Questa ricerca è stata sostenuta da sovvenzioni dal National Institute of scienze mediche generali (GM099883 e GM074675) per Eak I finanziatori non hanno avuti ruolo nel disegno dello studio, la raccolta e l&#39;analisi dei dati, decisione di pubblicare, o preparazione del manoscritto. Ringraziamo il popolo dalla nostra officina alla Harvard Medical School per la progettazione dell&#39;apparato comportamentale (contatto: <a href="http://mikesmachine.com">http://mikesmachine.com).</a> Contributi Autore: ST, BC progettato l&#39;apparato comportamentale. ST progettato e ottimizzato il protocollo sperimentale. ST e BC eseguiti e analizzati gli esperimenti. ST, EAK e BC ha scritto il giornale.

Nota: La seguente è una descrizione passo-passo del protocollo sperimentale che usiamo per permettere affidabile attivazione di aggressione tra coppie di moscerini della frutta maschi (D. melanogaster). Questa procedura induce la formazione di un effetto &quot;perdente&quot;. Usando questo protocollo, a breve termine effetto &quot;vincitore&quot; è stato anche recentemente riportato 5,6. Figura 1 mostra la sequenza temporale degli esperimenti comportamentali. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig1.jpg" /> Figura 1. Timeline dell&#39;esperimento aggressione. Il giorno 1, pupe maschio in fase avanzata (quando le ali diventano nere) sono isolati in flaconi di isolamento preparate al momento. Il giorno 5 dopo emergendo come gli adulti, 4 giorni di età mosche di sesso maschile sono anestetizzati con CO 2 e dipinte con colori diversi per scopi di identificazione. Il giorno 7, tazze di cibo e le camere di combattimento sonopronti a configurare gli esperimenti comportamentali. Due 6-7 maschi adulti di un giorno vengono caricati nelle camere e sono in grado di interagire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> 1. Giorno 1: Isolamento sociale della Pupe <ol><li> Sollevare e mantenere scorte volare in un 12 ore luce / 12 ore buio ciclo incubatore ambiente controllato a 25 ° C e 50% di umidità relativa. </li><li> Preparare fiale di isolamento: Scaldare alimento fly fresco fino a quando fuso. Usando una pipetta Pasteur, trasferire circa 1,5 ml di cibo mosca fuso in tubi vuoti prova vetro singoli (1,6 x 10 cm). Lasciare che il cibo a solidificare. </li><li> Isolare pupe: Con un pennello fine, rimuovere delicatamente una pupa maschile all&#39;ultimo stadio (quando le ali diventano nero) dal magazzino flaconcino e posizionarlo sul lato di un alimento contenente provetta preparati al momento. Chiudi fiale di isolamento in cotone (Figura 2). </li><li&gt; fiale Luogo isolamento contenenti pupe nella luce 12 ore / 12 hr incubatore buio a 25 ° C e 50% di umidità relativa. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig2.jpg" /> Figura 2. Isolamento sociale. Una pupa maschio in fase avanzata è posto sul lato su una fiala isolamento preparati al momento. Fiale di isolamento contenenti pupa vengono inseriti nella luce 12 ore / 12 ore incubatore buio a 25 ° C e 50% di umidità relativa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> 2. Giorno 5: Pittura mosche per singoli scopi di identificazione <ol><li> Eseguire questo passaggio al giorno 5 con 4 mosche di sesso maschile di un giorno e due giorni prima degli esperimenti comportamentali per ridurre al minimo l&#39;effetto negativo di CO 2 anestesia. </li><li> Anestetizzare mosca con CO 2. </li&gt; <li> Con un bel stuzzicadenti, mettere un piccolo punto di vernice acrilica sul torace. Evitare di posizionare vernice sulla testa, ali, addome o gambe (Figura 3). </li><li> Lasciate asciugare la vernice per circa 10 secondi, e trasferire delicatamente le mosche di nuovo ai loro flaconi di isolamento originali. </li><li> Ritorno fiale isolamento alla luce 12 ore / 12 hr incubatore buio a 25 ° C e 50% di umidità relativa. </li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig3.jpg" /> Figura 3. L&#39;identificazione individuale. Dopo anestetizzare una mosca con CO 2, una piccola goccia di vernice acrilica viene applicata sul torace. A scopo di identificazione individuale, diversi colori sono utilizzati (bianco e blu qui). Consultare quanto detto su uso di CO 2 in questa fase. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questo figu</a>ri. 3. giorno 7: Preparazione del Apparatus <ol><li> Preparare Coppe alimentari: <ol><li> Riscaldare il cibo volare fresco fino a quando non si scioglie. </li><li> Usando una pipetta Pasteur, trasferire circa 0,8 ml cibo al coperchio di una fiala tappo a vite (1.5 cm di diametro, altezza 1 cm) e si lascia raffreddare. Evitare di bolle d&#39;aria. </li><li> Fai la pasta di lievito fresco miscelando lievito secco con qualche goccia d&#39;acqua. Quando spessore, applicare una piccola goccia di lievito in pasta al centro della superficie tazza dell&#39;alimento con uno stuzzicadenti (Figura 4). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig4.jpg" /> Figura 4. Preparare la coppa cibo. Una tazza cibo è preparato con il cibo fresco mosca. Dopo le solidifica alimentari, un punto di lievito in pasta si trova nel centro della superficie tazza cibo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per v</a>iew una versione più grande di questa figura. <ol start="2"><li> Preparare singole camere di combattimento: <ol><li> Lavare accuratamente le camere di apparecchi e di combattimento individuale con acqua prima dell&#39;utilizzo ogni volta. Asciugare con un tovagliolo di carta prima dell&#39;uso. </li><li> Collocare una tazza di cibo al centro di ciascuna camera lotta e fissare con una goccia di stucco. </li><li> Coprire camere di combattimento con il coperchio dell&#39;apparecchio (Figura 5). </li><li> Posizionare l&#39;apparecchio in un ambiente ad alta umidità (60%) a 25 ° C. </li><li> Posizionare una sorgente luminosa sopra l&#39;apparecchio per illuminare le camere di combattimento e impostare una videocamera per registrare dall&#39;alto. