This project was supported by Agriculture and Food Research Initiative Competitive Grant no. 2100-68003-30395 from the USDA National Institute of Food and Agriculture.

NOTA: Tutte le procedure di raccolta del sangue sono state condotte in conformità con le linee guida stabilite dalla Appalachian State University (ASU) Institutional Review Board (IRB). 1. Raccolta Sangue intero <ol><li> Avere un flebotomo certificato prelevare il sangue secondo le linee guida dell&#39;Organizzazione Mondiale della Sanità. </li><li> Disegnare il sangue in un 4 ml di tubo di raccolta del sangue contenente acido Di-Potassio etilendiamminotetraacetico (K 2 EDTA). Capovolgere tubo di raccolta sangue secondo le istruzioni del produttore. Mantenere tubo di raccolta di sangue a temperatura ambiente su un agitatore meccanico banco fino separazione. </li></ol> 2. Preparazione delle cellule bersaglio Dio-etichettati <ol><li> Crescere K562 cellule in completa di Iscove Modified Dulbecco media (IMDM) supplementato con siero fetale bovino al 10% (FBS) e 1% di penicillina streptomicina per diverse settimane prima del test per garantire la salute delle cellule. Regolare il concentratione delle cellule per 3 x 10 5 cellule / ml al giorno attraverso il completamento di una cella di conteggio e successivo passaggio delle cellule. Eseguire un completo cambiamento dei media ogni 2 o 3 giorni. </li><li> Il giorno del test, eseguire una conta cellulare utilizzando un 1: 1 emocitometro. <ol><li> Rimuovere 10 microlitri dal pallone K562 e posto in 1,5 ml di tubo. </li><li> Aggiungere 10 ml di colorante blu trypan nella stessa provetta da 1,5 ml per un fattore di diluizione di 1: 1. </li><li> Delicatamente a scatti la provetta per mescolare K562 cellule e trypan colorante blu. </li><li> Lasciare K562 colorante blu cellula-trypan per incubare per 1 minuto a temperatura ambiente. </li><li> Rimuovere 15 ml di cellule K562 macchiati dal tubo. </li><li> Pipetta su emocitometro per la conta delle cellule. </li><li> Contare le celle nelle quattro piazze d&#39;angolo così come la piazza centrale per un totale di cinque piazze. </li><li> Calcolare conta cellulare utilizzando l&#39;equazione: Totale cellule / ml = cellule totali contate X (fattore di diluizione / numero di caselle) X 10.000 / mL </li></ol></li&gt; <li> Risospendere le cellule bersaglio K562 con una densità finale di 1 x 10 6 cellule / ml in terreno di coltura libera IMDM siero. </li><li> Per le cellule bersaglio K562 senza macchia, aggiungere 10 ml di cellule bersaglio K562 a uno 15 ml di tubo ad una densità di 1 x 10 6 cellule / ml per un totale di 10 x 10 6 cellule K562. Mettere in un incubatore a 37 ° con 5% di CO 2 fino al momento dell&#39;uso. </li><li> Per le cellule bersaglio DiO macchiato K562, aggiungere 10 ml di K562 obiettivi cellule ad uno 15 ml di tubo ad una densità di 1 x 10 6 cellule / ml per un totale di 10 x 10 6 cellule K562. <ol><li> Aggiungere 1 ml di soluzione DiO cella-etichettatura per ml di sospensione cellulare in 15 ml di tubo designato per DiO colorazione e delicatamente vortice. Ad esempio, aggiungere 10 ml di soluzione di cellule-etichettatura DiO a 10 x 10 6 cellule / ml K562 ad un volume di 1 x 10 6 cellule / ml. </li><li> Incubare soluzione K562-DiO per 20 min a 37 ° C con 5% di CO 2 in una provetta da 15 ml. </li></ol></li><li> Seguiincubazione ing, aggiungere 3 ml di soluzione fisiologica a temperatura ambiente tampone fosfato (PBS) per soluzione K562-dio contenente 15 ml di tubo. </li><li> Centrifugare per 10 min a 135 xg a temperatura ambiente. </li><li> Rimuovere con attenzione il surnatante senza disturbare il pellet cellulare con 1.000 ml di volume regolabile pipetta. </li><li> Aggiungere 10 ml di IMDM fresco alla cella pellet contenente 15 ml di tubo. </li><li> Delicatamente tubo vortex per risospendere le cellule. </li><li> Ripetere i punti 2.7 a 2.10 altre due volte. </li><li> Cellule Conservare in un incubatore a 37 ° con il 5% di CO 2 fino al momento dell&#39;uso. NOTA: Le celle possono essere memorizzati