The authors want to thank Dr. Tadmiri Venkatesh for his encouragement to prepare this manuscript, Dova Brenman and Selwyn Chui for their constructive comments, Elyssa Burg and Wayne Rasband for designing the macro in ImageJ for all interfly distances and for nearest neighbor distances. The authors also want to thank the reviewers for their constructive comments.
A.A.A, M.C.C. and A.F.S were responsible for research design; S.N.J., A.A.A, M.N., Z.R., and A.J.M. performed the experiments. A.A.A, M.N., A.J.M. and M.C.C and A.F.S. analyzed the data; A.R.M. and A.F.S. wrote the manuscript.
This work was supported by PSC-CUNY research awards, jointly funded by The Professional Staff Congress and The City University of New York to A.F.S.; by internal funding from Western University to A.F.S.; by a Mathematics, Biology, Chemistry, and Geology majors scholarship for teachers-in-training and by a Louis Stokes Alliance for Minority Participation scholarship to A.A.A.

1. Attrezzature e reagenti creato in casa (vedi elenco dei materiali per gli Altri) <ol><li> Preparare un apparato di anestesia fredda Drosophila come descritto in precedenza 8. </li><li> Preparare un aspiratore mosca come descritto in precedenza 13. </li><li> Preparare camere spazio sociale e titolari. <ol><li> Ordinare o fare lastre di vetro e distanziali acrilico per creare le camere di spazio sociale. Ogni camera di spazio sociale è costituito da due lastre di vetro quadrati (17,6 cm per 17,6 cm, con uno spessore di 0,3 cm), due giusti distanziali triangolo acrilico (con un&#39;altezza di 16,5 cm, una base di 8,9 cm, con uno spessore di 0,3 cm ), e due spazi rettangolari (9 cm per 1,5 cm con uno spessore di 0,3 cm) (Figura 1A). </li><li> Montare il vetro e acrilico camera spazio sociale tale che è identica alla camera in Figura 1B. Per fare ciò, iniziare inserendo un distanziale triangolare piatta sulla parte superiore di un pannello quadrato di vetro in modo che l&#39;angolo rettodel distanziale triangolare è allineato con uno degli angoli del riquadro quadrato. Successivamente, posizionare il secondo distanziale piatto triangolare sulla parte superiore del pannello piazza, rispecchiando il primo distanziale triangolare. NOTA: Assicurarsi di indossare i guanti per non contaminare i pezzi con oli e profumi dalle vostre mani. </li><li> Inserire due piccoli distanziatori rettangolari piane sopra il riquadro piazza, lungo il lato del pannello che non è coperto. I distanziatori acrilico sulla parte superiore del piano piazza ora dovrebbero formare un&#39;arena triangolare. </li><li> Posizionare un secondo pannello quadrato di vetro sulla parte superiore dei distanziali acrilici tale che sia allineato sopra il riquadro originale di vetro inferiore. </li><li> Utilizzare quattro clip legante per fissare i vetri e distanziali insieme per formare la camera di spazio sociale. Inserire una clip vicino all&#39;angolo, sul lato lungo ciascuno dei distanziatori triangolari, fissandoli all&#39;interno delle lastre di vetro. Su questi stessi lati, inserire una clip in un angolo adiacente, su ciascuno dei distanziatori rettangolari, fissandoli inlato i vetri. </li><li> Assemblare un cavalletto di sostegno ed un morsetto matraccio tale che il morsetto manterrà la camera spazio sociale in posizione verticale, come la camera di spazio sociale poggia sul suo bordo sulla parte superiore della superficie di lavoro. </li><li> Per ogni ripetizione nell&#39;esperimento, assemblare una camera di spazio sociale e sostenere stare. </li></ol></li><li> Preparare un apparato di risposta test arrampicata per verificare la capacità di salita delle mosche testati. <ol><li> Utilizzare un apparato