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig5.jpg" /> Figura 5. Preparazione della camera di combattimento individuale. La coppa cibi preparati al momento con un punto di lievito in pasta sulla superficie è fissato in lavato fi individualecombattendo camere. Chambers sono chiusi con il coperchio a due pezzi che permette l&#39;inserimento di un divisorio in plastica opaca in diversi alloggiamenti di combattimento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> 4. Giorno 7: Esperimento comportamentale <ol><li> Eseguire gli esperimenti comportamentali con 6-7 giorni di età mosche di sesso maschile. </li><li> Inserire divisori di plastica in ogni camera di combattimento. </li><li> Rimuovere il tappo di cotone dal tubo di isolamento e posizionare il tubo sotto un foro aperto sul lato dell&#39;apparecchio. </li><li> Lasciate che la mosca entra nella camera di combattimento da geotassi negativi, di solito nel giro di pochi secondi. </li><li> Chiudere la parete scorrevole dopo la mosca ha lasciato il tubo ed è entrato nella camera. </li><li> Ripetere la procedura per introdurre il secondo mosca nella camera lotta sull&#39;altro lato del dispositivo. </li><li> Collocare l&#39;apparecchio torna in videotapi illuminatoPosizione ng. </li><li> Iniziare la registrazione di video e rimuovere il divisorio in plastica per consentire le mosche di interagire. <ol><li> Per gli esperimenti Aggressione: <ol><li> In questi esperimenti, registrare combatte per almeno 20 minuti al fine di garantire la formazione di forti rapporti di dominanza. </li><li> Dopo il tempo desiderato, interrompere la registrazione video. </li><li> Rimuovere le mosche dalle camere di combattimento invertendo la procedura descritta sopra. </li><li> Lavare accuratamente l&#39;apparato comportamentale con detergente delicato e acqua dopo ogni uso e risciacquo. </li></ol></li><li> Per &quot;Loser&quot; Esperimenti Effetto: Nota: In questi esperimenti, primi scontri sono considerati come la fase di condizionamento e secondo combatte come la fase di test. Il periodo di riposo tra i combattimenti possono differire, ma 10 minuti permette la formazione di un forte effetto &quot;perdente&quot;. <ol><li> Seguire la procedura sopra descritta per eseguire un primo incontro. </li><li> PUNTO CRITICO: per indurre la formazione di un &quot;perdente&quot; mentalità, eNsure che primi scontri sono almeno 20 minuti lungo al fine di stabilire forti relazioni di dominanza. Dopo 20 minuti, reinserire il divisorio in plastica nelle camere di combattimento per separare le mosche. </li><li> Dopo un periodo di 10 minuti di riposo, rimuovere delicatamente il divisorio in plastica per consentire le mosche di interagire per la seconda combattimenti. </li><li> Alla fine del secondo 20 min lotta, arrestare la registrazione video. </li><li> Rimuovere le mosche delle camere a comportamentali come sopra. </li><li> Ancora una volta, pulire accuratamente l&#39;apparato comportamentale. </li></ol></li></ol></li></ol> 5. Analisi Comportamentale <ol><li> Trasferimento Film <ol><li> Collegare le telecamere al computer. </li><li> Convertire mosche .MTS .Mov mosche e unire clip filmati insieme, utilizzando il video software di conversione e l&#39;opzione &quot;join clip selezionati&quot;. </li><li> Osservare e analizzare ogni film con software di lettura video. </li></ol></li><li> Segnando Comportamento Nota: questo può essere fatto manualmente o noiing comportamentale software programma di analisi, se disponibile. L&#39;illustrazione che segue descrive una possibile analisi manuale per un effetto &quot;perdente&quot;. <ol><li> Punteggio ottenuto il tempo del primo incontro tra le mosche sul tazza cibo (incontri sono interazioni tra coppie di mosche che durano almeno 2 sec) e il tempo di comparsa del primo affondo (un modello di comportamento in cui una mosca erge alto sulla sua zampe posteriori e scatta verso il basso e tenta di afferrare l&#39;avversario). Quindi, segnare la latenza di affondo (l&#39;intervallo tra il primo incontro e il primo affondo). </li><li> Contare il numero totale di incontri e affondi durante un combattimento. Nota: Se si desidera, si può anche segnare altri modelli comportamentali, come minaccia ala, boxe, scherma, ritiro o il numero di incontri prima del primo affondo, per esempio. </li><li> Punteggio momento della creazione di una posizione dominante (tempo che intercorre tra il primo incontro e il momento in cui una mosca ritiri per tre volte consecutive al largo della tazza cibo poppaer la ricezione di affondi). Nota che volare è il vincitore, e che il perdente della lotta. </li></ol></li><li> Calcolo di un effetto &quot;Loser&quot; <ol><li> Dividere il numero di combattimenti in cui perdenti precedenti perdono 2 combattimenti nd (Losers che perdono: LL) per il numero totale di scontri, e moltiplicare per 100. La percentuale ottenuta rappresenta l&#39;effetto &quot;perdente&quot;: [(# Vola LL) / (# lotta totale)] x 100 </li><li> Utilizzare un test chi-quadrato per confrontare se l&#39;effetto &quot;perdente&quot; è statisticamente diverso dal valore atteso del 50%. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