in incubatrice fino a 24 h, ma è preferibile usarli lo stesso giorno. </li></ol> 3. Preparazione di controlli <ol><li> Trasferire il seguente in separati e opportunamente etichettati tubi da 1,5 ml: <ol><li> Aggiungere 500 ml di IMDM fresco contenente risospeso DIO-etichettato K562 cellule nel &quot;Double Positive&quot; etichettato 1,5 ml di tubo. </li><li> Aggiungere 500 ml di IMDM fresco contenente risospeso cellule K562 DIO-etichettati in &quot;Dio solo&quot; etichettato 1,5 ml di tubo. </li><li> Aggiungere 500 ml di IMDM fresco contenente cellule K562 senza etichetta risospese nella &quot;ioduro di propidio (PI) solo&quot; etichettati 1,5 ml di tubo. </li></ol></li><li> Posizionare il doppio positivo e PI solo tubi in un bagno d&#39;acqua C 55 ° per 5 min. </li><li> Dopo la 5 minuti è trascorso, rimuovere i tubi e pulire con il 70% di etanolo. </li><li> Aggiungere 10 L di PI al doppio positivo e PI solo 1,5 mL. </li><li> Mettere tutti i tre controlli K562 cellule bersaglio in incubatore a 37 ° C per 30 min. </li><li> Dopo 30 min di incubazione è trascorso, centrifugare tutti i tre controlli di cellule bersaglio K562 per 2 min a 163 x g. </li><li> Rimuovere con attenzione il surnatante senza disturbare il pellet. </li><li> Risospendere ogni controllo con 20 ml di mezzi di coltura cellulare IMDM fresco, e lasciare nel 37 ° C incubatore con 5% di CO 2 per almeno30 min per il segnale DiO ottimale. NOTA: I controlli sono ora pronti per essere eseguito attraverso il flusso di imaging citometro. </li></ol> 4. NK cellulare automatizzata Separazione <ol><li> Accendere separatore cellulare e consentire il ciclo di start-up alla fine. </li><li> Assicurarsi che tutte le bottiglie di illuminazioni fluidi sono verdi e che la bottiglia è vuota rifiuti. </li><li> Ottenere un ambiente a temperatura 15 ml portaprovette. NOTA: La selezione è basata su volumi di campione. Ad esempio, per un volume inferiore a 3 ml utilizzano un portaprovette 15 ml e per un volume superiore a 3 mL utilizzano una mL cremagliera 50 del tubo. </li><li> tubi campione Etichetta di conseguenza (Ripeti per campione / partecipante): Partecipante 1 campione di sangue intero; Partecipante 1 frazione negativa; Partecipante 1 frazione positiva. </li><li> pipettare delicatamente 1,5 ml di sangue intero dal punto 1.2 in 15 tubo &quot;intero campione di sangue&quot; mL. </li><li> Posizionare il tubo adeguatamente etichettati 15 mL &quot;intero campione di sangue&quot; dal punto 4.5 ed etichettati 15 mL &quot;frazione negativa&quot; etubi &quot;frazione positiva&quot; dal passo 4.4 nel rack tubo. Utilizzare thefollowing cremagliera campione di set-up: Riga (R1) A: Campione di sangue intero, Fila (R2) B: Negativo, frazione senza etichetta, Fila (R4) C: Positivo, frazione magneticamente etichettati. </li><li> Inserire il rack di separazione sul MiniSampler per autolabeling. </li><li> Selezionare &quot;reagente&quot; sul menu ed evidenziare la posizione in cui il flaconcino verrà inserito nel rack separatore. </li><li> Selezionare &quot;Leggi reagente&quot; per attivare il lettore di codici 2D. </li><li> Posizionare la fiala reattivo appropriato davanti al lettore di codici 2D tra 0,5-2,5 cm dal coperchio del lettore di codice. NOTA: per esempio, il reagente necessario per la separazione delle cellule NK è CD56. </li><li> Tenere reagente flacone con un angolo di fronte lettore di codici 2D per una lettura ottimale. </li><li> Posizionare il flacone di reagente in posizione corretta cremagliera separatore. </li><li> Evidenziare le posizioni desiderate nella scheda di separazione sullo schermo. </li><li> Dal sottomenu Etichettatura, assegnare un auprogramma di tolabeling. </li><li> Assegnare le cellule di separazione reagente CD56 microsfere di accumulare posizioni 1, 2, 3, e 4. </li><li> Selezionare il programma di separazione &quot;posselwb&quot;. </li><li> Selezionare il programma di lavaggio &quot;risciacquo&quot;. </li><li> Inserire un volume di campione di 1.500 ml nel sottomenu &quot;Volume&quot; utilizzando il