in controcorrente, come precedentemente descritto 14,15. </li></ol></li><li> Garantire un&#39;illuminazione omogenee eseguendo l&#39;esperimento su una superficie di lavoro coperto con un coperchio panchina bianca e di fronte a uno sfondo bianco. </li></ol> 2. Preparazione delle mosche prima dell&#39;esperimento <ol><li> Mantenere mosche in flaconi contenenti standard di Drosophila volare cibo. Tenerli in una camera di incubazione a 25 ° C su una luce 12 hr / buio ciclo. </li><li> Uno o due giorni prima della postaXperiment, raccogliere e sesso vola in anestesia freddo, come descritto in precedenza 8. <ol><li> Raffreddare l&#39;apparecchio di anestesia freddo a -4 ° C. Luogo vola in 50 ml provette di plastica. Immergere completamente le provette di plastica contenenti mosche in ghiaccio in un secchio di ghiaccio isolato, attendere almeno 5 minuti per le mosche di diventare immobile. </li><li> Posizionare linea sul foglio di polietilene dell&#39;apparato anestesia fredda. A RT, utilizzare uno stereomicroscopio per separare i maschi dalle femmine. Mantenere le mosche, in gruppo, in flaconi contenenti norma Drosophila volare cibo, non supera i 40 mosche per flaconcino. </li></ol></li><li> Due ore prima dell&#39;inizio dell&#39;esperimento, assicurarsi che la temperatura della stanza in cui verrà eseguita l&#39;esperimento è compresa tra 24-25 ° C e l&#39;umidità è circa il 50%. </li><li> Trasferire le mosche in nuove fiale contenenti cibo, e metterli per 2 ore sul piano di lavoro in cui verrà eseguita l&#39;esperimento. NOTA: Per questi speriments, i ceppi mosca utilizzati sono stati Drosophila ceppi melanogaster: Cantone-speciali o Canton-S (CS), w 1118 Cs 10 (o W - w 1118 outcrossed 10 volte di Canton-S), Oregon e Samarcanda mosche erano tutti dal nostro laboratorio 16 titoli; Mosche Elwood sono stati raccolti in autunno 2011 nel quartiere Elwood di Huntington, a Long Island, New York, Stati Uniti d&#39;America 8. A parte quando diversamente specificato, i risultati presentati sono stati ottenuti con Canton-S mosche (nei toni del rosso). </li></ol> 3. Esecuzione dell&#39;esperimento <ol><li> Eseguire l&#39;esperimento 12:00-03:00 (ora Zeitgeber - il tempo in ore dopo l&#39;insorgenza di luce - di ZT 4-7). </li><li> Preparare la camera di spazio sociale per il trasferimento di mosche. <ol><li> Posizionare una TV camera di spazio sociale su un piano di lavoro, con il lato contenente distanziatori rettangolari più vicini al vostro corpo. </li><li> Rimuovere one fermaglio più vicino il vostro corpo e far scorrere un distanziale rettangolare verso l&#39;esterno, creando un gap di circa 1 cm tra i distanziatori rettangolari. </li><li> Con del nastro e un pennarello, etichettare la camera di spazio sociale in un angolo superiore con il sesso, lo sforzo, e il numero di ripetizione. Fare attenzione al fine di garantire il nastro non copre parte dell&#39;arena triangolare interno. </li></ol></li><li> Trasferire le mosche nella camera di spazio sociale. <ol><li> Trasferimento vola da loro flacone contenente cibo in un nuovo, fiala vuota. Aspirare aria dal fiala vuota e trasferirli nella camera di spazio sociale. <ol><li> Inspirate per disegnare le mosche nella punta dell&#39;aspiratore. Posizionare la punta nella fessura 1 cm tra i distanziatori rettangolari della camera di spazio sociale ed espirare a un ritmo costante per forzare linea nell&#39;arena triangolare interno. </li><li> Immediatamente far scorrere il distanziatore rettangolare al suo posto, chiudendo la base dell&#39;arena triangolari interiore, e posizionare la clip legante indietro. </li></ol></li&gt; </ol></li><li> Su un pad martellamento, che si trova sul banco