env Sci &amp; Tech. 46, 5744-5755 (2012).</li><li>Jackson, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ion chromatography. , (1990).</li><li>Stookey, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ferrozine+-+A+New+Spectrophotometric+Reagent+For+Iron.">Ferrozine - A New Spectrophotometric Reagent For Iron.</a> Anal. Chem. 42, 779-781 (1970).</li><li>He, Y., Zheng, Y., Ramnaraine, M., Locke, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+pulse+cathodic+stripping+voltammetric+speciation+of+trace+level+inorganic+arsenic+compounds+in+natural+water+samples.">Differential pulse cathodic stripping voltammetric speciation of trace level inorganic arsenic compounds in natural water samples.</a> Anal. Chim. Acta. 511, 55-61 (2004).</li><li>Cline, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrophotometric+Determination+of+Hydrogen+Sulfide+in+Natural+Waters.">Spectrophotometric Determination of Hydrogen Sulfide in Natural Waters.</a> L&amp;O. 14, 454-458 (1969).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La tecnica qui descritta è una flessibile che può essere regolato per una vasta gamma di posizioni, dimensioni principali, lo spessore della sezione di base, ecc Ci sono tre componenti essenziali a questo sistema. Innanzitutto, preparare un sistema centrale di estrusione di dimensioni adeguate per il nucleo da analizzare. Le istruzioni qui sono dati assumendo un &quot;nucleo di circa 30; molto nuclei più lunghi possono richiedere più pezzi extender PVC e raccordi in PVC per estr...

Ricercatori spesso vogliono studiare lo stato redox e geomicrobiology di un sistema acqua-sedimento. Questo utilizza idealmente dati di entrambi i sedimenti e acque pori, come acque pori sono spesso monitor sensibili del sistema e sono una fonte comune, anche se non l&#39;unica fonte, di esposizione ecologico per redox sensibili metalli pesanti 1 come arsenico e uranio. Dati acqua interstiziale possono essere ottenuti in situ utilizzando filtri di diffusione di equilibrio, noto anche come &quot;peepers&quot;, installati nel sedimento 2. Peepers sono più comunemente utilizzati in ambienti in cui il sito di campo è noto prima di iniziare il lavoro sul campo e dove visite multiple per un periodo prolungato di tempo possono essere apportate al sito campo, ad esempio Shotyk 3. Pertanto molti contesti non consentono l&#39;utilizzo di peepers, come i siti accessibili solo per un breve periodo di tempo o in cui più campioni esplorativi sono ottenuti per determinare dove ulteriori indagini dovrebbe avvenire 4.Inoltre peepers non campione di sedimento contemporaneamente al campionamento di acqua. Quando è desiderabile campione di sedimento e l&#39;acqua, o in siti campo in cui l&#39;installazione peeper non è fattibile, il metodo più comune per ottenere sedimenti e l&#39;acqua è carotaggio sedimenti. Ottenere un nucleo non miscelato è un precursore fondamentale per la procedura descritta in questo lavoro 5. Una volta che un nucleo è ottenuta acque pori possono essere ottenuti mediante spremitura 6 o centrifugazione; entrambi hanno vantaggi e svantaggi. La centrifugazione è generalmente considerato il metodo più affidabile per l&#39;estrazione porewaters da carote di sedimento, 7, anche se bisogna fare attenzione per prevenire l&#39;ossidazione dei sedimenti o acque pori. In questo metodo descriviamo estrusione core e centrifugazione per estrarre acque pori con ossidazione minimo. Gli autori hanno utilizzato il metodo descritto in una varietà di contesti compreso marine 8, lago contaminato <sup&gt; 9, e delle zone umide 10. I dati rappresentativi riportati dimostrano che le condizioni riducenti possono essere conservati. Con l&#39;eccezione della centrifuga, i materiali utilizzati sono economici, e questo metodo può essere applicato ad una grande varietà di domande di ricerca geochimiche e geomicrobiological.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="811">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;Disposable glove bag(s).&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z106089-1EA</td>
			<td>&#160;One per two cores to be processed is usually sufficient.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">&#160;N2 tank</td>
			<td>Praxair</td>
			<td></td>
			<td>Often gas supply companies can deliver these directly to the field laboratory.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nitrogen gas regulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>55850-478</td>
			<td>Or similar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several feet of tubing that fits the regulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89403-862</td>
			<td>Or similar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Safety equipment to secure the tank</td>
			<td>VWR</td>
			<td>60142-006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adjustable tubing clamp</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62849-112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Waterproof, good sealing electrical tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td>Super 33+</td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;2-4 short bungee cords</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Squirt bottles of nanopure water</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16650-082</td>
			<td>Any similar bottle is fine; pack an additional supply of nanopure water to refill these.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large supply of paper towels and kimwipes.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL centrifuge tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-951</td>
			<td>Acid cleaned as described in protocol.&#160; At least 2/core section needed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several permanent in markers.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;Several straight razor blades and box cutters.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td>Allegra X-22</td>
			<td>Faster rotor allows greater separation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rotor to accommodate 50 mL tubes</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td>SX-4250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">]50 mL plastic syringes without black rubber tip on the barrel</td>
			<td>VWR</td>
			<td>66064-764&#160;</td>
			<td>Acid cleaned as described in protocol.&#160; At least 1/core section needed, plus 1 for overlying water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Syringe filters compatible with aqueous solutions.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28143-310&#160;</td>
			<td>Either 0.45 &#956;m or 0.20 &#956;m poresizes may be used.&#160; Plan on five filters per core section processed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic (disposable) spoons.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available; Acid cleaned as described in protocol.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several boxes of disposable gloves.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Large plastic beakers or other waste containers to place in the glove bag.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13890-148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory balance</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10205-008</td>
			<td>An available balance will be fine; high precision not required</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dry shipper, pre-charged with liquid nitrogen</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82005-416</td>
			<td>Needed only if samples are being returned to the home laboratory for sensitive analyses.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory notebooks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Water repellent can be useful</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core liners</td>
			<td>Watermark</td>
			<td>77280</td>
			<td>Available from Forrestry Suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core caps</td>
			<td>Ben Meadows</td>
			<td>218105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core slicers</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>8707K111</td>
			<td>Cut this into 9 3x3 squares</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVC spacers</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>48925K96</td>
			<td>Cut this into short lengths</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVC couplings</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>4880K76</td>
			<td>Approximately 12 needed</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dowel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab stopper</td>
			<td>VWR</td>
			<td>59580-400</td>
			<td>Check to ensure the correct size to fit snugly within the core liners</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plywood for core guidance plate and top of lab jack</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab jack</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89260-826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clamps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Portable oxygen monitor</td>
			<td>RKI instruments</td>
			<td>OX-07</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sediment core sectioning and extraction of pore waters under anoxic conditions

