Questo lavoro è stato sostenuto da borse di ricerca dal National Institutes of Health (EY022383 e EY022683; EJD) e Core concessione (P30EY001765), imaging e Microscopia Core Module.

Etica Dichiarazione: Tutte le procedure sono state eseguite in conformità con le linee guida stabilite dal Comitato Istituzionale cura degli animali e Usa Johns Hopkins University. Nota: I topi utilizzati durante le riprese sono C57BL / 6 topi da Jackson, anche se altri ceppi di roditori o specie possono anche essere usati. Quando si utilizzano altri ceppi o specie, essere consapevoli del fatto che i dosaggi di anestesia e sequenza temporale lesioni possono variare. È importante adattare condizioni I / R per ospitare ceppo, specie e variazioni sperimentali. 1. Preparare il cocktail di anestesia <ol><li> Combinare 1,25 ml ketamina, 0,625 ml Xilazina, 0.375 ml Acepromazine, e 22,75 ml di tampone fosfato salino in una provetta da centrifuga da 50 ml. NOTA: Per il resto del manoscritto, questa soluzione sarà indicato come il cocktail. </li><li> Filtrare il cocktail in una nuova sterili 50 ml provetta utilizzando una siringa da 60 ml ed un filtro 0.20 micron. Etichetta e data di questo nuovo tuessere. </li><li> Completamente avvolgere il tubo di cocktail in un foglio di alluminio per evitare la degradazione indotta dalla luce dell&#39;anestetico. NOTA: Il cocktail può essere conservato a temperatura ambiente e riutilizzato fino alla data di scadenza del suo ingrediente primo-in scadenza. </li></ol> 2. Preparare l&#39;anestesia Booster <ol><li> In una provetta da centrifuga da 50 ml, 4 ml combinare ketamina e 16 ml tampone fosfato salino. NOTA: Questa soluzione sarà d&#39;ora in poi indicato come ripetitore. </li><li> Filtrare il ripetitore in una nuova sterili 50 ml provetta utilizzando una siringa da 60 ml ed un filtro 0.20 micron. Etichetta e data di questo nuovo tubo. NOTA: Il booster può essere conservato a temperatura ambiente e riutilizzato fino alla data di scadenza del suo ingrediente primo-in scadenza. </li></ol> 3. Preparare la sala operatoria <ol><li> Impostare la temperatura ambiente tra 18 ° C e 21 ° C. </li><li> Accendere il tavolo operatorio, e regolare il suo calore superficie al highetemperatura st. </li><li> Coprire tutte le superfici di lavoro con traverse chirurgiche. </li><li> Disporre una gabbia vuota o un altro contenitore sul tavolo operatorio per riscaldarsi. </li><li> Disporre una scala e un tagger orecchio sul piano di lavoro. </li></ol> 4. Preparare la soluzione salina bilanciata con eparina di sodio <ol><li> Aggiungere 0,5 ml di eparina sodica per un IV bottiglia da 500 ml di soluzione salina bilanciata (HBSS). </li><li> Inserire la punta del set primario prepierced tubi Y-site nella bottiglia dello 0,1% eparina sodica. </li></ol> 5. Impostare la IV Polo <ol><li> Appendere la bottiglia dello 0,1% eparina sodica dall&#39;estensione pole IV, e far scattare aprire il tappo del filtro dell&#39;aria sul set primario prepierced tubi Y-site. </li><li> Elevate bottiglia eparina sodica 0,1% a 163 cm (120 mmHg). Misurare l&#39;altezza dal piano del tavolo al picco del gocciolatoio eparina sodica. </li><li> Rimuovere eventuali bolle d&#39;aria nel tubo IV muovendo manualmente il set di primaria prepierced tubi Y-site. </li&gt; </ol> 6. Impostare l&#39;eparina sodica Drip <ol><li> Collegare il set di primaria prepierced tubi Y-site al collettore cinque valvole. </li><li> Collegare 30-gauge ½ aghi pollici per il collettore di cinque-porta con Luer maschio Luer raccordi per tubi di sesso maschile. </li><li> Inserire ciascuno dei aghi da 30 gauge ½ pollice nel proprio segmento 10 pollici di tubo da 30 gauge. </li><li> Utilizzando hemostats, rompere le punte degli aghi