Questo lavoro è stato sostenuto dal russo Science Foundation, concessione n. 14-50-00060 e LLC RUSCHEMBIO. Questo lavoro è stato sostenuto anche dal Crohn e Colite Foundation of America concedere 294.083 (a AVT), e dal NIH concedere RO1 DK47700 (CJ).

Gli studi sugli animali sono stati eseguiti in accordo con l&#39;Istituto Nazionale di Salute e linee guida sono state approvate dalla cura degli animali Istituzionale e utilizzare Comitato dell&#39;Istituto Trudeau. 8-12 settimane di età topi C57BL / 6 sono stati utilizzati per lo studio. 1. Preparazione per la chirurgia <ol><li> Preparare e sterilizzare gli strumenti chirurgici. </li><li> Preparare il sistema di anestesia isoflurano-based con cono, e pad riscaldata. Assicurarsi pad riscaldata non è surriscaldato (&lt;39 ° C). </li><li> Assicurarsi che il isoflurano evacuazione dei gas filtro viene posizionato correttamente a garantire le luci di scarico sul fondo del contenitore non sono bloccati o occlusa in alcun modo. Pesare gas scavenging bomboletta prima procedura e il peso documento sul contenitore. Eliminare il contenitore quando il peso contenitore supera i 50 g di peso accumulato (~ 12 ore). </li></ol> 2. Anestesia <ol><li> Anestetizzare mouse con 3% isoflurano in una camera di induzione (1 L / minO 2). <ol><li> Valutare profondità dell&#39;anestesia da una incapacità di rimanere in posizione verticale, perdita di movimento intenzionale volontaria, la perdita del riflesso corneale, rilassamento muscolare, e la perdita di risposta alla stimolazione reflex (punta o la coda pizzico con pressione costante). </li><li> Valutare la frequenza respiratoria e il modello osservando parete toracica e addominale movimenti. In anestesia ottimale, la frequenza respiratoria dovrebbe essere ~ 55-65 respiri al minuto. </li><li> Rimuovere mouse dalla camera di induzione e radere rapidamente l&#39;area addome del mouse. </li></ol></li><li> Per prevenire l&#39;essiccamento della cornea, posizionare blanda pomata oftalmica negli occhi. </li><li> Posizionare il mouse sul tappetino riscaldato e collegarlo tramite cono di sistema di anestesia. Assicurarsi membrana cono lattice naso si inserisce saldamente sopra la testa del mouse e non vi è alcuna perdita di isoflurano. </li><li> Ridurre tasso isoflurano al 1,5%, e iniettare buprenorfina (0,1 mg / kg) e ketamina (10 mg / kg) per via sottocutanea per impedire avvolgimento del dolore in cascata. </li><li> pulire °e pelle della zona operazione con un tampone di cotone sterile imbevuto di soluzione chirurgica Betadine seguita da etanolo al 70%. </li></ol> 3. Chirurgia <ol><li> Fare un cm laparotomia linea mediana 3-5 con le forbici di funzionamento. zona di operazione di copertura con tampone non aderente sterili inumidito con soluzione fisiologica. Isolare cieco e ileo ed esporre l&#39;arteria mesenterica superiore utilizzando tamponi di cotone inumidito con soluzione salina. </li><li> Per facilitare l&#39;applicazione di clip, fare piccole incisioni nel mesentere circostante l&#39;arteria mesenterica superiore con iris belle scissors.To fare questo, alzare delicatamente l&#39;intestino con una pinza medicazione e tagliare mesentery su entrambi i lati dell&#39;arteria mesenterica superiore alla posizione clip desiderata (Figura 1A). Quindi, aggiungere alcune gocce di soluzione salina sterile per l&#39;area di posizione della clip desiderata prima di applicare clip. Nota: per eseguire l&#39;intervento chirurgico farsa, seguire la procedura chirurgica fino al punto 3.2. Non applicare clip. Invece, mantenere il tessuto umido con aggiunta s caldoaline come descritto nel 3,6 per 1 ora. In seguito, passare al punto 4.1, </li><li> Occlude i primi rami ordine dell&#39;arteria mesenterica superiore con clip microvascolari (70 g forza) utilizzando una clip applicatore per creare una regione 5-7 cm dell&#39;ileo ischemico adiacente cieco (Figura 1B). Anche se la posizione dei vasi è conservatore, ci potrebbero essere lievi differenze tra i topi (vedere esempi nella Figura 1). Pertanto, 2 o 3 clip sono solitamente richiesti (vedi la posizione dei clip su figura 1A, D, E, frecce nere). Nota: utilizzare clip del vaso di alta qualità. clip ad alta pressione può danneggiare i vasi e prevenire la rigenerazione mentre clip a bassa pressione (&lt;30 g) non possono bloccare completamente il flusso di sangue. </li><li> Bloccare il flusso di sangue attraverso l&#39;intestino collaterale utilizzando due clip microvascolari tutti navi (40 g forza), demarking regione dell&#39;intestino ischemico (Figura 1). L&#39;occlusione dei vasi collaterali è necessario perevitare afflusso di sangue dai vasi sanguigni adiacenti (vedi la posizione dei clip su figura 1A, D, E, frecce verdi). </li><li> Opzionale: Aggiungere