This work was supported by NIH-NIDCR IRO1DE019355 (MJ Yost, PI), and NSF-EPSCoR (EPS-0903795).

1. Determinare la percentuale di solidi in batch Collagene <ol><li> Estrarre il collagene seguito di una procedura precedentemente pubblicato 13. Scongelare un minimo di 20 ml di collagene. Determinare la percentuale iniziale di solidi collagene nel batch per manipolare la concentrazione collagene nel idrogel formati. <ol><li> Tagliare tre pezzi di foglio di alluminio (circa 6 x 6 cm) e la forma ciascuno come una vaschetta utilizzando il fondo di un bicchiere 25 ml. Registrare il peso di ciascun piatto. </li><li> Aggiungere una piccola quantità di collagene per ogni vaschetta e registrare il peso totale della vaschetta di alluminio e collagene. Aggiungere 0,5 - 0,8 g di collagene su ogni vaschetta di alluminio. Nota: Dopo questo passo, ci sono tre vaschette foglio di alluminio e ognuno dovrebbero avere una piccola quantità di collagene. Assicurarsi di registrare il peso di ciascuna (totale 3) vaschetta di alluminio vuota e il peso della padella dopo l&#39;aggiunta di collagene. </li><li> Calcolare il peso del collagene in ciascuna vaschetta usando l&#39;fopo formula: peso Collagene = Pan e peso collagene - peso Pan </li><li> Posizionare i tre pentole in alluminio che trattengono il collagene in forno a 100 ° C per 24 ore. </li><li> Dopo 24 ore, registrare il peso di ciascuna vaschetta di alluminio e il collagene disidratato. </li><li> Calcolare il peso del collagene disidratato mediante la seguente equazione: Disidratata peso collagene = Pan e peso collagene disidratato - peso Pan </li><li> Calcolare la percentuale di solido per i tre campioni per determinare la concentrazione di solidi collagene utilizzando la seguente formula: <img alt="Equazione 2" src="/files/ftp_upload/53578/53578eq2.jpg" /></li><li> Calcolare il contenuto medio collagene solida del batch utilizzando la percentuale di solidi collagene per ciascuno dei tre campioni. Nota: Il collagene che verrà utilizzato è ciò che resta del collagene idratato. sarà utilizzato Nessuno di collagene disidratato. </li><li> Dopo la determinazione della percentuale di collagene solido (ila concentrazione di collagene nitial) del lotto, continuare a utilizzare il collagene idratato rimanente. Utilizzare un pHmetro calibrato per regolare il pH del lotto collagene per 3. <ol><li> Aggiungere piccole quantità (2-5 ml per volta) di 12 N acido cloridrico (HCl). Tenere in ghiaccio in ogni momento. Non aggiungere cloridrico direttamente al collagene - aggiungere l&#39;acido al lato del tubo. Dopo aver aggiunto l&#39;acido, utilizzare la spatola per spingere l&#39;acido al collagene e rapidamente mescolare. </li></ol></li><li> Una volta raggiunto un pH di 3, lasciate riposare il collagene O / N a 4 ° C. </li></ol></li></ol> 2. Preparazione del BSA gomma <ol><li> Preparare la soluzione di albumina sierica bovina (BSA) seguendo la procedura di seguito elencati. <ol><li> Preparare la soluzione 2x tampone fosfato (PBS). Aggiungere due compresse PBS a 100 ml di acqua per fare 0,02 soluzione M PBS. </li><li> Combinare BSA con 2x PBS per creare una soluzione di BSA 30% utilizzando la procedura di seguito elencati. <ol><li> Ad esempio, per effettuare una BSA 30% con 30 ml di PBS 2x, utilizzare 12,9 g di BSA. Aggiungere 1/3 del 2x PBS (ad esempio, 10 ml) in un pallone con un ancoretta. Aggiungere 1/2 della BSA (ad esempio, 6,45 g BSA) al pallone e con una spatola, bagnare il soluto secca. </li><li> Ripetere questo processo di aggiunta di PBS e BSA finché tutto il soluto e solvente è nel pallone. Utilizzare la spatola per bagnare tutto il soluto. Si sarà simile a una miscela di un liquido e grumi. Lasciate riposare per circa 30 minuti. </li><li> Quindi, accendere l&#39;agitatore su un ciclo basso e fare in modo che non ci siano grumi di tutto il ancoretta. Si dovrebbero prendere 90 minuti per ottenere tutto in soluzione o può essere lasciata mescolando O / N a 4 ° C. Dopo il soluto è tutto dissolto, porre la soluzione in una siringa da 20 ml e ricoperto con un filtro a siringa 0.20 micron. Premere il pistone per espellere liquido attraverso il filtro e raccogliere la soluzione sterilizzata in una nuova provetta. Conservare a 4 ° C. </li></ol></li><li> Preparare 3% soluti glutaraldeideil diluendo soluzione di glutaraldeide al 25% con sterile filtrata 2x PBS. Ad esempio, per 10 ml di soluzione di glutaraldeide al 3%, usare 2 ml di 25% glutaraldeide e 8 ml di PBS 2x. Conservare a 4 ° C. </li></ol></li></ol> 3. Trattamento Stampi Nota: Il prototipo descritto in questo articolo utilizza un acciaio inox Y pezzo stampo su misura. Lo stampo contiene un afflusso e due canali di deflusso di 4 e 3 mm, rispettivamente. In primo luogo, stampi puliti, spruzzarli con lo strutto insaturi, e sterilizzare. Preparare gli stampi seguendo la procedura descritta di seguito. <ol><li> Pulire stampi in acciaio inox con sonicatore ad una frequenza di 35 kHz. Mettere gli stampi nel sonicatore e sommergere con acqua e ghiaccio. Mantenere gli stampi a freddo in ogni momento durante il sonicatore è in funzione. Eseguire il sonicatore per 2 periodi di 90 min. <ol><li> Dopo ogni periodo, utilizzare un ago per assicurarsi che non vi sia materiale nel Luer Lock acciaio inossidabile o bConnettore Rass. Usare acqua e sapone per pulire l&#39;intera superficie dei due lati degli stampi. Verificare che non vi siano ostruzioni nei canali. </li></ol></li><li> Posizionare la stampi, viti, e connettore Luer lock in un sacchetto autoclave e si. </li><li> Riempire la bottiglia che si attacca a un a metà strada spruzzatore d&#39;aria con lardo disponibile in commercio (misto distaccante di acidi grassi). Sostituire il tappo con una bottiglia tappo normale. Mettere in un sacchetto di autoclave e metterla in esso. Nota: lardo viene utilizzato per facilitare il rilascio del materiale che sarà reazione iniettato successivamente (gomma BSA). Non posizionare il coperchio della bottiglia spruzzatore in autoclave- può danneggiare la tenuta interna. </li><li> Riscaldare il lardo per 45 secondi o fino a quando il suo chiaro e liquido in un forno a microonde. Avvitare il coperchio spruzzatore d&#39;aria alla bottiglia lardo. Collegare il coperchio con lo spruzzatore. Collegare lo spruzzatore alla fonte di aria al banco di laboratorio. Aprire la valvola dell&#39;aria, e aprire l&#39;ugello dello spruzzatore fino a quando non inizia a bagnare la superficiedi un tovagliolo di carta. </li><li> Spray lardo perpendicolare alla superficie dello stampo fino a quando la superficie è completamente coperta. Dopo che ogni pezzo è stato spruzzato, metterli in una capsula di Petri e sigillarla. Posizionare gli stampi a 4 ° C per 2 ore. </li><li> Procedere per sterilizzare gli stampi esponendo la superficie di luce UV per 30 min. Riposizionarle a 4 ° C fino a quando non sono pronti per essere iniettato reazione. </li></ol> 4. Reazione iniezione della gomma BSA Nota: Tutti i materiali e le soluzioni devono essere tenere freddo fino al momento dell&#39;uso per impedire l&#39;impostazione prematura della gomma BSA nei passaggi successivi. <ol><li> Preparare il dispenser per la distribuzione la gomma BSA agli stampi di seguito questi passaggi. <ol><li> Sterilizzare tutti i componenti di miscelazione (due O ring, cap siringa, doppia siringa, miscelare punta e 4: 1 dispenser) esponendoli a luce UV per 30 minuti nella cappa reazione a catena della polimerasi (PCR). Nota: Una cappa PCR è stata utilizzata perché tla procedura prevede fissativi. Questi prodotti chimici non possono essere utilizzati nel cofano coltura cellulare / tissutale a causa del rischio di esposizione e tossicità per le cellule. Qualsiasi altra cappa che contiene una luce UV sarà adatto. </li><li> Posizionare il cappuccio punta sul supporto soluzione. </li><li> Eseguire la miscelazione e l&#39;iniezione in un rapporto di 4: 1 di BSA: glutaraldeide. Aggiungere la BSA 30% alla camera doppia siringa, che consegnerà la più alta quantità di soluzione (Ci vorranno circa 4 ml per riempire). Assicurarsi di lasciare sufficiente spazio per posizionare l&#39;O-ring, al fine di prevenire la contaminazione traboccante e della camera adiacente. </li><li> Aggiungere la soluzione di glutaraldeide al 3% per l&#39;altra camera (ci vorranno circa 1 ml per riempire). Assicurarsi di lasciare sufficiente spazio per posizionare l&#39;O-ring per prevenire la contaminazione traboccante e della camera adiacente. </li><li> Posizionare la doppia siringa sul dispenser. Inclinare il gruppo verticalmente in modo che il tappo della siringa è in cima. Sostituire il tappo con la punta di miscelazione. </li><li> ScRew i due pezzi dello stampo in acciaio inox insieme. </li><li> Posizionare il gruppo all&#39;interno di un sacchetto di autoclave. </li><li> Per rimuovere eventuale aria nel distributore, tenerlo in posizione verticale e rapidamente stringere il manico una volta per rilasciare una piccola quantità di BSA mescolato con la glutaraldeide. Poi rapidamente