L&#39;era moderna di usare Drosophila con le sue potenti metodi genetici come organismo modello per lo studio di aggressione iniziata circa una dozzina di anni fa, con l&#39;introduzione di nuove arene sperimentali in cui il comportamento di combattimento affidabile potrebbe essere ottenuto con singole coppie di mosche 1,7, 8,17,19. Queste arene comprese le risorse desiderate (una tazza di cibo, potenziali compagni) e uno spazio per perdente vola a ritirarsi in. Quando i risultati ottenuti con queste...

Aggressione in sistemi animali è fortemente associato con l&#39;acquisizione e la detenzione di risorse come il cibo, il territorio e compagni. Dato il ruolo importante questo svolge nella forma fisica degli individui, non è sorprendente che l&#39;aggressione si è evoluta in tutto il regno animale. Come tratto adattivo che avvantaggia direttamente gli individui, una forte componente di apprendimento e la memoria è associata con l&#39;aggressività. In concorso per rango sociale, precedente esperienza di combattimento influenza l&#39;esito dei concorsi successivi. In generale, prima aumenta l&#39;esperienza di perdere, e l&#39;esperienza vincente diminuisce, la probabilità di perdere concorsi successivi (chiamati &quot;perdente&quot; e &quot;vincitore&quot; effetti). Effetti &quot;Loser&quot; sono state osservate in una vasta gamma di specie, e alcuni rapporti suggeriscono che queste possono durare per diversi giorni mentre &quot;winner&quot; effetti di solito sono di durata più breve 2,10,11. La prima relazione di comportamento aggressivonei moscerini della frutta (D. ampelophila) era di Sturtevant nel 1915 in un documento in questione con il riconoscimento del sesso e selezione sessuale 12. Mezzo secolo più tardi, esami più completi di frutta Male vola aggressione sono state fatte, che descriveva la maggior parte dei modelli comportamentali osservati durante i combattimenti mosca della frutta. Questi esperimenti sono stati condotti per lo più in piccoli gruppi di mosche maschio e femmina osservati nel giro di ore 13-15. Recentemente, con l&#39;aggiunta di potenti strumenti genetici, diadiche singole configurazioni lotta sesso e tempi più brevi di osservazione, D. melanogaster è emerso come un importante sistema modello per lo studio della biologia di aggressione 1,16. Analisi di scontri tra stesse coppie sesso di mosche maschio e femmina dimostrato che l&#39;aggressione coinvolge comportamenti stereotipati che la transizione da una all&#39;altra in modo statisticamente affidabile 1,17. Alcuni dei modelli comportamentali osservati sono sesso-specifico, mentre altri si osservano in lottas in entrambi i sessi. Combatte Maschio Vai livelli di intensità più elevate rispetto lotte femminili e risultato nella formazione di rapporti di dominanza con chiare &quot;vincitori&quot; e &quot;vinti&quot;. Allo stato attuale, molti laboratori hanno iniziato a indagare il biochimico 18, neurali 7,19-21, e genetici di 22 basi di aggressione. Purtroppo, una meta-analisi di studi al fine di conoscere le dinamiche di lotta e la formazione e il mantenimento di rapporti di dominanza è problematico a causa dell&#39;uso di una molteplicità di procedure sperimentali in diversi laboratori. Essenzialmente tutte le tecniche descritte in letteratura coinvolgono movimentazione e manipolazione di mosche per introdurli in arene 19,23,24 e durante l&#39;esperimento comportamentale 3,4 trasferire mosche fuori arene. Gentle aspirazione è il modo più comune per manipolare le mosche 3,4,23-25, ma freddo o di CO 2 anestesia sono utilizzati anche 9,26, anche se pstudi revious già hanno segnalato che queste procedure hanno effetti deleteri sul comportamento fly 27,28. Un periodo di almeno 24 ore è suggerita dopo l&#39;uso di anestetici per ridurre al minimo gli effetti sul comportamento 29,30. Mosche imparare dalle precedenti esperienze di combattimento e modificano il loro utilizzo di schemi comportamentali in situazioni nuove, il che suggerisce che apprendimento e la memoria accompagnano e sono conseguenze di incontri agonistici. In questo senso, volano combattimenti assomigliano a situazioni di apprendimento condizionamento operante in cui vola a sapere che una strategia ha funzionato e quindi utilizzare sempre più spesso durante gli incontri successivi. Mosche cambiare le loro strategie di combattimento dopo rapporti di dominanza sono stati stabiliti durante i combattimenti, con i vincitori affondo sempre di più e vinti sempre meno. Dopo un periodo di separazione, perdenti precedenti mostrano un comportamento molto più remissivo e sono altamente probabile perdere 2 ° combatte se abbinato con fl ingenuai precedenti vincitori o 3,4. Tuttavia, l&#39;assenza di una procedura sperimentale che esclude la gestione di mosche ha fatto studi approfonditi di effetti &quot;perdente&quot; difficili. In un recente studio, abbiamo confrontato due procedure sperimentali comunemente impiegati nei laboratori (aspirazione e freddo-anestesia) per introdurre le mosche nelle camere di comportamento alla nuova procedura che elimina la manipolazione. I risultati hanno mostrato che a freddo anestesia avuto molto maggiori effetti negativi sulla aggressione di aspirazione, ma anche l&#39;aspirazione ridotto il livello di aggressività da mosche. Aspirazione, tuttavia, ha causare effetti altamente significativi sulla apprendimento e la memoria che accompagnano l&#39;aggressione. A seguito di protocollo identici con due procedure sperimentali (aspirazione e senza manipolazione), un effetto robusto &quot;perdente&quot; è stato osservato solo quando la gestione di mosche è stato eliminato dalla procedura 5,6 sperimentale. Idealmente, studi di Drosophila aggressione in labolabo- dovrebbero includere situazioni ambientali che vola normalmente