la soluzione di eparina (6 USP unità / ml), per prevenire la coagulazione del sangue. Gocciolata aggiungere 0,5 ml di soluzione di eparina per l&#39;intestino isolato. </li><li> Wet pad non aderente salviettine delicate sterili con soluzione salina pre-riscaldato a 37 ° C e si applicano a zona chirurgica. Assicurarsi che salviettine rimane umido durante l&#39;intera procedura. </li><li> Mantenere ischemia per 60 min usando 1-1,5% anestesia isoflurano in tutto. Se la procedura ischemia è eseguita correttamente, la regione ischemica cambia in vino rosso in colore in circa 30 min. Si noti che i vasi sanguigni distali alla posizione della clip sono ingrandite durante l&#39;ischemia (figura 1, pannelli di destra) che indica l&#39;occlusione di successo. </li><li> Seguire da vicino il mouse durante la fase di ischemia. Continuare ad applicare soluzione salina per il pad non aderente che copre il sito chirurgico. </li><li> marchioi bordi della zona ischemica pipettando 20 ml di Gill`s 3 ematossilina sul tessuto per agevolare la raccolta del tessuto ischemico e tessuto sano adiacente dal medesimo mouse per il confronto (Figura 1E, pannello di destra). </li></ol> 4. Fase riperfusione <ol><li> Alla fine della ischemia aggiungere qualche goccia di soluzione salina sull&#39;area fermaglio e rimuovere delicatamente clip microvascolari con clip applicatore. Poi, spingere delicatamente l&#39;intestino torna alla cavità addominale con punte di cotone inumidito saline. Rimuovere pad non aderente e chiudere la parete addominale e la pelle con 9 mm in acciaio inox clip ferita. Se riperfusione viene eseguita più di 3 ore, utilizzare una sutura Vicryl assorbibile per chiudere la parete addominale prima di applicare clip ferita sulla pelle. </li><li> Mantenere topi in una gabbia pulita riscaldata per tempo desiderato (30 min, 60 min, 120 min, o 180 min) per la fase di riperfusione. </li><li> Controllare gli animali, almeno ogni 30 min per assicurare la stabilità. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Necroscopia e raccolta dell&#39;intestino tenue <ol><li> Euthanize topi da CO 2 overdose seguita da dislocazione cervicale al momento desiderato seguendo riperfusione. </li><li> Aprire cavità addominale e raccogliere il tessuto intestinale ischemico per ulteriori analisi. Harvest sano tessuto normale adiacente al tessuto danneggiato come controllo interno per tenere conto di qualsiasi reazione sistemica di un infortunio. Nota: Questo controllo è più appropriato rispetto alla farsa topi di controllo operato perché i topi sham operato non subiscono una reazione sistemica al danno IR-indotta. </li><li> Lavare contenuto intestinale con 30 ml siringa con l&#39;ago collegato sonda gastrica riempito di soluzione salina e poi tagliare l&#39;intestino in senso longitudinale. Se è richiesto un campione di intestino per l&#39;analisi di espressione genica, tagliare un frammento di 1,5 millimetri longitudinalmente, e utilizzare il pezzo rimanente per l&#39;analisi istologica. </li><li> Per l&#39;analisi istologica, preparare un rotolo svizzero con un paio di pinze a rotolare la intestine. </li><li> Per mantenere la forma arrotolata, posizionare i pezzi di intestino tra imbottiture biopsia in cassette di tessuto (Figura 2). Mettere le cassette in 10% formalina tamponata. </li><li> Fix tessuto in formalina per almeno 24 ore. Sostituire formalina con il 70% di etanolo per altre 24 ore. Conservare tessuto in 70% di etanolo indefinitamente a temperatura ambiente. </li><li> Incorporare in paraffina, taglio 5 sezioni micron e macchia con ematossilina ed eosina utilizzando un protocollo standard (Figura 3). </li></ol> 6. punteggio <ol><li> Punteggio ottenuto il murino danno da ischemia-riperfusione come riassunto nella tabella 2. Scegliere un metodo di punteggio appropriato. </li><li> Opzionale: Dividere il campo visivo in quattro sezioni poiché la gravità del danno varia in tutta la sezione. </li><li> Calcolare la media di ogni sezione da punteggi ottenuti alla cieca. </li><li> Confrontare il grado del tessuto danneggiato tra casi e di controllo nonché di the indenne tessuto utilizzando un test di Kruskal-Wallis, seguito dal test di confronto multiplo di un Dunn. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

Lo sviluppo di modelli murini di intestinale lesioni IR hanno notevolmente migliorato la comprensione dei meccanismi di danno tissutale e aiutato nello sviluppo di potenziali strategie terapeutiche per ridurre al minimo i danni ai tessuti 7,9,11,34. I passaggi critici di questo protocollo sono il corretto posizionamento delle clip microvascolari, corretta tempistica della valutazione ischemia e propria istologica di lesioni IR. La durata di ischemia è fondamentale per la successi...