tastierino numerico. </li><li> Selezionare l&#39;opzione &quot;Invio&quot; sulla tastiera. </li><li> Selezionare &quot;Run&quot; per avviare la separazione delle cellule. </li><li> Selezionare &quot;OK&quot; per confermare tale buffer sufficiente è disponibile per l&#39;elaborazione di tutti i campioni. </li></ol> 5. NK cellulare Conte seguito cellulare Separazione <ol><li> Immediatamente dopo separazione cellulare con il separatore cellulare, recuperare la frazione positiva. Lasciare a temperatura ambiente. Questa frazione contiene la popolazione di cellule NK puro desiderato. </li><li> Per ogni singolo campione, eseguire una conta delle cellule utilizzando un emocitometro come da Fase 2.2. <ol><li> Dopo i calcoli, registrare la conta delle cellule. </li&gt; </ol></li></ol> 6. citotossicità Assay Preparazione del campione <ol><li> Preparare ed etichettare provette da 1,5 ml per ogni campione / partecipante di conseguenza. </li><li> Pipetta rapporto tra cellule NK e K562 DIO-etichettati desiderato in ogni provetta. NOTA: per esempio, il rapporto desiderato di cellule bersaglio K562 e cellule effettrici NK è 1: 5. </li><li> Centrifugare per 5 min a 135 x g. </li><li> Rimuovere con attenzione il surnatante senza disturbare il pellet. </li><li> Risospendere NK-dio etichettato miscela di cellule K562 in 500 ml di mezzi delle cellule NK, senza l&#39;interleuchina-2 (IL-2) e 2-mercaptoetanolo (2-ME) (incompleta NK coltura cellulare media). NOTA: I terreni di coltura delle cellule NK incompleta è Minimum Essential medio di Eagle con bicarbonato di sodio, senza L-glutammina, ribonucleosides e deoxyribonucleosides. </li><li> Aggiungere 5 ml di PI ad ogni provetta. </li><li> Centrifugare per 2 minuti a 163 x g. </li><li> Incubare le cellule a 37 ° C per 2 ore. </li><li> Dopo 2 ore di incubazione, centrifuge per 2 min a 163 x g. </li><li> Rimuovere con attenzione il surnatante senza disturbare il pellet. </li><li> Risospendere le cellule in 25 microlitri incompleta terreni di coltura delle cellule NK. </li></ol> 7. Preparazione di spontanea ( &quot;S&quot;) Esempio <ol><li> Pipettare 500 ml di cellule K562 DIO-etichettati (concentrazione di 1 x 10 6 cellule / ml) in 1,5 ml di tubo. </li><li> Aggiungere 10 ml di PI ad ogni provetta. </li><li> provetta per centrifuga per 2 min a 163 x g. </li><li> Incubare le cellule a 37 ° C per 2 ore. </li><li> Dopo 2 h di incubazione, centrifugare per 2 min a 163 x g. </li><li> Rimuovere con attenzione il surnatante senza disturbare il pellet. </li><li> Risospendere le cellule in 25 ml incompleta Essential Medium (α-MEM) terreni di coltura delle cellule alfa-minimo. </li></ol> 8. Acquisizione dati con Imaging citofluorimetro <ol><li> Premere il tasto verde all&#39;interno dello sportello anteriore della dell&#39;imaging citofluorimetro per accendere lo strumento. </li><li> Attivare all computer associati imaging citofluorimetro. </li><li> Avviare il flusso di imaging citometro software. </li><li> Fare clic sul pulsante &quot;Avvio&quot; per lavare il sistema e preparare la linea del campione. </li><li> Una volta che il &quot;Avvio&quot; è completa, chiudere la finestra &quot;Calibrations&quot;. </li><li> Assegnare i canali: sul lato superiore sinistro, cliccare su ogni canale, al fine di assegnare loro. </li><li> Sul lato destro, fare clic sul pulsante grafico a dispersione per creare 4 a dispersione: Raw Max Pixel _MC_6 vs Area_M06, Crudo Max Pixel _MC_2 vs Area_M02, Crudo Max Pixel _MC_5 vs Area_M05 e FieldArea_M01 vs AspectRatio_M01. </li><li> Iniziare l&#39;analisi di campioni in primo luogo usando il comando &quot;Doppio positivo&quot;. <ol><li> Clicca su &quot;Carica&quot;. </li><li> Posizionare il tubo da 1,5 ml con il campione &quot;Double Positive&quot; da Piazza di 3,4 a 3,9 nel caricatore del campione. </li><li> Selezionare l&#39;obiettivo 40X nella scheda &quot;ingrandimento&quot;. </li><li> Accendere il 405 mW e642 laser MW. </li><li> Accendere il canale &quot;Brightfield&quot;. </li><li> Clicca su &quot;Seleziona intensità.