dei nuovi 30 gauge ½ pollici aghi e inserire le loro estremità smussata nel tubo da 30 gauge. Sterilità o la disinfezione delle punte degli aghi saranno necessari per Step 8.3. </li><li> Con del nastro, disporre i tubi 30-gauge con aghi tale che i tubi collegati alle porte interne sono posizionati sulla parte superiore dei tubi collegati alle porte esterne. Questo accordo consentirà di evitare grovigli di tubi durante l&#39;incannulamento della camera anteriore. </li><li> Accendere il flusso eparina 0,1% di sodio al collettore cinque valvole e per ogni singolo porto. <ol><li> Assicurarsi che il 0,1%eparina sodica scorre fortemente per ciascuna porta. Se una porta scorre debolmente, sostituire il porto o cancellarlo con aria da una siringa sterile. </li><li> Lasciare che il eparina 0,1% di sodio di fluire per 2 - 3 minuti per eliminare le bolle d&#39;aria dai tubi da 30 gauge e collettore a 5 valvole. </li></ol></li><li> Spegnere tutte le porte sul collettore a 5 valvole. </li></ol> 7. Preparare i topi per Chirurgia <ol><li> Portare i topi per la sala operatoria. Fornire bottiglie di acqua per ogni gabbia al fine di prevenire la disidratazione animale durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Registrare il peso di ciascun topo. </li><li> Iniettare ogni mouse per via intraperitoneale con 0,02 ml di cocktail per grammo di peso corporeo. </li><li> TAG e registrare il numero di ogni mouse. </li><li> Posizionare tutti i topi nel contenitore vuoto sul tavolo operatorio. Consentire 5-10 min per tutti i topi per ottenere profondità anesthetization come confermato dall&#39;assenza di risposta del pedale recesso a pinch punta. </li><li> Per ogni mouse, somministrare una goccia diTropicamide in ciascun occhio per la dilatazione della pupilla e la lubrificazione a breve termine. </li><li> Per ogni mouse, somministrare una goccia di proparacaina in ciascun occhio per anestesia locale e la lubrificazione a breve termine. </li><li> Disporre i topi nell&#39;ordine di anestesia in modo che il primo mouse da anestetizzato sarà il primo mouse da incannulato. </li><li> Lasciare circa 2 min per il collirio per avere effetto. </li><li> Preparare diritte pezzi 4 pollici di nastro tirando saldamente sul nastro. Mettere da parte un pezzo di nastro per ogni mouse. NOTA: Non riuscendo a tirare saldamente sul nastro comporterà arricciatura del nastro. </li></ol> 8. cannulate camera anteriore <ol><li> Disporre il primo mouse sotto il microscopio operatorio, e mettere a fuoco il microscopio sulla cornea preferito. NOTA: Cannulazione può essere eseguita su entrambi gli occhi. A destra chirurghi dominanti possono trovare it più semplice per cannulare l&#39;occhio sinistro, mentre a sinistra chirurghi dominanti possono preferire il diritto. </li><li> Accendere prima porta eparina sodica 0,1% sul collettore cinque valvole. </li><li> Sotto il microscopio operatorio, utilizzare un paio di pinze per proptose delicatamente l&#39;occhio. Inserire il 30-gauge cannula nella camera anteriore approssimativamente a metà strada tra le fibre zonule e l&#39;apice della cornea. <ol><li> Fare attenzione a non graffiare o pungere l&#39;iride, lente, o superficie corneale interna. </li><li> Evitare di penetrare la cornea una seconda volta. </li><li> Utilizzando un movimento rotatorio delicato per superare l&#39;attrito tra la cannula e la cornea, inserire la cannula profondamente nella camera anteriore. </li></ol></li><li> Utilizzare una striscia di nastro adesivo per fissare il tubo 30-gauge al tavolo. Per ridurre al minimo il movimento della cannula inserita, premere il tubo da 30 gauge contro il piano del tavolo, mentre per raggiungere il nastro. </li><li> Registrare l&#39;ora di inizio