collegare il connettore Luer lock di acciaio inox Y dello stampo per la punta della siringa. </li><li> Tenere stampo in acciaio inox Y con la mano sinistra e l&#39;erogatore miscela di BSA-glutaraldeide sulla destra. copre Alternate ciascuno di scarico sinistro e destro dei canali di deflusso premendo scarico ai lati della borsa autoclave per assicurarsi che i vuoti all&#39;interno sono pieni di soluzione. Poi, posizionare gli stampi in orizzontale e iniettare di nuovo. </li><li> Staccare gli stampi dal distributore e mettere in un piatto 25 millimetri Petri. </li><li> Posizionare Parafilm intorno alla piastra di Petri per prevenire la disidratazione della gomma. </li><li> Mettere lo stampo in 4 ° C frigo O / N. </li></ol></li></ol> Nota: Il collagene deve essere tenuta in ghiaccio in ogni momento durante il processo. <ol><li> Modificare la concentrazione di collagene utilizzando la percentuale di solidi di collagene. <ol><li> Rendere 10 ml di 1,75% collagene, regolando la concentrazione di collagene iniziale con acqua fredda. </li><li> Utilizzando un pHmetro calibrato, regolare il pH a 3 con 12 N di acido cloridrico. Non aggiungere cloridrico direttamente al collagen- aggiungere acido al lato del tubo. Dopo aver aggiunto l&#39;acido, utilizzare la spatola per spingere l&#39;acido in collagene e rapidamente mescolare. </li><li> Pesare 4 g di collagene in una provetta conica separata. </li><li> Centrifugare il collagene per rimuovere aria a 4 ° C e 9.343 xg per 20-30 min. </li><li> UV sterilizzare la cappa di coltura cellulare per 30 min, e aggiungere 14 ml di laminina al collagene 4 ml. Questo si tradurrà in una concentrazione laminina finale di 10 mg / mL. Nota: Laminina fornisce sintegrità STRUTTURALI, adesione, e promuove varie risposte cellulari. </li><li> Ruotare la PCR UV luce accesa per 20-30 minuti prima di utilizzare il cappuccio per la sterilizzazione. </li><li> Posizionare il tappo Luer lock, per collegare ad una siringa da 20 ml, in etanolo per 2 ore. Poi, lasciare asciugare e mettere in luce UV. </li><li> Gamma irradiare il collagene per 8.6 minuti per raggiungere 1.200 cGy. Nota: Il tempo dipenderà il decadimento della sorgente cesio. Regolare il tempo per raggiungere lo stesso dosaggio. </li></ol></li></ol> 6.Casting collagene su BSA gomma <ol><li> Per polimerizzare il collagene, utilizzare un 8: 1 ratio: 1 (collagene: HEPES: MEM). La procedura che segue si basa su un primo 4 g di collagene acidificato (dal punto 5.1.8). <ol><li> Fare una soluzione 0,2 N HEPES in acqua, e regolare il pH a 9 con l&#39;aggiunta di piccole quantità (1-5 microlitri) di M di idrossido di sodio 1-5 (NaOH). Utilizzando un pHmetro calibrato, controllare il pH della soluzione dopo ogni aggiunta. Conservare a 4 ° C o keep su ghiaccio. </li><li> Accendere la luce UV della cappa coltura tissutale per 20-30 min per sterilizzare la cappa. </li><li> forcipe autoclave, spatola, e bisturi per la sterilizzazione. </li><li> Mescolare 1,5 ml di 0,2 N HEPES (pH 9) e 1,5 ml di MEM 10x utilizzando la cappa coltura tissutale. Assicurati di tenerlo in ghiaccio e vortex per 5 secondi prima dell&#39;uso. Conservare a 4 ° C o tenere in ghiaccio. </li><li> Per sterilizzare il cofano PCR, accendere la luce UV per 30 min. </li><li> Posizionare una piastra 12 pozzetti e una siringa da 20 ml in -20 ° C per 10 minuti, o fino al momento di continuare. Nota: Conservare tutto il materiale freddo fino al momento dell&#39;uso. L&#39;aumento della temperatura induce prematura fibrillogenesi collagene. </li><li> Spruzzare tutti i tubi e le piastre così che stanno per essere nella cappa con il 70% di etanolo e lasciare asciugare per la sterilizzazione. Posizionare una siringa da 20 ml in ghiaccio per raffreddare per un uso successivo. </li><li> Nella cappa PCR, aprire gli stampi in acciaio inox per rilasciare la gomma BSA e utilizzando un bisturi, tagliare i canali di scarico del BSA rmuffa ubber. </li><li> Sotto il cofano della PCR, aprire i tubi di collagene sterili e aggiungere 1 ml di soluzione HEPES-MEM (fare in modo che prima di estrarre la soluzione HEPES-MEM, che è ben amalgamato e non ci sono depositi solidi). </li><li> Utilizzando la spatola sterile, mescolare bene la soluzione di collagene e di buffer. </li><li> Chiudere e vortex rapidamente per garantire un idrogel ben miscelato. </li><li> Trasferire in un fredda siringa da 20 ml. </li><li> Con una mano, tenere il BSA gomma all&#39;interno del pozzo e, con l&#39;altra, dispensare metà della soluzione collagene idrogel sul fondo del pozzo. </li><li> Utilizzando le pinzette sterili, in modo che le estremità di afflusso e deflusso di gomma tocchino i lati del pozzo. </li><li> Versare soluzione di collagene sulla cima della gomma fino è completamente coperto. </li><li> Assicurarsi che la gomma BSA è sospesa all&#39;interno del collagene e che non vi siano bolle, soprattutto in prossimità delle estremità della gomma. </li><li> Mettere il coperchio e avvolgere intorno al Parafilmcirconferenza del pozzo. </li><li> Mettere in incubatrice per 1 ora a 37 ° C. Tenere la luce UV PCR su. </li></ol></li><li> Dopo la polimerizzazione del collagene, UV reticolare il idrogel mediante la seguente procedura. Nota: La reticolazione del collagene sarà effettuata utilizzando un&#39;apparecchiatura reticolante UV in cui la quantità di energia può essere controllata. <ol><li> Accendere il reticolante UV e utilizzare l&#39;impostazione energia per irradiare la camera vuota con 630.000 μJ / cm 2. </li><li> Rimuovere il gel dal termostato. </li><li> Spruzzare mani con etanolo, e, all&#39;interno della camera, rimuovere il coperchio più rapidamente possibile. </li><li> Chiudere la camera e UV reticolare idrogel selezionando l&#39;impostazione di energia e irradiando 630.000 μJ / cm 2. </li><li> Dopo il ciclo di reticolazione, spegnere la luce UV sul cofano PCR </li><li> Spruzzare le mani con etanolo e aprire la camera, mettendo rapidamente il coperchio sulla piastra bene. Spostare la piastra benalla cappa PCR. </li><li> Utilizzando la spatola sterile, allentare delicatamente e rimuovere il gel dal pozzo. Capovolgere il gel sotto il cofano per reticolare il fondo della idrogel. Ripetere il passaggio 6.2.3 e 6.2.4. </li></ol></li></ol> 7. Digestione enzimatica della BSA in gomma <ol><li> Per avere un ponteggio collagene cava, rimuovere BSA gomma in modo che non influenza le dimensioni incorporati nel idrogel. La procedura è descritta di seguito. <ol><li> Accendere la luce UV per 20-30 minuti per sterilizzare il cofano coltura di tessuti. </li><li> Fare 0,25% tripsina soluzione a pH 7.8. Ad esempio, per 15 ml di acqua, aggiungere 0,0376 g di tripsina in una provetta conica da 50 ml. Aggiustare il pH a 7,8 con l&#39;aggiunta di piccole quantità (2-5 microlitri) di 1 M NaCl. Posizionare la soluzione in una siringa da 20 ml e ricoperto con un filtro a siringa 0.20 micron. Premere il pistone per espellere liquido attraverso il filtro e raccogliere la soluzione sterile in una nuova provetta. </li><li> Accendere il bagnomaria e impostare la temperatura a 30° C. </li><li> Dopo 30 minuti, spegnere la luce UV. Spruzzare etanolo su tutti i tubi e materiali che verranno utilizzati nella cappa. </li><li> Trasferire l&#39;idrogel di collagene sotto il cofano e il luogo in tubo conico separata. </li><li> Aggiungere circa 3-5 ml (appena sufficiente a coprire i gel) di soluzione tripsina 0,25% con un pH di 7,8 a ciascuna provetta. </li><li> Sigillare i tubi con Parafilm e vortex leggermente per circa 1 minuto. </li><li> Posto nella 30 ° C bagnomaria per 15-24 ore. Mentre nel bagnomaria, leggermente vortice i gel spesso fino alla gomma BSA è stato digerito o rimosso dal idrogel. Nota: Per determinare se la gomma BSA è stato rimosso, sia la gomma fluttua nella soluzione tripsina o ci sono parti panne. Non ci devono essere zone scure visivi all&#39;interno della idrogel. </li></ol></li><li> Per garantire che tutta la gomma BSA e tripsina è stata rimossa dai idrogel, risciacquo come descritto di seguito. <ol><li> Accendere il hoo PCRd luce UV per 20-30 minuti. </li><li> Preparare la soluzione Mosconas. Combinare cloruro di potassio (KCl, 28,6 mM), (NaHCO 3, 11,9 mM), glucosio (9,4 mM) e (NaH 2 PO 4, 0,08 mM) in acqua. Aggiustare il pH a 7,4 con 1 M NaOH o 12 soluzione M HCl. Posizionare la soluzione in una siringa da 20 ml e utilizzare un filtro a siringa da 0,20 micron per sterilizzare la soluzione. </li><li> Spruzzare il tutto con etanolo prima della loro immissione sul cofano e consentire l&#39;etanolo si asciughi. </li><li> Aprire la provetta e trasferire 5-10 ml di soluzione sterile Mosconas in un tubo da 50 ml. </li><li> Trasferire il idrogel collagene per tubo conico che contiene la soluzione enzimatica. Assicurarsi che l&#39;idrogel è completamente coperto con la soluzione. Lasciare il tubo nella shaker in frigorifero a 4 ° C per 30 min. </li><li> Aspirare la soluzione Mosconas e ripetere il passo 7.2.5 per due volte. </li><li> Conservare a 4 ° C. </li></ol></li></ol>