Abbiamo dimostrato un metodo per il sezionamento campioni di sedimenti e l&#39;estrazione di acque pori pur mantenendo condizioni di assenza di ossigeno. Un sistema semplice e poco costoso è costruito e può essere trasportato in uno spazio di lavoro temporaneo vicino al sito di campionamento campo (s) per facilitare l&#39;analisi rapida. Nuclei sono estruse in una borsa a guanti portatile, dove vengono sezionati e ogni sezione di spessore 1-3 cm (a seconda del diametro del nucleo) è sigillato in 50 ml provette da centrifuga. acque Pore sono separate da centrifugazione esterno della borsa guanto e poi restituiti al sacchetto guanto per la separazione dal sedimento. Questi campioni di acqua estratta poro possono essere analizzati immediatamente. analisi immediati di specie sensibili redox, come il solfuro, speciazione ferro e arsenico speciazione indicano che l&#39;ossidazione delle acque dei pori è minima; alcuni campioni mostrano circa il 100% delle specie ridotta, ad esempio, 100% Fe (II) senza rilevabile Fe (III). Entrambi i campioni di acqua di sedimento e pori possono essere conservati al principaletain specie chimiche per ulteriori analisi al ritorno al laboratorio.

<html> Il tipo di risultati ottenuti dipende analisi eseguite e l&#39;impostazione geochimica da cui è stato ottenuto il nucleo. ossigeno disciolto può essere misurata in porewaters estratti, ma in molte impostazioni questo sarà zero sotto i primi cm del nucleo. Le analisi che di solito forniscono informazioni più significative includono speciazione di ferro (Fe II / Fe III) 12, speciazione arsenico (As III / Come V) 13, e solfuro 14. Presenza di speci...