incontrano in natura (competizione per le risorse, il territorio a difesa e lo spazio di fuga). Inoltre, le condizioni sperimentali devono essere ottimizzate per indurre in modo affidabile, osservare e interpretare il comportamento in esame (cercano di minimizzare la movimentazione degli animali, limitare l&#39;uso di CO 2 come anestetico, e standardizzare le procedure sperimentali). Nel tentativo di affrontare la maggior parte o tutti questi problemi, abbiamo progettato un nuovo apparato comportamentale che elimina la manipolazione di mosche prima, durante e dopo la loro introduzione in arene comportamentali. Con questi apparecchi, le mosche usano i loro geotassi negative innate per essere spostati e trasferiti all&#39;interno e all&#39;esterno delle camere di lotta. Eliminando la manipolazione di mosche, il protocollo mira a: (a) ridurre la variabilità comportamentale tra individui; (b) ridurre il tempo necessario per mosche di interagire e generare rapporti di dominanza chiare (maschi); e (c) indurre affidabile forte behavio abbastanzamodifiche ral per consentire la formazione di effetti &quot;perdente&quot;. Questo protocollo descrive un nuovo apparato sperimentale e una procedura passo passo per analizzare aggressione e per consentire la formazione di un forte effetto &quot;perdente&quot; in D. melanogaster. Ci aspettiamo che questo apparato comportamentale può essere facilmente adattato per lo studio di altri comportamenti sociali esibiti dai moscerini della frutta.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="665">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Drosophila melanogaster pupa</td>
			<td style="width:163px;">Bloomington Stock Center</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Standard fly food</td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Fabricated in-house.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Behavioral chambers</td>
			<td style="width:163px;">Mike machine</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Fabricated in-house. Directly&#160; contact the compagny for more informations.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Borosilicate glass vials</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">47729-576</td>
			<td style="width:167px;">16 x 10 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton</td>
			<td style="width:163px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:119px;">22-456-881</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pasteur pipettes</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">53300-567</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Paintbrush&#160;</td>
			<td style="width:163px;">Blick Art Material</td>
			<td style="width:119px;">06157-7030</td>
			<td style="width:167px;">Round , Size 3/0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Toothpick</td>
			<td style="width:163px;">N/A</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Acrylic paint (blue/white)</td>
			<td style="width:163px;">Blick Art Material</td>
			<td style="width:119px;">01637-5172/01637-1022</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dry active yeast</td>
			<td style="width:163px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">YSC2-500G</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Srew cap tube</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">10011-394&#160;</td>
			<td style="width:167px;">15 mm diameter, 10 mm height</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">22363212</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tape</td>
			<td style="width:163px;">N/A</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plastic slices</td>
			<td style="width:163px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">70329-40</td>
			<td style="width:167px;">22 x 40 x 0.25 mm Thickness</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Light source (bulb)</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">500003-418</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Timer</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">62344-641</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Incubator</td>
			<td style="width:163px;">Percival</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Directly contact the constructor for more informations.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Carbon Dioxide Dry (CO2)</td>
			<td style="width:163px;">Medical-Technical Gases, Inc</td>
			<td style="width:119px;">14H31</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Binocular</td>
			<td style="width:163px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">SMZ-745</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Camera (SONY Handycam&#160; HDR-CX330)</td>
			<td style="width:163px;">B&#38;H</td>
			<td style="width:119px;">SOHDRCX330B</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Computer</td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">With a minimum of 1.4 Ghz Processor, running Microsoft Windows or Machintosh HD</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">ClipWrap</td>
			<td style="width:163px;">Download online</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Any importing software can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">QuickTime Player</td>
			<td style="width:163px;">Download online</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Any reading software can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">GraphPad Software</td>
			<td style="width:163px;">Online</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Any statistical software can be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a new approach that eliminates handling for studying aggression and the "loser" effect in drosophila melanogaster