della chirurgia. </li><li> Utilizzando il microscopio, verify che nessuna perdita è evidente. Se la perdita è presente, il movimento di fluido sarà visibile vicino all&#39;occhio. </li><li> Visivamente confermare distensione oculare osservando che l&#39;occhio I / R è maggiore l&#39;occhio controlaterale. Insieme, l&#39;assenza di perdite e la presenza di distensione oculare dimostrano una elevazione successo della pressione intraoculare. </li><li> Applicare ipromellosa in entrambi gli occhi. Ipromellosa serve a lubrificare le microperdite cornea e di tenuta. Riapplicare ipromellosa, se necessario (circa ogni 30 minuti) per la lubrificazione sostenuta. </li><li> Ripetere il punto 8 fino a quando tutti gli animali sono stati cannulata. </li></ol> 9. Monitor anestesia <ol><li> Utilizzare il pizzico punta, l&#39;osservazione visiva dei baffi, o l&#39;osservazione visiva della coda per verificare che ogni mouse rimane anestetizzato. Nel caso di un mouse dare prova di una risposta del pedale di ritiro, spasmi baffo, o il movimento della coda, procedere immediatamente al punto 9.2. </li><li> Se un mouse comincia a risvegliare durante l&#39;intervento chirurgico, ascensorela coda di iniettare 0,05 ml di richiamo per via intraperitoneale nel basso addome da dietro il mouse. Lasciare 1 - 2 min per il richiamo abbia effetto. </li><li> Nel caso di un mouse richiede sedazione supplementari, ripetere il passo 9, se necessario. </li></ol> 10. Rimuovere la cannula dalla camera anteriore <ol><li> Per ciascun animale, dopo 90 minuti sono trascorsi, tirare delicatamente la cannula dalla camera anteriore. </li><li> Untape il mouse dal tavolo operatorio, facendo attenzione a non disturbare il tubo della cannula di animali adiacenti. </li><li> Lubrificare entrambi gli occhi con gel lubrificante. </li><li> Come cannule successive vengono rimossi, organizzare i topi nel contenitore vuoto sul tavolo operatorio per recuperare da un intervento chirurgico. Non spegnere il calore del tavolo operatorio. </li><li> Consentire, come minimo, 2 - 3 ore per il recupero sul tavolo operatorio riscaldato. Osservare i topi spesso fino a quando non hanno pienamente recuperato dal anestesia. </li></ol> 11. Pulire l&#39;EqAZIONE DEI DISPOSITIVI <ol><li> Disinfettare le cannule utilizzando cotone imbevuto di alcol. NOTA: Altri metodi per la disinfezione o sterilizzazione, come autoclave, può essere sostituito. </li><li> Espellere 0,1% di sodio eparina dal collettore 5 valvole, aghi 30 gauge, tubazione 30 gauge e cannule utilizzando una siringa da 60 ml riempita con aria. </li><li> Lavare il collettore a 5 valvole, aghi da 30 gauge, tubi 30-gauge, e cannule utilizzando una siringa da 60 ml riempita con acqua distillata. </li><li> Espellere l&#39;acqua distillata dal collettore a 5 porte, aghi da 30 gauge, tubi 30-gauge, e cannule utilizzando una siringa da 60 ml riempito di aria. </li><li> Dopo la disinfezione cannule e il risciacquo l&#39;apparato tubi, conservare questa apparecchiatura per il riutilizzo. </li><li> Negozio, scartare, o spegnere tutte le altre apparecchiature. Lasciare il calore del tavolo chirurgico su. </li></ol> 12. Ritorno Tutti i topi nelle loro gabbie per la casa <ol><li> Dopo che i topi si svegliano da un intervento chirurgico (dopo 2 - 3 ore), tornare ogni animale alla sua gabbia casa. Fornire cibo gel per ogni gabbia. Rientro tutte le gabbie nelle loro stanze designate. </li><li> Spegnere il fuoco del tavolo operatorio. Eliminare tutti i rifiuti, e pulire la suite chirurgica. </li></ol> 13. Effettuare la valutazione della retina <ol><li> Se del caso, raccogliere retine per l&#39;analisi istologica o scuro adattarsi topi per la registrazione elettroretinogramma. </li></ol>