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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemically+modified,+immobilized+trypsin+reactor+with+improved+digestion+efficiency.">Chemically modified, immobilized trypsin reactor with improved digestion efficiency.</a> J Proteome Res. 4, 1805-1813 (2005).</li><li>Cunha-Filho, M. S., Alvarez-Lorenzo, C., Martinez-Pacheco, R., Landin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-sensitive+gels+for+intratumoral+delivery+of+beta-lapachone:+effect+of+cyclodextrins+and+ethanol.">Temperature-sensitive gels for intratumoral delivery of beta-lapachone: effect of cyclodextrins and ethanol.</a> ScientificWorldJournal. 2012, 126723 (2012).</li><li>Basak, R., Bandyopadhyay, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encapsulation+of+hydrophobic+drugs+in+Pluronic+F127+micelles:+effects+of+drug+hydrophobicity,+solution+temperature,+and+pH.">Encapsulation of hydrophobic drugs in Pluronic F127 micelles: effects of drug hydrophobicity, solution temperature, and pH.</a> Langmuir. 29, 4350-4356 (2013).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Biofabrication è un settore altamente multidisciplinare in cui i principi biologia e ingegneria si fondono per generare materiali complessi che imitano il tessuto nativo. Per realizzare questo, vi è la necessità di sviluppare tecniche che utilizzano le informazioni raccolte dal tessuto in vivo e tradurlo in un scaffold in vitro. In questo modo, una piattaforma può essere progettato che ricorda da vicino le proprietà architettonici, funzionali e meccaniche del tessuto in vivo. Il materiale...