Il comportamento aggressivo in Drosophila melanogaster è composto l&#39;espressione sequenziale di modelli di comportamento stereotipati (per l&#39;analisi vedi 1). Questo comportamento complesso è influenzata da fattori genetici, ormonali e ambientali. Come in molti organismi, precedente esperienza di combattimento influenza la strategia di combattimento di mosche e l&#39;esito dei concorsi successivi: perdere una lotta aumenta la probabilità di perdere gare successive, rivelando effetti &quot;perdente&quot;, che probabilmente coinvolgono apprendimento e la memoria 2-4. L&#39;apprendimento e la memoria che accompagna l&#39;espressione di comportamenti sociali complessi come l&#39;aggressione, è sensibile al pre-test gestione degli animali 5,6. Molte procedure sperimentali sono utilizzati in diversi laboratori per studiare aggressione 7-9, tuttavia, non abitualmente protocollo utilizzato che esclude movimentazione di linea è attualmente disponibile. Qui, segnaliamo un nuovo apparato comportamentale che elimina la manipolazione di mosche, con instead loro innate risposte geotactic negative per spostare gli animali all&#39;interno o all&#39;esterno delle camere di combattimento. In questo protocollo, le piccole arene di combattimento circolari contenenti una tazza di cibo sono divise in due metà uguali da un cursore in plastica estraibile prima dell&#39;introduzione di mosche. Le mosche entrano camere dai loro flaconi di isolamento a casa via porte scorrevoli da camera e geotassi. Dopo la rimozione di cursori di plastica, le mosche sono liberi di interagire. Dopo periodi di tempo specificati, le mosche sono separati di nuovo slider per la successiva sperimentazione. Tutto questo è fatto facilmente senza la manipolazione di singoli mosche. Questo apparecchio offre un nuovo approccio per studiare l&#39;aggressione e l&#39;apprendimento e la memoria associata, compresa la formazione di effetti &quot;perdente&quot; nei combattimenti mosca. Inoltre, questo nuovo apparato comportamentale generico può essere impiegato per studiare altri comportamenti sociali di mosche e dovrebbe, in generale, essere di interesse per investigare esperienza cambia legati a processi comportamentali fondamentali.