diverso da quello in cui il lavoro sperimentale avviene, tenere la camera spazio sociale montante tale che i distanziatori rettangolari sono sul lato inferiore. Pound tre volte per garantire tutte le mosche sono caduti sul fondo dell&#39;arena. NOTA: A causa del distanziale in acrilico che esce la più piccola dimensione della camera (Figura 1D), battere i gomiti sul piano di lavoro, pur mantenendo una presa sicura su apparati per garantire le mosche sono caduti sul fondo. </li><li> Avviare un timer. </li><li> Posizionare la camera spazio sociale sul piano di lavoro e utilizzando il cavalletto pallone di supporto e morsetto per tenerlo in posizione verticale. Posizionare un righello o un adesivo di lunghezza nota piatto contro la camera di spazio sociale, ma non a copertura di qualsiasi parte dell&#39;arena triangolare interno. <ol><li> Per gli esperimenti in posizione orizzontale, non posizionare la camera di spazio sociale nel cavalletto di sostegno; invece porre l&#39;appartamento camera di spazio sociale sul piano di lavoro. </li></ol&gt; </li><li> Quando le mosche si sono stabiliti, di solito dopo circa 30 minuti, scattare una foto della camera di spazio sociale. Assicurarsi che il telaio contiene l&#39;intera arena interna triangolare, il sovrano, e l&#39;etichetta. </li><li> Ripetere l&#39;esperimento per ogni genotipo e condizione (idealmente 3 repliche interne e 3 ripetizioni indipendenti). </li></ol> 4. Analizzare lo spazio dati sociale <ol><li> Importare i seguenti macro in ImageJ 17 <ol><li> ImageJ è disponibile qui: http://rsbweb.nih.gov/ij/. </li><li> È possibile creare un comando &#39;misurare le distanze &quot;nel menu Plugin salvando le macro di seguito in un file chiamato&#39; Measure_Distances.txt &#39;nella cartella di ImageJ / plugins, nella sottocartella macro, e con il comando Aiuto&gt; comando Update Menu&#39;. </li><li> Copia in un file .txt le macro che sono forniti in dati supplementari e sono stati originariamente pubblicati in 3. </li></ol></li><li> Caricare le foto su un computer, e aprire uno picture utilizzando ImageJ. <ol><li> Creare una scala tracciando una linea da 0 cm a 1 cm segni sul righello nella foto, e sotto la scheda Analizza, scegli la funzione Imposta Scala per impostare una scala di 1 cm per quella distanza (stesso approccio per la vignetta di lunghezza nota). Scegliere l&#39;opzione globale prima di applicare la scala per l&#39;immagine. </li><li> Ritagliare l&#39;immagine utilizzando la funzione Ritaglia nella scheda Immagine tale che include tutte le mosche, mentre la rimozione come gran parte del resto del quadro il più possibile. </li><li> Rendere l&#39;immagine in bianco e nero, scegliendo a 8 bit dall&#39;opzione Tipo nella scheda Immagine. </li><li> Rimuovere tutti i rumori di fondo dal quadro andando alla funzione Soglia sotto l&#39;opzione Regola della scheda Immagine. Trascinare i cursori per aumentare o rimuovere il contrasto in modo che il corpo di ciascun volo può essere visto chiaramente senza altre marcature nell&#39;immagine. Se ci sono segni che non sono le mosche, li cattura con lo strumento rettangolare ed eliminarli. </li><li> Impostare ille misurazioni utilizzando lo strumento Misure Imposta nella scheda Analisi. Selezionare Area, Centro della Messa, Centroid, e Etichetta visualizzata. Quindi, scegliere il Particelle Analizza presentano nella scheda Analizza per creare un elenco numerato di tutte le macchie nere che rappresentano mosche. <ol><li> Quando si utilizza Analizzare le particelle; Dimensioni set 0,01-0,1 (non scegliere unità pixel); circolarità 0,00-1,00; mostrare contorni; visualizzare i risultati, e aggiungere al responsabile. </li><li> Assicurarsi