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The authors have no disclosures.

I retina / infortunio R da elevata IOP ha dimostrato la sua utilità nella modellazione danni cellulari e disfunzioni, soprattutto neurodegenerazione, nel roditore unità retina neurovascolare. Questa procedura fornisce un tessuto controllo robusto ed è facilmente raggiungibile in termini di sofisticazione tecnica. È stato notato in questo e altri modelli di pregiudizio I / R che aumentando la pressione e la durata di ischemia può aumentare la gravità delle lesioni 24. Per questo motivo, alcuni praticanti...

Retina ischemia-riperfusione (I / R) caratterizza molte patologie retiniche umane, compreso il glaucoma, retinopatia diabetica, e occlusioni vascolari retiniche 1. In retina I / R, riduzione del flusso sanguigno (ischemia) nei vasi della retina crea uno stato di ipersensibilità della retina di ossigeno e altre sostanze nutritive, precipitando gravi ossidativo e danno infiammatorio quando la circolazione viene successivamente ripristinato (riperfusione) 2. La retina neurale appare particolarmente vulnerabili a questi cambiamenti, con neurodegenerazione retinica è forse la caratteristica più saliente del danno I / R-indotta. Qui presentata è un protocollo per modellare retinica lesioni I / R nel topo. Questa tecnica consente ai ricercatori di esaminare i potenziali meccanismi e strategie di trattamento per le malattie umane dell&#39;unità neurovascolare della retina. Lanciato nel 1952 da chirurghi cercano di capire le conseguenze neurodegenerative di anemia chirurgica 3, rodent della retina I / R da elevata pressione intraoculare (IOP) è stata ristabilita nel 1991 con lo scopo di uniformare gli endpoint neurodegenerative dopo insulto ischemico 4. Utilizzando la goccia di un serbatoio di soluzione salina per aumentare IOP sopra la pressione sanguigna sistolica, questi studi hanno dimostrato che sotto pressione incannulamento oculare è stato sufficiente a sospendere la circolazione retinica e quindi avviare la degenerazione neuronale. Più recenti sforzi utilizzando retina I / R da elevata IOP hanno iniziato ad elaborare i meccanismi alla base di I / R-indotta neurodegenerazione retinica 5-12. Diversi gruppi hanno riportato alterazioni patologiche aggiuntive, tra cui l&#39;infiammazione 13,14, la permeabilità vascolare 15,16, e capillare degenerazione 14,17. Presi insieme, questi studi hanno stabilito retina lesione di I / R da elevata IOP come modello di malattia neurovascolare della retina, più in generale. Caratterizzazione dei meccanismi di danno I / R è essenziale per lo studio di vamalattia scular. Retinica lesioni I / R da elevata IOP è uno dei tanti modelli di lesioni indotta da ipossia, tra cui le lesioni di I / R in polmone 18, il cuore, il cervello 19 20, fegato, reni 21 22, e intestino 23. Questi modelli sono stati di primaria importanza nel promuovere la nostra comprensione della malattia vascolare e dei suoi rimedi clinici. Estendendo lo studio dei processi di I / R per tessuti oculari, ho retina / lesioni R da elevata IOP aiuta a dipingere un quadro più completo di queste condizioni correlate. Corrispondente a stretto contatto con le condizioni cliniche neurodegenerative in retina, ho retina / lesioni R da elevata IOP presenta uno strumento prezioso per i ricercatori interessati ad esplorare patogenesi ischemica. Il protocollo qui descritto è mirato, trattabili, e accessibile. Si è completato bene da endpoint in degenerazione neuronale, come la quantificazione dei neuroni della retina, la misurazione dello spessore della retina, e R elettrofisiologicoecording della funzione dei neuroni della retina. Questo modello ha dimostrato la sua utilità nel portare avanti un&#39;indagine neurovascolare, e si vede promessa a guadagnare status di un protocollo fondamentale nella ricerca della medicina visiva.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="544">
	<tbody>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Heparin Sodium Injection, USP</td>
			<td style="width:136px;">Abraxis Pharmaceutical Products</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">1000 USP/mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">BSS Sterile Irrigating Solution</td>
			<td style="width:136px;">Alcon Laboratories, Inc.</td>
			<td style="width:136px;">9007754-0212</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">SC-2kg Digital Pocket Scale</td>
			<td style="width:136px;">American Weigh Scales, Inc.</td>
			<td style="width:136px;">SC-2kg</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Tropicamide Ophthalmic Solution USP 1%</td>
			<td style="width:136px;">Bausch + Lomb</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">1% (10 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution USP, 0.5%</td>
			<td style="width:136px;">Bausch + Lomb</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">0.5% (5 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">INTRAMEDIC Polyethylene Tubing</td>
			<td style="width:136px;">Becton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">427400</td>
			<td style="width:136px;">Inner diameter: 427400</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">30G1/2 PrecisionGlide Needles</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">305106</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">BC 1mL TB Syringe, Slim Tip with Intradermal Bevel Needle, 26G x 3/8</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">309625</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">BD 60mL Syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">309653</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Zeiss OPMI Visu 200/S8 Microscope</td>
			<td style="width:136px;">Carl Zeiss AG</td>
			<td style="width:136px;">000000-1179-101</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Sterile Syringe Filter</td>
			<td style="width:136px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:136px;">CLS431224</td>
			<td style="width:136px;">0.20 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Durasorb Underpads</td>
			<td style="width:136px;">Covidien</td>
			<td align="right" style="width:136px;">1038</td>
			<td style="width:136px;">23 x 24 inches</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:136px;">Alcohol Prep</td>
			<td style="width:136px;">Covidien</td>
			<td align="right" style="width:136px;">6818</td>
			<td style="width:136px;">2 Ply, Medium</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Student Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:136px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:136px;">91150-20</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Hartman Hemostats</td>
			<td style="width:136px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:136px;">13002-10</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Primary Set, Macrobore, Prepierced Y-Site, 80 Inch</td>
			<td style="width:136px;">Hospira</td>
			<td style="width:136px;">12672-28</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Phosphate Buffered Saline pH 7.4 (1X)</td>
			<td style="width:136px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:136px;">10010-049</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:136px;">Distilled water</td>
			<td style="width:136px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:136px;">15230-204</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">C57BL/6J Mice</td>
			<td style="width:136px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td align="right" style="width:136px;">664</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">AnaSed Injection: Xylazine Sterile Solution</td>
			<td style="width:136px;">LLOYD, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">20 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Lubricating Jelly, Water Soluble Bacteriostatic</td>
			<td style="width:136px;">MediChoice</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">3-Gram Packet</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:136px;">NAMIC Angiographic Pressure Monitoring Manifold</td>
			<td style="width:136px;">Navilyst Medical, Inc.</td>
			<td align="right" style="width:136px;">70039355</td>
			<td style="width:136px;">5-Valve Manifold with Seven Female Ports</td>
		</tr>
		<tr height="148">
			<td height="148" style="height:148px;width:136px;">Goniosoft, Hypromellose 2.5% Ophthalmic Demulcent Solution: Hydroxypropyl Methylcellulose</td>
			<td style="width:136px;">OCuSOFT, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">2.5% (25 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Ketaset CIII: Ketamine Hydrochloride</td>
			<td style="width:136px;">Pfizer, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">100 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Trans-Pal I.V. Stand&#160;</td>
			<td style="width:136px;">Pryor Products</td>
			<td align="right" style="width:136px;">372</td>
			<td style="width:136px;">Furnished with a home-constructed 60-cm stainless steel extension</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Acepromazine: Acepromazine Maleate Injection, USP</td>
			<td style="width:136px;">Vet One</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">10 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">V-Top Surgery Table/Adjustable Hydraulic</td>
			<td style="width:136px;">VSSI</td>
			<td style="width:136px;">100-4041-21</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Tube Fitting Luer Male to Luer Male</td>
			<td style="width:136px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:136px;">64-1579</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model of retinal ischemia-reperfusion injury through elevation of intraocular pressure