Nel campo dell&#39;ingegneria dei tessuti la capacità di fabbricare scaffold tessuto è vitale. Un ponteggio tessuto adatto ha una struttura 3D, è composto da materiali biocompatibili, e mima dell&#39;architettura tessuto vivo per facilitare cellule e tessuti crescita e rimodellamento. Questo ponteggio deve consentire il trasporto delle sostanze nutritive e la rimozione dei rifiuti 1-4. Uno dei principali ostacoli nella produzione di questi scaffold è la capacità di ricapitolare specifiche caratteristiche geometriche in un materiale biocompatibile. Diverse tecniche biofabrication sono stati segnalati per controllare le caratteristiche geometriche di questi ponteggi, esempi sono electrospinning 5-8, solvente colata 9, stereolitografia 10, e 3D-stampa 11, tra gli altri. Queste tecniche sono inferiori nel fornire una relativamente facile trasferimento di controllabili elementi architettonici interni ed esterni, sono costosi, sono limitati dalla risoluzione e la stampabilità ( <em&gt; ad esempio, calibro ugello, limitazione di materiale), o richiedono tecniche di post-fabbricazione che richiede un lungo periodo di tempo per produrre impalcature vitali 12. In molti sistemi di fabbricazione commerciali, la creazione di vuoti interni, canali e caratteristiche si ottiene utilizzando sabbia o altri materiali rimovibili o sacrificali adatti. La parte metallica o plastica è formata intorno allo stampo di sabbia, e una volta solidificato, la sabbia viene rimosso. Più o meno allo stesso modo, la prossima generazione di biomateriali ha bisogno della BioSand equivalente. Pertanto, la gomma BSA è stato sviluppato come un sostituto per BioSand. La gomma BSA è un materiale di nuova formulazione che consiste di albumina di siero bovino reticolata con glutaraldeide. L&#39;obiettivo finale è quello di ricreare specifiche caratteristiche architettoniche in una impalcatura di collagene biodegradabile. Le caratteristiche del biorubber sacrificale che mantiene la fedeltà dimensionale con lo stampo del tessuto originale vengono descritti. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Diverse combinazioni di concentrazioni BSA e glutaraldeide sono stati testati utilizzando una varietà di solventi. Questo materiale è stato creato dalla reazione tra BSA e glutaraldeide. gomma BSA può essere reazione iniettato nelle geometrie complesse degli stampi tessuto. Reticolato BSA è tripsina labile e prontamente digeriti dall&#39;enzima in condizioni di pH e temperatura miti. Al contrario, il tipo intatta collagene è molto resistente alla tripsina digestione. Queste caratteristiche sono stati capitalizzati per rimuovere selettivamente la gomma BSA lasciando dietro di sé il collagene. Il presente lavoro consisteva determinare i parametri ideali necessari per ottenere uno stampo labile in grado di fornire specifiche caratteristiche architettoniche di un&#39;impalcatura biocompatibile. Le caratteristiche specifiche che sono stati valutati inclusi miscibilità, digestione enzimatica, portante, e la capacità di essere reazione iniettato in uno stampo negativo. La combinazione del 30% BSA e 3% glutaraldeide soddisfa questi requisiti. Questo protocollo prevede la necesslinee guida ary per creare queste impalcature tridimensionali. Il prototipo è costituito da un ponteggio collagene che rappresenta un&#39;architettura ramificato con un afflusso e deflusso due canali con diametri rispettivamente 4 e 3 mm,. Questa tecnica ha il potenziale per imitare macro e micro-ambienti del tessuto di interesse. Questa tecnologia fornisce una tecnica praticabile per fornire una determinata istruttivo geometrico di un materiale biodegradabile in una questione relativamente facile e tempestiva con alta fedeltà, che può essere sintonizzata per imitare il vivo elasticità dei tessuti e altre caratteristiche del tessuto di interesse.