che ogni macchia nera (ogni particella) è una rappresentazione accurata delle mosche che sono nell&#39;immagine originale, confrontando l&#39;elenco numerato per l&#39;immagine originale. NOTA: Se alcune mosche che sono molto vicine tra loro contati come una particella, disegnare manualmente una linea bianca per separare le due mosche sull&#39;immagine binaria. </li></ol></li><li> Mentre è selezionato nell&#39;elenco, utilizzare il vicino più vicino - Lista distanze macro sotto la seconda opzione Macro nella scheda Plugin per creare un nuovo elenco contenente le distanze, in cm, da EAch volare a loro vicino più prossimo. </li></ol></li><li> Copiare i più vicini distanze vicine da ImageJ e incollarlo in una colonna di un foglio di calcolo. <ol><li> Compilare tutti i dati di ogni ripetizione sullo stesso foglio di calcolo e di organizzare per il genotipo e condizione. </li></ol></li><li> Eseguire l&#39;analisi dei dati utilizzando il software statistico. In questo esperimento, Grafico Pad Prism (versione 6 per MacOSX, GraphPad Software, San Diego California, www.graphpad.com) è stato utilizzato per condurre un ANOVA e test Kruskal-Wallis, Tukey e post-hoc test di Dunnet. </li><li> La distribuzione delle distanze segue una distribuzione non parametrica 1, ei dati sono rappresentati come scatola e baffi di Tukey (per eliminare outliers). </li></ol> 5. Arrampicata Assay (comportamento di controllo) <ol><li> Utilizzare un test di arrampicata come un controllo di mosche di prova di salita 14,15,18. <ol><li> Utilizzare l&#39;apparato controcorrente tale che tre prove cun essere eseguito in parallelo. </li></ol></li><li> Trasferire 50 a 100 mosche ingenui (mosche, che non sono stati testati in precedenza) in tre fiale di test differenti, e li scattare in 1 °, 3 ° e l&#39;ultimo slot nella parte inferiore di apparecchi controcorrente, con le fiale freschi vuoti nelle posizioni opposte. </li><li> Luogo fresco, i flaconi vuoti negli slot vuoti nella parte inferiore dell&#39;apparecchiatura. </li><li> Premere giù dell&#39;apparecchiatura tre volte, in modo che tutte le mosche sono in fondo di ogni tubo, per iniziare l&#39;esperimento. </li><li> Avviare il timer per 15 secondi (tempo sufficiente per ~ 100% di 3-7 giorni di età Canton-S per raggiungere la fiala superiore - vedi figura 3F). </li><li> Far scorrere la parte superiore dell&#39;apparecchiatura controcorrente, per spostare i primi flaconi di uno slot. </li><li> Raccogliere mosche toccando l&#39;apparecchio verso il basso, per portare tutte le mosche nei flaconcini di fondo. <ol><li> 1 ° e 2 tubi nd (o 3 ° e 4 °, 5 ° </sup&gt; e 6 °) corrispondono rispettivamente alle mosche che non hanno raggiunto verso l&#39;alto e le mosche che hanno raggiunto la fiala superiore. </li></ol></li><li> Calcolare il Performance Index (PI). <ol><li> Contare il numero di mosche in ogni fiala. </li><li> Il PI è la percentuale di mosche in grado di salire sul tubo superiore. </li><li> I mezzi di PI seguono una distribuzione normale 1, ei dati sono rappresentati come grafici delle colonne di media più o meno l&#39;errore standard a media (SEM). NOTA: In alternativa, il PI può essere calcolata come la percentuale di mosche in grado di raggiungere la parte superiore della fiala inferiore (per le mosche anziani, 5 sec è il tempo sufficiente per quantificare una differenza in salita tra infette e non infette 12 giorni Canton-S quantificati da un fermo immagine: vedere i risultati). Altri hanno usato diverse misure di performance geotassi negativi improvvisi indotto, che sono anche opportuno quantificare salita 19-22. </li></ol></li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