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Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Sedimenti Nucleo sezionamento ed estrazione di Pore acque sotto anossiche condizioni

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is ...

sediment-core-sectioning-extraction-pore-waters-under-anoxic

Research

JoVE Journal

Environment

8.9K Views.  Vassar College. A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Video: Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

Much of the nutrient cycling and carbon processing in natural environments occurs through the activity of extracellular enzymes released by microorganisms. Thus, measurement of the activity of these extracellular enzymes can give insights into the rates of ecosystem level processes, such as organic matter decomposition or nitrogen and phosphorus mineralization. Assays of extracellular enzyme activity in environmental samples typically involve exposing the samples to artificial colorimetric or fluorometric substrates and tracking the rate of substrate hydrolysis. Here we describe microplate based methods for these procedures that allow the analysis of large numbers of samples within a short time frame. Samples are allowed to react with artificial substrates within 96-well microplates or deep well microplate blocks, and enzyme activity is subsequently determined by absorption or fluorescence of the resulting end product using a typical microplate reader or fluorometer. Such high throughput procedures not only facilitate comparisons between spatially separate sites or ecosystems, but also substantially reduce the cost of such assays by reducing overall reagent volumes needed per sample.

Microplate based procedures are described for the colorimetric or fluorometric analysis of extracellular enzyme activity. These procedures allow for the rapid assay of such activity in large numbers of environmental samples within a manageable time frame.

Determinazione del microbica extracellulare Enzyme Activity in Acque, Suoli e sedimenti utilizzando High Throughput micropiastre saggi

Much of the nutrient cycling and carbon  processing in natural environments occurs through the activity of extracellular  enzymes released by ...

Ricerca

Ambiente

A Protocol for Collecting and Constructing Soil Core Lysimeters

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the landscape has complex and varied soil morphology, an accompanying disparity in flow paths for leachate through the soil macropore and matrix structure is present. The rate of flow through these paths is further affected by antecedent soil moisture. Lysimeters are used to quantify flow rate, volume of water and concentration of nutrients leaching downward through soils. While many lysimeter designs exist, accurately determining the volume of water and mass balance of nutrients is best accomplished with bounded lysimeters that leave the natural soil structure intact. 
Here we present a detailed method for the extraction and construction of soil core lysimeters equipped with soil moisture sensors at 5 cm and 25 cm depths. Lysimeters from four different Coastal Plain soils (Bojac, Evesboro, Quindocqua and Sassafras) were collected on the Delmarva Peninsula and moved to an indoor climate controlled facility. Soils were irrigated once weekly with the equivalent of 2 cm of rainfall to draw down soil nitrate-N concentrations. At the end of the draw down period, poultry litter was applied (162 kg TN ha-1) and leaching was resumed for an additional five weeks. Total recovery of applied irrigation water varied from 71% to 85%. Nitrate-N concentration varied over the course of the study from an average of 27.1 mg L-1 before litter application to 40.3 mg L-1 following litter application. While greatest flux of nutrients was measured in soils dominated by coarse sand (Sassafras) the greatest immediate flux occurred from the finest textured soil with pronounced macropore development (Quindocqua).

A detailed method for extraction and assembly of intact soil core lysimeters and their use for study of leachate and associated loss of nutrients from surface applied poultry litter is demonstrated.

Un protocollo per la raccolta e la costruzione del suolo lisimetri core

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the ...

Clean Sampling and Analysis of River and Estuarine Waters for Trace Metal Studies

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination control. Developments of some techniques aiming to reduce trace metal contamination in the last couple of decades have resulted in concentrations reported now being orders of magnitude lower than those in the past. These low concentrations often necessitate preconcentration of water samples prior to instrumental analysis of samples. Since contamination can appear in all phases of trace metal analyses, including sample collection (and during preparation of sampling containers), storage and handling, pretreatments, and instrumental analysis, specific care needs to be taken in order to reduce contamination levels at all steps. The effort to develop and utilize "clean techniques" in trace metal studies allows scientists to investigate trace metal distributions and chemical and biological behavior in greater details. This advancement also provides the required accuracy and precision of trace metal data allowing for environmental conditions to be related to trace metal concentrations in aquatic environments.
This protocol that is presented here details needed materials for sample preparation, sample collection, sample pretreatment including preconcentration, and instrumental analysis. By reducing contamination throughout all phases mentioned above for trace metal analysis, much lower detection limits and thus accuracy can be achieved. The effectiveness of "clean techniques" is further demonstrated using low field blanks and good recoveries for standard reference material. The data quality that can be obtained thus enables the assessment of trace metal distributions and their relationships to environmental parameters.