<table><tbody><tr><td>Collagen type I</td><td></td><td></td><td>Collagen extracted from calf hide</td></tr><tr><td>Hydrocloric Acid (HCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffer Solution (PBS Tablets)</td><td>MP Biomedical</td><td>U5378</td><td>1 tablet per 100 ml makes 1x PBS</td></tr><tr><td>Albumium from bovine serum (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>G5882</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Lard</td><td>Fields</td><td>3090</td><td></td></tr><tr><td>Stainless Steel Molds</td><td></td><td></td><td>Milled using Microlution Machine</td></tr><tr><td>Air Brush Kit</td><td>Central Pneumatic</td><td>47791</td><td></td></tr><tr><td>Mixing Tip for double syringe</td><td>Medmix</td><td>ML2.5-16-LLM</td><td>Mixer, DN2,5X16, 4:1 brown, med</td></tr><tr><td>Small O ring for double syringe</td><td>Medmix</td><td>PPB-X05-04-02SM</td><td>Piston B, 5 ml, 4:1, PE natural</td></tr><tr><td>Double Syringe cap&amp;nbsp;</td><td>Medmix</td><td>VLX002-SM</td><td>Cap, 4:1/10:1, PE brown, med</td></tr><tr><td>Big O ring for double syringe</td><td>Medmix</td><td>PPA-X05-04-02SM</td><td>Piston A, 5 ml, 4:1</td></tr><tr><td>Double Syringe</td><td>Medmix</td><td>SDL X05-04-50M</td><td>Double syringe, 5 ml, 4:1</td></tr><tr><td>Double Syringe Dispenser</td><td>Medmix</td><td>DL05-0400M</td><td>Dispenser, 5 ml, 4:1, med , plain</td></tr><tr><td>Laminim</td><td></td><td></td><td>3.6 mg/ml - extracted USC lab</td></tr><tr><td>20 ml Syringe Luer Lock Tip</td><td>BD</td><td>302830</td><td></td></tr><tr><td>Luer Lock Caps</td><td>Fisher</td><td>JGTCBLLX</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Minimum Essential Media 10x (MEM)</td><td>Life Technologies</td><td>1143-030</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Life Technologies</td><td>27250-018</td><td></td></tr><tr><td>UV Crosslinker&amp;nbsp;</td><td>Spectroline UV</td><td>XLE1000</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Cloride (NaCl)</td><td>Fisher</td><td>S271-10</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Potassium chloride (KCl)</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>P5405-250</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate (NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;)</td><td>Fisher</td><td>BP328-500</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma -Aldrich</td><td>G-8270</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Sodium Phosphate didasic (NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-7907</td><td>To prepare Mosconas</td></tr><tr><td>Sterile Filter for syringes</td><td>Corning</td><td>431224</td><td></td></tr></tbody></table>