Questa sezione presenta la forma della camera comportamentale e l&#39;analisi di un tipico insieme di esperimenti comportamentali secondo il protocollo descritto sopra misurazione aggressività e la formazione di un effetto &quot;perdente&quot;. Illustrato sono anche esempi di altri comportamenti che possono essere misurati con questo apparecchio. La figura 6 mostra una rappresentazione schematica del nuovo apparecchio. L&#39;apparecchiatura è composta da tre pozzi cilindri...

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A New Approach that Eliminates Handling for Studying Aggression and the &quot;Loser&quot; Effect in Drosophila melanogaster

Durante mosca della frutta lotte, i modelli comportamentali osservati, combattere la dinamica e l&#39;apprendimento e la memoria associata sono influenzate dalle condizioni sperimentali. Il protocollo presentato qui descrive una nuova procedura che elimina del tutto la gestione di mosche durante gli esperimenti. Questo migliora la dinamica di lotta e consente la formazione di forti effetti &quot;perdente&quot;.

Un nuovo approccio che elimina la gestione per lo studio Aggressione e l&#39;effetto &quot;Loser&quot; in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aggressive behavior in Drosophila melanogaster is composed of the sequential expression of stereotypical behavioral patterns (for analysis see 1). This ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

A New Approach that Eliminates Handling for Studying Aggression and the "Loser" Effect in Drosophila melanogaster

9.5K Views.  Harvard Medical School.  Durante mosca della frutta lotte, i modelli comportamentali osservati, combattere la dinamica e l'apprendimento e la memoria associata sono influenzate dalle condizioni sperimentali. Il protocollo presentato qui descrive una nuova procedura che elimina del tutto la gestione di mosche durante gli esperimenti. Questo migliora la dinamica di lotta e consente la formazione di forti effetti "perdente". 

Video: A New Approach that Eliminates Handling for Studying Aggression and the "Loser" Effect in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Ricerca

Neuroscienze

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection associato e test Elettrofisiologia allo schermo per la bioattività dei composti con il Drosophila melanogaster Sistema Fiber Giant

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualizzazione dei Propriorecettori in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve e pupe

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinazione del locomotore attività spontanea in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Assay Semplice per la quantificazione della Social Prevenzione in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condizioni che influiscono spazio sociale in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Ad alta risoluzione quantificazione del comportamento Odor-guidata<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilizzo della<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un test comportamentale per Mechanosensation di cloni in marcm-based<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Foraggiamento protocollo percorso di lunghezza per<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Le larve

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Un modo semplice per misurare alterazioni in ricompensa il comportamento di ricerca Utilizzando<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...