Retina ischemia-riperfusione (I / R) è un processo fisiopatologico contribuire al danno cellulare in più condizioni oculari, inclusi il glaucoma, retinopatia diabetica, e occlusioni vascolari retiniche. modelli di roditori di danno I / R stanno fornendo spunti significativi in ​​meccanismi e strategie di trattamento per I / R ferita umana, soprattutto per quanto riguarda i danni neurodegenerativo nell&#39;unità neurovascolare della retina. Presentato qui è un protocollo per indurre retina lesioni I / R nei topi attraverso l&#39;elevazione della pressione intraoculare (IOP). In questo protocollo, la camera anteriore oculare è cannulata con un ago, attraverso il quale scorre la goccia di un serbatoio salina elevata. Utilizzando questa goccia per aumentare IOP sopra sistolica pressione arteriosa, un professionista interrompe temporaneamente il flusso di sangue interno della retina (ischemia). Quando la circolazione viene ripristinato (riperfusione) per la rimozione della cannula, gravi danni cellulari ne deriva, in ultima analisi, con conseguente nella neurodegenerazione della retina. Stud recentii dimostrano l&#39;infiammazione, la permeabilità vascolare, e capillare la degenerazione come ulteriori elementi di questo modello. Rispetto alle metodologie di I / R retina alternativi, come la legatura delle arterie della retina, ho retinica / infortunio R da elevata IOP offre vantaggi nella sua specificità anatomica, trattabilità sperimentale, e l&#39;accessibilità tecnica, proponendosi come uno strumento prezioso per l&#39;esame patogenesi neuronale e terapia in l&#39;unità neurovascolare della retina.