three-dimensional biomimetic technology: novel biorubber creates defined micro- and macro-scale architectures in collagen hydrogels

ponteggi tessuti giocano un ruolo cruciale nel processo di rigenerazione dei tessuti. L&#39;impalcatura ideale deve soddisfare alcuni requisiti, come avere la composizione corretta, il modulo di mira, e le caratteristiche architettoniche ben definiti. Biomaterials che ricapitolano l&#39;architettura intrinseca del tessuto vivo sono essenziali per lo studio delle malattie e per facilitare la rigenerazione del tessuto molle perduto e valido. Una tecnica biofabrication romanzo è stato sviluppato che combina stato di imaging arte, stampa tridimensionale (3D), e l&#39;attività enzimatica selettiva per creare una nuova generazione di biomateriali per la ricerca e l&#39;applicazione clinica. Il materiale sviluppato, gomma Bovine Serum Albumin, è reazione iniettato in uno stampo che sostiene specifiche caratteristiche geometriche. Questo materiale sacrificale permette l&#39;adeguato trasferimento di caratteristiche architettoniche di un materiale impalcatura naturale. Il prototipo è costituito da un ponteggio collagene 3D con 4 e 3 canali mm che ReprESENT un&#39;architettura ramificata. Questo documento enfatizza l&#39;uso di questa tecnica biofabrication per la generazione di costrutti naturali. Questo protocollo utilizza un software per computer (CAD) per produrre uno stampo solido che sarà reazione iniettato con gomma BSA seguita dalla digestione enzimatica della gomma, lasciando le sue caratteristiche architettoniche all&#39;interno del materiale scaffold.

I risultati dimostrano che questa tecnica biofabrication è efficiente nel generare scaffold 3D che possono mimare la disposizione spaziale visto in vivo tessuto. Le caratteristiche architettoniche sono parametri vitali per l&#39;applicazione ingegneria tissutale, che giocano un ruolo cruciale nell&#39;interazione delle cellule in vivo e la funzionalità del tessuto. La consistenza e miscibilità della gomma ...

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Three-dimensional Biomimetic Technology: Novel Biorubber Creates Defined Micro- and Macro-scale Architectures in Collagen Hydrogels

An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

Tridimensionale Tecnologia biomimetica: Novel Biorubber Consente di creare Definito micro e macro scala Architetture in collagene idrogel

Tissue scaffolds play a crucial role in the tissue regeneration process. The ideal scaffold must fulfill several requirements such as having proper ...

three-dimensional-biomimetic-technology-novel-biorubber-creates

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.1K Views.  Medical University of South Carolina. An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

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Fabrication of Micropatterned Hydrogels for Neural Culture Systems using Dynamic Mask Projection Photolithography

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the need for 3D environments to represent in vitro experiments which better mimic in vivo qualities 1-3. Studies in fields such as cancer research 4, neural engineering 5, cardiac physiology 6, and cell-matrix interaction7,8have shown cell behavior differs substantially between traditional monolayer cultures and 3D constructs.
Hydrogels are used as 3D environments because of their variety, versatility and ability to tailor molecular composition through functionalization 9-12. Numerous techniques exist for creation of constructs as cell-supportive matrices, including electrospinning13, elastomer stamps14, inkjet printing15, additive photopatterning16, static photomask projection-lithography17, and dynamic mask microstereolithography18. Unfortunately, these methods involve multiple production steps and/or equipment not readily adaptable to conventional cell and tissue culture methods. The technique employed in this protocol adapts the latter two methods, using a digital micromirror device (DMD) to create dynamic photomasks for crosslinking geometrically specific poly-(ethylene glycol) (PEG) hydrogels, induced through UV initiated free radical polymerization. The resulting "2.5D" structures provide a constrained 3D environment for neural growth. We employ a dual-hydrogel approach, where PEG serves as a cell-restrictive region supplying structure to an otherwise shapeless but cell-permissive self-assembling gel made from either Puramatrix or agarose. The process is a quick simple one step fabrication which is highly reproducible and easily adapted for use with conventional cell culture methods and substrates.
Whole tissue explants, such as embryonic dorsal root ganglia (DRG), can be incorporated into the dual hydrogel constructs for experimental assays such as neurite outgrowth. Additionally, dissociated cells can be encapsulated in the photocrosslinkable or self polymerizing hydrogel, or selectively adhered to the permeable support membrane using cell-restrictive photopatterning. Using the DMD, we created hydrogel constructs up to ~1mm thick, but thin film (&lt;200 &mu;m) PEG structures were limited by oxygen quenching of the free radical polymerization reaction. We subsequently developed a technique utilizing a layer of oil above the polymerization liquid which allowed thin PEG structure polymerization.
In this protocol, we describe the expeditious creation of 3D hydrogel systems for production of microfabricated neural cell and tissue cultures. The dual hydrogel constructs demonstrated herein represent versatile in vitro models that may prove useful for studies in neuroscience involving cell survival, migration, and/or neurite growth and guidance. Moreover, as the protocol can work for many types of hydrogels and cells, the potential applications are both varied and vast.