Special care using "clean techniques" is required to properly collect and process water samples for trace metal studies in aquatic environments. A protocol for sampling, processing, and analytical procedures with the aim of obtaining reliable environmental monitoring data and results with high sensitivity for detailed trace metal studies is presented.

Pulire campionamento e analisi del fiume e di estuario Acque per Trace Studi di metallo

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination ...

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

La Borsa bentonici di O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrienti disciolti Utilizzo piccolo nucleo Incubazioni

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Metodo affidabile per valutare la germinazione dei semi, dormienza, e mortalità in normali condizioni operative

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment during manufacturing and transport. Because of their environmental persistence, they are widely distributed in the oceans and on beaches all over the world. They can act as a vector of potentially toxic organic compounds (e.g., polychlorinated biphenyls) and might consequently negatively affect marine organisms. Their possible impacts along the food chain are not yet well understood. In order to assess the hazards associated with the occurrence of plastic pellets in the marine environment, it is necessary to develop methodologies that allow for rapid determination of associated organic contaminant levels. The present protocol describes the different steps required for sampling resin pellets, analyzing adsorbed organochlorine pesticides (OCPs) and identifying the plastic type. The focus is on the extraction of OCPs from plastic pellets by means of a pressurized fluid extractor (PFE) and on the polymer chemical analysis applying Fourier Transform-InfraRed (FT-IR) spectroscopy. The developed methodology focuses on 11 OCPs and related compounds, including dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) and its two main metabolites, lindane and two production isomers, as well as the two biologically active isomers of technical endosulfan. This protocol constitutes a simple and rapid alternative to existing methodology for evaluating the concentration of organic contaminants adsorbed on plastic pieces.

Microplastics act as vector of potentially toxic organic contaminants with unpredictable effects. This protocol describes an alternative methodology for assessing the levels of organochlorine pesticides adsorbed on plastic pellets and identifying the polymer chemical structure. The focus is on pressurized fluid extraction and attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectroscopy.

Estrazione di pesticidi di organochlorato da pellicole di plastica e analisi di tipo plastico

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment ...

Extraction and Characterization of Surfactants from Atmospheric Aerosols

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in the Earth&#39;s atmosphere, a central process in meteorology, hydrology, and for the climate system. But because specific extraction and characterization of these compounds have been lacking for decades, very little is known on their identity, properties, mode of action and origins, thus preventing the full understanding of cloud formation and its potential links with the Earth&#39;s ecosystems.
In this paper we present recently developed methods for 1) the targeted extraction of all the surfactants from atmospheric aerosol samples and for the determination of 2) their absolute concentrations in the aerosol phase and 3) their static surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC). These methods have been validated with 9 references surfactants, including anionic, cationic and non-ionic ones. Examples of results are presented for surfactants found in fine aerosol particles (diameter &#60;1 &#956;m) collected at a coastal site in Croatia and suggestions for future improvements and other characterizations than those presented are discussed.

Methods are presented for the targeted extraction of surfactants present in atmospheric aerosols and the determination of their absolute concentrations and surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC).

Estrazione e caratterizzazione di tensioattivi da Atmospheric Aerosol

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in ...

Continuous Instream Monitoring of Nutrients and Sediment in Agricultural Watersheds

Pollutant concentrations and loads in watersheds vary considerably with time and space. Accurate and timely information on the magnitude of pollutants in water resources is a prerequisite for understanding the drivers of the pollutant loads and for making informed water resource management decisions. The commonly used &#34;grab sampling&#34; method provides the concentrations of pollutants at the time of sampling (i.e., a snapshot concentration) and may under- or overpredict the pollutant concentrations and loads. Continuous monitoring of nutrients and sediment has recently received more attention due to advances in computing, sensing technology, and storage devices. This protocol demonstrates the use of sensors, sondes, and instrumentation to continuously monitor in situ nitrate, ammonium, turbidity, pH, conductivity, temperature, and dissolved oxygen (DO) and to calculate the loads from two streams (ditches) in two agricultural watersheds. With the proper calibration, maintenance, and operation of sensors and sondes, good water quality data can be obtained by overcoming challenging conditions such as fouling and debris buildup. The method can also be used in watersheds of various sizes and characterized by agricultural, forested, and/or urban land.

With the advancement of technology and the rise in end-user expectations, the need and use of higher temporal resolution data for pollutant load estimation has increased. This protocol describes a method for continuous in situ water quality monitoring to obtain higher temporal resolution data for informed water resource management decisions.