Gli effetti neurodegenerativi di I / R retina di elevata pressione intraoculare sono comunemente valutata utilizzando due approcci standard. NeuN immunomarcatura dei nuclei neuronali ha rivelato una significativa perdita di cellule neuronali seguenti I / R insulto (Figura 1). In breve, gli occhi enucleati 7 giorni dopo I / R sono state fissate in paraformaldeide, etichettato con il marcatore delle cellule neuronali NeuN, e tutto montato. Le immagini sono state catturate ...

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A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Questo articolo descrive una procedura per l&#39;induzione della retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare nei topi. Retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare serve per modellare patologie umane caratterizzate da ossigeno compromessa e consegna dei nutrienti nella retina, consentendo ai ricercatori di esaminare i potenziali meccanismi cellulari e trattamenti per le malattie umane dell&#39;unità neurovascolare della retina.

Un modello murino di retina ischemia-riperfusione lesioni a causa di aumento della pressione intraoculare

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

14.8K Views.  Johns Hopkins University.  Questo articolo descrive una procedura per l'induzione della retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare nei topi. Retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare serve per modellare patologie umane caratterizzate da ossigeno compromessa e consegna dei nutrienti nella retina, consentendo ai ricercatori di esaminare i potenziali meccanismi cellulari e trattamenti per le malattie umane dell'unità neurovascolare d...

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Ricerca

Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischemia-riperfusione Modello di danno renale acuta e post Infortunio fibrosi nei topi

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modello murino di ischemia miocardica e riperfusione lesioni da legatura della arteria discendente anteriore sinistra

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modello murino di ischemia-riperfusione intestinale Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Inducing Ischemia-reperfusion Injury in the Mouse Ear Skin for Intravital Multiphoton Imaging of Immune Responses

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent re-oxygenation of the tissues (reperfusion). In the skin, ischemia-reperfusion (IR) is the main contributing factor to the pathophysiology of pressure ulcers. While the cascade of events leading up to the inflammatory response has been well studied, the spatial and temporal responses of the different subsets of immune cells to an IR injury are not well understood. Existing models of IR using the clamping technique on the skin flank are highly invasive and unsuitable for studying immune responses to injury, while similar non-invasive magnet clamping studies in the skin flank are less-than-ideal for intravital imaging studies. In this protocol, we describe a robust model of non-invasive IR developed on mouse ear skin, where we aim to visualize in real-time the cellular response of immune cells after reperfusion via multiphoton intravital imaging (MP-IVM).

This protocol describes the induction of an ischemia-reperfusion (IR) model on mouse ear skin using magnet clamping. Using a custom-built intravital imaging model, we study in vivo inflammatory responses post-reperfusion. The rationale behind the development of this technique is to extend the understanding of how leukocytes respond to skin IR injury.

Inducendo ischemia-riperfusione lesioni in Ear pelle mouse per intravitale Multiphoton Imaging delle risposte immunitarie

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

Occlusione del vaso due Mouse modello di Ischemia-riperfusione cerebrale

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Valutazione della riserva del flusso coronario dopo la miaocardia Ischemia Reperfusione nei ratti

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modello di ratto preclinico per lo studio delle lesioni ischemia-reperfusione in microchirurgia ricostruttiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Consegna intramiocardica ritardata di cellule staminali dopo l'infortunio di ricottamento ischemia in un modello Murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesione da ischemia-riperfusione dell'organo simulando cambiamenti emodinamici nel modello di trapianto di fegato di ratto

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...