Simple techniques are described for the rapid production of microfabricated neural culture systems using a digital micromirror device for dynamic mask projection lithography on regular cell culture substrates. These culture systems may be more representative of natural biological architecture, and the techniques described could be adapted for numerous applications.

Fabbricazione di idrogel Micropatterned per i sistemi Cultura neurali utilizzando Dynamic Fotolitografia proiezione Mask

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the ...

Ricerca

Bioingegneria

Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field of 3D templates is rising due to the potential resemblance of those materials to the natural extracellular matrix. Protein-based hydrogels are particularly promising because they can easily be functionalized and can achieve defined structures with adjustable physicochemical properties. However, the production of macroporous 3D templates for cell culture applications using natural materials is often limited by their weaker mechanical properties compared to those of synthetic materials. Here, different methods were evaluated to produce macroporous bovine serum albumin (BSA)-based hydrogel systems, with adjustable pore sizes in the range of 10 to 70 &#181;m in radius. Furthermore, a method to generate channels in this protein-based material that are several hundred microns long was established. The different methods to produce pores, as well as the influence of pore size on material properties such as swelling ratio, pH, temperature stability, and enzymatic degradation behavior, were analyzed. Pore sizes were investigated in the native, swollen state of the hydrogels using confocal laser scanning microscopy. The feasibility for cell culture applications was evaluated using a cell-adhesive RGD peptide modification of the protein system and two model cell lines: human breast cancer cells (A549) and adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells (MCF7).

Different methods to manipulate three-dimensional architecture in protein-based hydrogels are evaluated here with respect to material properties. The macroporous networks are functionalized with a cell-adhesive peptide, and their feasibility in cell culture is evaluated using two different model cell lines.

Facile manipolazione delle architetture in idrogel a base di proteine per applicazioni della coltura delle cellule

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field ...

Biochimica

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Ingegneria 3D Cellularized collagene Gel per Vascolare Rigenerazione Tissutale

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Layer-by-layer collagene Deposizione nel Microfluidic Dispositivi per microtessuto Stabilizzazione

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Construction of Modular Hydrogel Sheets for Micropatterned Macro-scaled 3D Cellular Architecture

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue geometry. The resulting 3D hydrogel-based cellular constructs have been introduced as an alternative to animal experiments for advanced biological studies, pharmacological assays and organ transplant applications. Although hydrogel-based particles and fibers can be easily fabricated, it is difficult to manipulate them for tissue reconstruction. In this video, we describe a fabrication method for micropatterned alginate hydrogel sheets, together with their assembly to form a macro-scale 3D cell culture system with a controlled cellular microenvironment. Using a mist form of the calcium gelling agent, thin hydrogel sheets are easily generated with a thickness in the range of 100 - 200 &#181;m, and with precise micropatterns. Cells can then be cultured with the geometric guidance of the hydrogel sheets in freestanding conditions. Furthermore, the hydrogel sheets can be readily manipulated using a micropipette with an end-cut tip, and can be assembled into multi-layered structures by stacking them using a patterned polydimethylsiloxane (PDMS) frame. These modular hydrogel sheets, which can be fabricated using a facile process, have potential applications of in vitro drug assays and biological studies, including functional studies of micro- and macrostructure and tissue reconstruction.

We describe the fabrication of micropatterned hydrogel sheets using a simple process, which can be assembled and manipulated in a freestanding form. Using these modular hydrogel sheets, a simple macro-scaled 3D cell culture system can be generated with a controlled cellular microenvironment.

Costruzione di fogli modulare idrogel per micropatterned macro-scala 3D Cellular Architettura

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

Preparazione del 3D collagene Gel e microcanali per lo studio delle interazioni 3D<em&gt; In Vivo</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

3D Microtissues for Injectable Regenerative Therapy and High-throughput Drug Screening

To upgrade traditional 2D cell culture to 3D cell culture, we have integrated microfabrication with cryogelation technology to produce macroporous microscale cryogels (microcryogels), which can be loaded with a variety of cell types to form 3D microtissues. Herein, we present the protocol to fabricate versatile 3D microtissues and their applications in regenerative therapy and drug screening. Size and shape-controllable microcryogels can be fabricated on an array chip, which can be harvested off-chip as individual cell-loaded carriers for injectable regenerative therapy or be further assembled on-chip into 3D microtissue arrays for high-throughput drug screening. Due to the high elastic nature of these microscale cryogels, the 3D microtissues exhibit great injectability for minimally invasive cell therapy by protecting cells from mechanical shear force during injection. This ensures enhanced cell survival and therapeutic effect in the mouse limb ischemia model. Meanwhile, assembly of 3D microtissue arrays in a standard 384-multi-well format facilitates the use of common laboratory facilities and equipment, enabling high-throughput drug screening on this versatile 3D cell culture platform.