&quot; </li><li> Sulla base del campione di controllo &quot;Double positivo&quot;, determinare l&#39;intensità desiderata per il laser 405 mW quindi il rivelatore non è sovraccarico. Nota: Ad esempio, l&#39;intensità ottimale per questo esperimento è stato fissato a 11 mW. </li></ol></li><li> Dopo il set-up desiderato si ottiene, acquisire i dati. <ol><li> Nella scheda &quot;File di acquisizione&quot;, inserire il nome del file in un testo personalizzato. Selezionare una cartella in cui salvare il file di dati (s). </li><li> Inserire il numero di cellule di acquisire accanto a &quot;raccogliere&quot;. In genere questo numero varia tra 1.000 a 10.000. </li><li> Clicca su &quot;Acquisisci&quot;. NOTA: Una volta che il numero desiderato di cellule viene acquisito, il file di dati viene salvato automaticamente nella cartella precedentemente selezionata. </li></ol></li><li> Dopo l&#39;acquisizione termina, caricare il campione di controllo successivo - Dio solo il controllo. </strong&gt; <ol><li> Clicca su &quot;Carica&quot;. </li><li> Posizionare il tubo 1,5 ml con l &#39; &quot;unico Dio&quot; campione nel caricatore di campione. </li><li> Lasciare l&#39;obiettivo 40X nella scheda &quot;ingrandimento&quot; selezionato. </li><li> Lasciare il laser 405 mW acceso. </li><li> Spegnere il laser 642 mW e il canale &quot;Brightfield&quot;. NOTA: Ora che la desiderata set-up è stato raggiunto, i dati possono essere acquisiti. </li><li> Nella scheda &quot;File di acquisizione&quot;, inserire il nome del file in un testo personalizzato e selezionare una cartella in cui salvare il file di dati (s). Inserire il numero di cellule di acquisire accanto a &quot;raccogliere&quot;.. In genere questo numero è 1.000. </li><li> Clicca su &quot;Acquisisci&quot;. NOTA: Una volta che il numero desiderato di cellule viene acquisito il file di dati viene salvato automaticamente nella cartella precedentemente selezionata. </li></ol></li><li> Ripetere il passaggio 8.10 per il &quot;solo PI&quot; campione di controllo. I campioni sperimentali sono ora pronti per essere raccolti. </li><li> Gestire le remaining campioni sperimentali, tra cui i &quot;Campioni spontanee&quot; S &quot;&quot; come segue: <ol><li> Lasciare l&#39;obiettivo 40X nella scheda &quot;ingrandimento&quot; selezionato. </li><li> Accendere il 405 mW e 642 mW laser. </li><li> Attivare il canale &quot;Brightfield&quot;. </li><li> Clicca su &quot;Imposta intensità.&quot; </li><li> Nella scheda &quot;File di acquisizione&quot;, inserire il nome del file in un testo personalizzato e selezionare una cartella in cui salvare il file di dati (s). Inserire in un testo il nome del file personalizzato. </li><li> Inserire il numero di cellule di acquisire accanto a &quot;raccogliere&quot;. </li><li> Fare clic sul pulsante &quot;Acquisisci&quot;. NOTA: Una volta che il numero desiderato di cellule viene acquisito il file di dati viene salvato automaticamente nella cartella precedentemente selezionata. </li></ol></li><li> Ripetere il passaggio 8.12 per tutti i campioni sperimentali. </li><li> Dopo che tutti i dati sperimentali e file sono stati raccolti, fare clic sul pulsante &quot;Shutdown&quot; per sterilizzare il sistema. </li></ol> 9. ImaginAnalisi dei campioni g citofluorimetro <ol><li> Aprire il flusso di imaging citometro applicazione software di analisi. </li><li> Sotto &quot;File&quot;, aprire un file .RIF sperimentale. </li><li> Costruire una nuova matrice utilizzando i file .RIF singolo colore (Dio-solo il controllo e il controllo PI-only, creato durante fasi 8.10 e 8.11) selezionando &quot;Crea un nuovo Matrix&quot; nella scheda di compensazione nel flusso di immagini citometro software. NOTA: Il software chiederà per la selezione dei file a colori singoli e unirli per creare un file di matrice (estensione del file .ctm), che deve essere selezionato per applicare la compensazione del canale. </li><li> Creare diagrammi di punti utilizzando la funzione di &quot;mattoni&quot; del software. <ol><li> Creare un dot-plot (BrightFieldGradient_RMS