L&#39;intestino è molto sensibile alla interruzione del flusso di sangue che provoca ischemia e epiteliale danni. Riperfusione dopo ischemia fornisce ri-ossigenazione dei tessuti, e può promuovere ulteriormente la patologia. Pertanto, intestinale danno da ischemia e riperfusione è associata ad una vasta gamma di patologie, tra cui enterocolite necrotizzante, il rigetto nel trapianto di intestino tenue, complicanze della chirurgia addominale aneurisma aortico, bypass cardiopolmonare, e infiammatoria cronica dell&#39;intestino 1,2. Lesioni intestinali IR, ischemia mesenterica particolarmente acuta, è una condizione di pericolo di vita con conseguente morbilità e mortalità 3. Anche se poco conosciuta, intestinale ischemia-riperfusione (IR) danno è pensato per essere associate a cambiamenti nella flora intestinale, nonché la produzione di specie reattive dell&#39;ossigeno e citochine infiammatorie e chemochine 1,4-6. Questo porta alla attivazione sia inNate e meccanismi immunitari adattivi che promuovono l&#39;infiammazione dei tessuti e lesioni 1,7,8. I modelli animali sono fondamentali per la comprensione dei meccanismi di danno IR, in quanto consentono un facile guadagno-e la perdita-di-funzione di esperimenti genetici. Diversi modelli animali di IR sono state sviluppate che includono occlusione vascolare completo, a basso flusso ischemia, e segmentato occlusione vascolare (riassunto in una recente revisione globale 9). Ischemia intestinale causata da occlusione vascolare completa di mesenterica superiore (SMA) è un modello semplice e comunemente usato di IR in grandi animali e roditori 9-11. Tuttavia, diverse aree del intestino hanno diversa suscettibilità al danno. Inoltre, la vasta gamma di anestetici, analgesici, tecniche di occlusione, così come incoerenza nella durata del danno ischemico e risultato del recupero in gradi variabili di danno confondendo la nostra comprensione della biologia di IR attraverso Studie multiplas. La tabella 1 mostra queste incongruenze negli studi IR murini. Il più grande svantaggio di utilizzare i tempi d&#39;ischemia più brevi (30-45 minuti) si rivolge la finestra di recupero su cui possono essere osservate differenze discernibili tra casi e controlli. lieve lesione all&#39;epitelio può essere risolto un&#39;ora dopo riperfusione, quindi specializzata metriche patologiche possono essere necessari per trovare le differenze di restituzione epiteliale. Al contrario, danni eccessivi, come visto da 100 min di lesione ischemica può comportare la denudement completa dell&#39;epitelio, qualora la restituzione non è più possibile, aumentare il tasso di mortalità, e tempo di recupero. Pertanto, qui si descrive la procedura dettagliata di IR intestinale nei topi che causa ferite riproducibili senza la mortalità per favorire la standardizzazione di questa tecnica in tutto il nostro campo. Questo modello di lesione intestinale IR può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1160">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Heated Pad</td>
			<td style="width:191px;">Sunbeam</td>
			<td style="width:249px;">E12107-819</td>
			<td style="width:379px;">Alternative: Braintree Scientific heated pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Table top research anesthesia Machine</td>
			<td>Vasco</td>
			<td>UCAP 0001-0000171</td>
			<td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nose Cone</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>ARES500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scavenger canister and replacement cartridge</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>80000, 80120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Induction Chamber</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td>V711802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>NDC 66794-013-10</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal clipper&#160;</td>
			<td>Oster&#160;</td>
			<td>Oster Golden A5 078005-050-003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ophthalmic ointment</td>
			<td>Webster</td>
			<td>8804604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>562766</td>
			<td>Controlled substance,contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketaset (Ketamine HCl)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NADA 45-290</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cotton tips</td>
			<td>Puritan medical products</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>Autoclave before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-150-17</td>
			<td>10% Povidone-Iodine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile saline solution</td>
			<td>Aspen</td>
			<td>46066-807-60</td>
			<td>Adjust to room temperature before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile cotton gauze pad</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>22-415-468</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Non-adherent pad prepack</td>
			<td>Telfa</td>
			<td>1238</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">IR rodent thermometer</td>
			<td>BIOSEB</td>
			<td>BIO-IRB153</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 70g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS5424, RS5435</td>
			<td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 40g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS6472</td>
			<td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clip applying forceps</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>14189</td>
			<td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&#160; #RS-5440</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gill&#39;s 3 hematoxylin</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>14-390-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical staples, Reflex 9 mm</td>
			<td>Cell Point Scientific</td>
			<td>201-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Autoclip applier</td>
			<td>Beckton Dickinson</td>
			<td>427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Byopsy foam pad</td>
			<td>Simport</td>
			<td>M476-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue cassette</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>15182701A</td>
			<td>Histosette II combination lid and base</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10% buffered formalin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>245-684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical iris scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501263-G SC</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6816</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Operating scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501219-G</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6814</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dressing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-5228, RS-8122</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50mg</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>2106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:343px;">Reflex wound clip removing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-9263</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mice C57BL/6J mice&#160;</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>Stock No 0664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Telfa non-adherent dressings, 3x4, sterile</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>1050</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