This protocol describes the fabrication of elastic 3D macroporous microcryogels by integrating microfabrication with cryogelation technology. Upon loading with cells, 3D microtissues are generated, which can be readily injected in vivo to facilitate regenerative therapy or assembled into arrays for in vitro high-throughput drug screening.

Microtissues 3D per la terapia rigenerativa iniettabile e droga di High-throughput Screening

To upgrade traditional 2D cell culture to 3D cell culture, we have integrated microfabrication with cryogelation technology to produce macroporous ...

Interlinked Macroporous 3D Scaffolds from Microgel Rods

A two-component system of functionalized microgels from microfluidics allows for fast interlinking into 3D macroporous constructs in aqueous solutions without further additives. Continuous photoinitiated on-chip gelation enables variation of the microgel aspect ratio, which determines the building block properties for the obtained constructs. Glycidyl methacrylate (GMA) or 2-aminoethyl methacrylate (AMA) monomers are copolymerized into the microgel network based on polyethylene glycol (PEG) star-polymers to achieve either epoxy or amine functionality. A focusing oil flow is introduced into the microfluidic outlet structure to ensure continuous collection of the functionalized microgel rods. Based on a recent publication, microgel rod-based constructs result in larger pores of several hundred micrometers and, at the same time, lead to overall higher scaffold stability in comparison to a spherical-based model. In this way, it is possible to produce higher-volume constructs with more free volume while reducing the amount of material required. The interlinked macroporous scaffolds can be picked up and transported without damage or disintegration. Amine and epoxy groups not involved in interlinking remain active and can be used independently for post-modification. This protocol describes an optimized method for the fabrication of microgel rods to form macroporous interlinked scaffolds that can be utilized for subsequent cell experiments.

Microgel rods with complementary reactive groups are produced via microfluidics with the ability to interlink in aqueous solution. The anisometric microgels jam and interlink into stable constructs with larger pores compared to spherical-based systems. Microgels modified with GRGDS-PC form macroporous 3D constructs that can be used for cell culture.

Scaffold 3D macroporosi interconnessi da barre di microgel

A two-component system of functionalized microgels from microfluidics allows for fast interlinking into 3D macroporous constructs in aqueous solutions ...

Microengineering 3D Collagen Hydrogels with Long-Range Fiber Alignment

Aligned collagen I (COL1) fibers guide tumor cell motility, influence endothelial cell morphology, control stem cell differentiation, and are a hallmark of cardiac and musculoskeletal tissues. To study cell response to aligned microenvironments in vitro, several protocols have been developed to generate COL1 matrices with defined fiber alignment, including magnetic, mechanical, cell-based, and microfluidic methods. Of these, microfluidic approaches offer advanced capabilities such as accurate control over fluid flows and the cellular microenvironment. However, the microfluidic approaches to generate aligned COL1 matrices for advanced in vitro culture platforms have been limited to thin "mats" (&lt;40 &#181;m in thickness) of COL1 fibers that extend over distances less than 500 &#181;m and are not conducive to 3D cell culture applications. Here, we present a protocol to fabricate 3D COL1 matrices (130-250 &#181;m in thickness) with millimeter-scale regions of defined fiber alignment in a microfluidic device. This platform provides advanced cell culture capabilities to model structured tissue microenvironments by providing direct access to the micro-engineered matrix for cell culture.

This protocol demonstrates the use of a microfluidic channel with changing geometry along the fluid flow direction to generate extensional strain (stretching) to align fibers in a 3D collagen hydrogel (&lt;250 &#181;m in thickness). The resulting alignment extends across several millimeters and is influenced by the extensional strain rate.

Idrogel di collagene 3D di microingegneria con allineamento delle fibre a lungo raggio

Aligned collagen I (COL1) fibers guide tumor cell motility, influence endothelial cell morphology, control stem cell differentiation, and are a hallmark ...

Fabricating Engineered Nanofibrillar Collagen with Directed Patterning

Production of Nanofibrillar Patterned Collagen for Tissue Engineering

Regenerative biomaterials are designed to facilitate cell-material interactions to guide the repair of damaged tissues and organs. These materials are designed to emulate the biophysical properties of native tissue, providing cellular phenotypic and morphological guidance that contributes to the restoration of the regenerative tissue niche. Collagen, a prevalent extracellular matrix protein, is a common component of these regenerative biomaterials due to its biocompatibility and other favorable properties. The current study describes a novel and straightforward method for the fabrication of engineered nanofibrillar collagen with directed fibril patterning. Through the manipulation of shear stress, temperature, and pH, collagen fibrillogenesis and alignment are precisely controlled without requiring specialized equipment. This approach allows for the creation of nanofibrillar collagen biomaterials that mimic the native structure of tissues exhibiting either anisotropic or isotropic characteristics. The flexibility in collagen nanofibril patterning not only facilitates the study of nanoscale patterning on cell behavior but also offers diverse possibilities for patterned tissue engineering applications.

The following protocol presents a shear-based extrusion method for the fabrication of collagen hydrogels with nanoscale patterned fibrils, which can be applied to a broad range of tissue engineering applications.

Regenerative biomaterials are designed to facilitate cell-material interactions to guide the repair of damaged tissues and organs. These materials are ...