In questo protocollo, una procedura dettagliata per la quantificazione dello spazio sociale è stato descritto. Alcuni passi cruciali per garantire l&#39;esperimento è successo sono: 1) usare sempre i guanti durante la pulizia e messa in opera dell&#39;apparecchiatura, per mantenere i propri oli e profumi fuori dalla camera interna dell&#39;apparato, 2) garantire le mosche sono raccolti almeno un giorno prima l&#39;esperimento per ridurre gli effetti potenziali di anestesia freddo, 3) 2 ore prima dell&#39;esperimento f...

Le interazioni sociali sono fondamentali per il corretto sviluppo e la salute degli individui all&#39;interno di un gruppo nel suo insieme, e possono essere osservati tra le numerose specie, dagli esseri umani (Homo sapiens) a organismi più semplici come i moscerini della frutta (Drosophila melanogaster) 5,6. Un individuo moscerino della frutta o di condivisione umana mezzi comuni per elaborare le informazioni sensoriali durante queste interazioni, che si tratti di: uditiva, visiva, olfattiva, tattile o gustation. Noi e gli altri ipotizzare che ci sia un neurocircuitry potenzialmente condivisa sottostante risposte comportamentali alle interazioni sociali, e che le cellule neuronali e geni coinvolti potrebbe essere evolutivo conservati 7. Una volta che si è verificato l&#39;interazione iniziale, lo spazio sociale tra gli individui interagenti sarà o aumento (evitamento sociale 8) o diminuire (formazione di gruppi / aggregazione 5). Interazioni più complesse, come l&#39;aggressività o di corteggiamento, possono quindi prendere posto. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Né strumenti e metodi sofisticati, né grandi investimenti in tempo e la formazione sono necessari per quantificare questo semplice forma di comportamento sociale, rendendolo un potente strumento analitico. Qui, spieghiamo un protocollo semplice che quantifica la distanza inter-fly, o spazio sociale, per valutare l&#39;interazione sociale in gruppi stabili di Drosophila melanogaster, usati nei seguenti studi 1-4,9. Spazio sociale si riferisce ad una misura della distanza tra una mosca e il suo vicino più vicino 10. Spazio sociale è coerente per una data popolazione di D. melanogaster quando le condizioni sperimentali sono conservati (in media circa in 1-2 lunghezze corpo), e varia rispetto alla esperienza sociale di linea, aumentando se l&#39;individuo è stato tenuto in isolamento 1. La corretta visione è necessario per mantenere normale la distanza sociale, ma non odoranti classiche o percezione CVA 1. Misura dello spazio sociale può quindi essereutilizzato come strumento diagnostico per analizzare le interazioni sociali e quantificare il comportamento sociale in D. melanogaster 1. Descriviamo qui in dettaglio come eseguire questa quantificazione, e in che misura variabili sperimentali comuni influenzano questo comportamento. Si dimostra che l&#39;orientamento della camera in cui viene eseguito il test, così come il numero di mosche - in misura - fare colpisce spazio sociale. E &#39;stato precedentemente dimostrato che la geometria della camera colpisce spontaneo movimento esplorativo di mosche 11,12, e questo fenomeno potrebbe in ultima analisi, avere un impatto in cui decidono di stabilirsi. Tuttavia, finché la densità mosca (fly / cm 2) e l&#39;orientamento della camera è mantenuta la stessa, lo spazio sociale della linea rimane costante. La robustezza di questo test è illustrata dal fatto che laboratori indipendenti utilizzando diverse dimensioni della camera, la forma e l&#39;orientamento in grado di replicare il risultato visualizzato dal mutanti del whgene ite (che colpisce pigmentazione dell&#39;occhio), che è uno spazio sociale incremento (triangolo verticale o cerchio orizzontale in 1, piazza orizzontale con flusso d&#39;aria in 3). I nostri risultati indicano anche che mantenere il momento in cui viene eseguito l&#39;esperimento spazio sociale è fondamentale per la coerenza dei risultati, come abbiamo dimostrato che i maschi, ma non le femmine, sono più distanti la sera. Tuttavia, le differenze tra le viste diurne e serali ore non sono dovute a differenze di attività di linea, e discutiamo argomenti che indicano che i livelli di attività non sono correlati con lo spazio sociale. Infine, ci sono basi genetiche alla determinazione dello spazio sociale, come indicato dal mutante bianco già descritto 1,3, e le differenze tra i vari ceppi inbred e catturati in natura di mosche che vi presentiamo qui. Pertanto, questo test rappresenta un eccellente strumento fo studiare gli effetti della genetica e fattori ambientali.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stereo Zoom Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon&#160;&#160;</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td>Any other standard scope for fly handling would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brushes&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for pushing flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jazz-mix</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>33545</td>
			<td>any other standard drosophila food would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Alarm Timer/Stopwatch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Sharpie pens</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium size binder clips</td>
			<td>Staples</td>
			<td></td>
			<td>to hold the chambers together: 1-1/4&#34; (32mm) medium clips with 5/8&#34; capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small SupportStands</td>
			<td>Carolina&#160;</td>
			<td>707161</td>
			<td rowspan="2">to hold the chambers in a vertical orientation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buret clamps</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>707362</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&#160;Coolpix S8000&#160;</td>
			<td>to take the still pictures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small ruler</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to be able to scale the picture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trifold board and white bench cover</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to provide a white background, and a homogeneous light.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pounding pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any mouse pad works.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism 6</td>
			<td>GraphPad Software Inc.</td>
			<td>Prism 6 for Mac OS X</td>
			<td>Any statistical analysis software with t-test, one-way and two ANOVA would work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