ischemia intestinale è una condizione pericolosa per la vita associata con una vasta gamma di condizioni cliniche, tra cui l&#39;aterosclerosi, trombosi, ipotensione, enterocolite necrotizzante, il trapianto di intestino, traumi e l&#39;infiammazione cronica. Intestinal ischemia-riperfusione (IR) infortunio è una conseguenza di ischemia mesenterica acuta, causata dal flusso sanguigno insufficiente attraverso i vasi mesenterici, causando danni intestinali. Riperfusione dopo ischemia può esacerbare ulteriori danni dell&#39;intestino. I meccanismi di danno IR sono complessi e poco conosciuta. Pertanto, modelli sperimentali piccoli animali sono fondamentali per comprendere la fisiopatologia di lesioni IR e lo sviluppo di nuove terapie. Qui si descrive un modello murino di danno IR intestinale acuta che fornisce lesioni riproducibili del piccolo intestino, senza mortalità. Ciò si ottiene ischemia inducendo nella regione dell&#39;ileo distale temporalmente occludinag i rami collaterali periferici e terminali dell&#39;arteria mesenterica superiore per 60 minuti utilizzando clip microvascolari. Riperfusione per 1 ora, o 2 ore dopo i risultati di lesioni a danno riproducibile dell&#39;intestino esaminato da analisi istologica. La corretta posizione delle clip microvascolari è fondamentale per la procedura. Pertanto, il video clip fornisce una dettagliata descrizione visiva step-by-step di questa tecnica. Questo modello di lesione intestinale IR può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.

Abbiamo ottimizzato il protocollo sperimentale di chirurgia IR avere riproducibile lesioni IR indotta dell&#39;ileo nei topi. I risultati rappresentativi sono dimostrati in questa sezione. La Figura 1 mostra alcuni esempi di posizione clip microvascolari per indurre ischemia dell&#39;ileo. frecce nere indicano la posizione dei principali clip occlusione primi rami ordine di mesenterica superiore. Le frecce ver...

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Modello murino di ischemia-riperfusione intestinale Injury

Qui si descrive la procedura dettagliata di intestinale ischemia-riperfusione nei topi che causa ferite riproducibili senza la mortalità per favorire la standardizzazione di questa tecnica in tutto il campo. Questo modello di intestinale danno da ischemia-riperfusione può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

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19.4K Views.  Trudeau Institute.  Qui si descrive la procedura dettagliata di intestinale ischemia-riperfusione nei topi che causa ferite riproducibili senza la mortalità per favorire la standardizzazione di questa tecnica in tutto il campo. Questo modello di intestinale danno da ischemia-riperfusione può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione. 

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischemia-riperfusione Modello di danno renale acuta e post Infortunio fibrosi nei topi

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modello murino di ischemia miocardica e riperfusione lesioni da legatura della arteria discendente anteriore sinistra

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modello murino di retina ischemia-riperfusione lesioni a causa di aumento della pressione intraoculare

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Valutazione della riserva del flusso coronario dopo la miaocardia Ischemia Reperfusione nei ratti

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modello di ratto preclinico per lo studio delle lesioni ischemia-reperfusione in microchirurgia ricostruttiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Consegna intramiocardica ritardata di cellule staminali dopo l'infortunio di ricottamento ischemia in un modello Murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesione da ischemia-riperfusione dell'organo simulando cambiamenti emodinamici nel modello di trapianto di fegato di ratto

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Un modello di trapianto di polmone di ratto di ischemia calda / danno da riperfusione: ottimizzazioni per migliorare i risultati

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Un modello murino efficace di danno unilaterale da ischemia-riperfusione renale

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...