Instream continuo monitoraggio delle sostanze nutrienti e sedimenti nei bacini agricoli

Pollutant concentrations and loads in watersheds vary considerably with time and space. Accurate and timely information on the magnitude of pollutants in ...

Microfluidic Devices for Characterizing Pore-scale Event Processes in Porous Media for Oil Recovery Applications

Microfluidic devices are versatile tools for studying transport processes at a microscopic scale. A demand exists for microfluidic devices that are resistant to low molecular-weight oil components, unlike traditional polydimethylsiloxane (PDMS) devices. Here, we demonstrate a facile method for making a device with this property, and we use the product of this protocol for examining the pore-scale mechanisms by which foam recovers crude oil. A pattern is first designed using computer-aided design (CAD) software and printed on a transparency with a high-resolution printer. This pattern is then transferred to a photoresist via a lithography procedure. PDMS is cast on the pattern, cured in an oven, and removed to obtain a mold. A thiol-ene crosslinking polymer, commonly used as an optical adhesive (OA), is then poured onto the mold and cured under UV light. The PDMS mold is peeled away from the optical adhesive cast. A glass substrate is then prepared, and the two halves of the device are bonded together. Optical adhesive-based devices are more robust than traditional PDMS microfluidic devices. The epoxy structure is resistant to swelling by many organic solvents, which opens new possibilities for experiments involving light organic liquids. Additionally, the surface wettability behavior of these devices is more stable than that of PDMS. The construction of optical adhesive microfluidic devices is simple, yet requires incrementally more effort than the making of PDMS-based devices. Also, though optical adhesive devices are stable in organic liquids, they may exhibit reduced bond-strength after a long time. Optical adhesive microfluidic devices can be made in geometries that act as 2-D micromodels for porous media. These devices are applied in the study of oil displacement to improve our understanding of the pore-scale mechanisms involved in enhanced oil recovery and aquifer remediation.

The goal of this procedure is to easily and rapidly produce a microfluidic device with customizable geometry and resistance to swelling by organic fluids for oil recovery studies. A polydimethylsiloxane mold is first generated, and then used to cast the epoxy-based device. A representative displacement study is reported.

Dispositivi microfluidici per la caratterizzazione di processi di evento di poro-scala in mezzi porosi per le applicazioni di recupero olio

Microfluidic devices are versatile tools for studying transport processes at a microscopic scale. A demand exists for microfluidic devices that are ...

Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris

The ubiquitous presence of plastic debris in the ocean is widely recognized by the public, scientific communities, and government agencies. However, only recently have microplastics in freshwater systems, such as rivers and lakes, been quantified. Microplastic sampling at the surface usually consists of deploying drift nets behind either a stationary or moving boat, which limits the sampling to environments with low levels of suspended sediments and floating or submerged debris. Previous studies that employed drift nets to collect microplastic debris typically used nets with &#8805;300 &#181;m mesh size, allowing plastic debris (particles and fibers) below this size to pass through the net and elude quantification. The protocol detailed here enables: 1) sample collection in environments with high suspended loads and floating or submerged debris and 2) the capture and quantification of microplastic particles and fibers &lt;300 &#181;m. Water samples were collected using a peristaltic pump in low-density polyethylene (PE) containers to be stored before filtering and analysis in the lab. Filtration was done with a custom-made microplastic filtration device containing detachable union joints that housed nylon mesh sieves and mixed cellulose ester membrane filters. Mesh sieves and membrane filters were examined with a stereomicroscope to quantify and separate microplastic particulates and fibers. These materials were then examined using a micro-attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectrometer (micro ATR-FTIR) to determine microplastic polymer type. Recovery was measured by spiking samples using blue PE particulates and green nylon fibers; percent recovery was determined to be 100% for particulates and 92% for fibers. This protocol will guide similar studies on microplastics in high velocity rivers with high concentrations of sediment. With simple modifications to the peristaltic pump and filtration device, users can collect and analyze various sample volumes and particulate sizes.

Most microplastic research to date has occurred in marine systems where suspended solid levels are relatively low. Focus is now shifting to freshwater systems, which may feature high sediment loads and floating debris. This protocol addresses collecting and analyzing microplastic samples from aquatic environments that contain high suspended solid loads.

Campionamento, ordinamento e caratterizzando microplastiche negli ambienti acquatici con carichi di materiale solido in sospensione alta e grandi detriti galleggianti

The ubiquitous presence of plastic debris in the ocean is widely recognized by the public, scientific communities, and government agencies. However, only ...