conditions affecting social space in drosophila melanogaster

Il test spazio sociale qui descritto può essere utilizzato per quantificare le interazioni sociali di Drosophila melanogaste r - o di altri piccoli insetti - in modo semplice. Come abbiamo precedentemente dimostrato 1, in una camera a due dimensioni, abbiamo prima forza linea per formare un gruppo compatto, successivamente consentendo loro di loro distanza preferito l&#39;uno dall&#39;altro. Dopo che le mosche si sono stabiliti, si misura la distanza dal vicino più prossimo (o spazio sociale), l&#39;elaborazione di un quadro statico con il software online gratuito (ImageJ). L&#39;analisi della distanza del vicino più prossimo permette ai ricercatori di determinare gli effetti di fattori genetici e ambientali sulla interazione sociale, mentre il controllo di potenziali fattori di confondimento. Diversi fattori quali la capacità di arrampicata, l&#39;ora del giorno, il sesso, e il numero di mosche, possono modificare la spaziatura sociale di mosche. Ci proponiamo quindi una serie di controlli sperimentali per mitigare questi effetti confondenti. Questo test puòessere utilizzato per almeno due scopi. In primo luogo, i ricercatori possono determinare in che modo il loro turno ambientale preferito (come l&#39;isolamento, la temperatura, lo stress o tossine) avrà un impatto sociale, spaziatura 1,2. In secondo luogo, i ricercatori possono sezionare le basi genetiche e neurali di questa forma di base del comportamento sociale 1,3. In particolare, abbiamo usato come uno strumento diagnostico per studiare il ruolo dei geni ortologhi si ritiene siano coinvolti nel comportamento sociale in altri organismi, come i geni candidati per l&#39;autismo negli esseri umani 4.

La camera di spazio sociale può essere utilizzato come strumento per quantificare il comportamento sociale di Drosophila melanogaster. Distanziatori acrilico e vetri sono ritagliati insieme per formare un&#39;arena triangolare interno che fornisce una superficie a due dimensioni in cui vola può formare gruppi stabili senza la presenza di molti spunti potenzialmente confondenti. Quando le mosche sono trasferiti per l&#39;arena verticale, vengono sorpresi da essere sfruttato in giù, e rispondono con un comport...

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Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condizioni che influiscono spazio sociale in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

conditions-affecting-social-space-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

12.0K Views.  University of Western Ontario. The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Video: Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Ricerca

Neuroscienze

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Stimolazione Optogenetic del comportamento in Fuga<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinazione del locomotore attività spontanea in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Assay Semplice per la quantificazione della Social Prevenzione in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un test comportamentale per Mechanosensation di cloni in marcm-based<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Foraggiamento protocollo percorso di lunghezza per<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Le larve

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Il capillare alimentatore Assay Misure assunzione di cibo in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Misurazione e l&#39;alterazione di accoppiamento Drive a Maschio<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

In Vivo Optical Calcium Imaging della plasticità sinaptica indotta dall'apprendimento in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

Adattamento della microrespirometria per la Drosophila - Approfondimenti sul metabolismo dei mutanti CASK

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

Autore in primo piano: Influenza della temperatura su Drosophila melanogaster e coleotteri adattati al deserto 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

Misurazione del consumo di O2 in Drosophila melanogaster mediante microrespirometria coulometrica

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...

Methods Article

Condizioni che influiscono spazio sociale in