vs Frequency) per porta le cellule mirate. Chiama il cancello &quot;Focus&quot; (Figura 1A). </li><li> Utilizzando la porta &quot;Focus&quot;, creare un diagramma a punti di Bright Campo Area vs campo luminoso Proporzioni di g<html> mangiato le cellule di singoletto. Chiama il cancello &quot;Single&quot; (Figura 1B). </li><li> Utilizzando la porta &quot;Single&quot;, creare un diagramma a punti di Intensity_MC_Ch02 vs Intensity_MC_Ch5. Utilizzare questa trama per identificare e porta Dio-positivo solo le cellule (obiettivi, vivo) e PI-dio cellule doppio positive (obiettivi, morte) (Figura 1C). NOTA: Tutte le trame descritto nei punti 9.4.1, 9.4.2, 9.4.3 e possono essere creati utilizzando la funzione &quot;mattoni&quot; del software. </li></ol></li><li> Fare clic sulla funzione statistica della trama punto per accedere ai numeri cellulari di ogni porta. </li><li> Calcolare la percentuale di bersagli morti nel campione spontanea e campioni sperimentali utilizzando la seguente formula: % bersagli morti in campione = (target #dead x 100) / (# vivono obiettivi + #dead obiettivi) </li><li> Calcolare citotossicità utilizzando la seguente formula: % Citotossicità = [(Experimental dead-spontaneo morto) / (morto 100-spontaneo)] x100 </li></ol>_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54779/54779fig1.jpg" /> Figura 1: istogrammi rappresentativi, grafici a dispersione e le immagini per l&#39;analisi attività citotossica. Analisi (A) cella di messa a fuoco. (B) analisi singola cella. Analisi (C) bersaglio colorazione delle cellule. Tutte le determinazioni sono realizzati con l&#39;immagine allegata ad ogni evento. Questo può essere letta in software di analisi, semplicemente cliccando sulla manifestazione sui grafici. (D) immagine rappresentativa di un evento doppietto, che mostra un cellulare per apoptosi NK e un obiettivo K562 dal vivo. CH01, Brightfield. Ch02, DIO. CH05, PI. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54779/54779fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

<ol>
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The authors have nothing to disclose.

Il metodo descritto in questo studio misura direttamente l&#39;attività specifica di cellule NK di un individuo in risposta a stimoli (in questo caso particolare, esercizio prolungato). Tipicamente, le cellule NK sono isolati dal proprio sangue utilizzando gradienti di densità o di separazione delle cellule utilizzando una combinazione di marcatori. Mentre questi metodi sono ampiamente utilizzati, hanno molti svantaggi: sono in termini di tempo, coinvolgono più manipolazioni, e sono fortemente dipendenti dell&#39;ute...

cellule killer naturali sono un elemento essenziale del sistema immunitario innato. Mentre sono molto disciplinati, hanno la capacità di riconoscere ed eliminare le cellule anomale attraverso il contatto cellula-cellula e senza attivazione preventiva 1. Come tali, essi formano una linea veloce di difesa contro le infezioni. Esercizio, particolarmente intenso, ha dimostrato di deprimere transitoriamente il sistema immunitario 2, 3, 4, 5. Cellule NK sono particolarmente soggetti a questo effetto 4, 6, 7, creando una finestra di una maggiore sensibilità alla malattia. Pertanto, lo studio di interventi prima, durante o dopo un intenso esercizio con l&#39;obiettivo di ridurre l&#39;impatto sulla funzione delle cellule NK è di particolare interesse per il benessere degli atleti post-concorsi. 8, a circa l&#39;1% del vano globuli bianchi; 2) le cellule NK sono molto sensibili allo stress e si basano su costante esposizione a condizioni fisiologiche di rimanere vitali e stabile durante la sperimentazione; e 3) test standard per determinare la citotossicità delle cellule NK, come Ficoll gradienti 9 e rilasciare dosaggi 10, sono inaffidabili e inconsistenti. La variabilità intrinseca dei campioni umani composti soltanto questi problemi. campioni umani freschi raccolti durante interventi sono abbastanza regolamentato e difficili da procurare, almeno rispetto ai campioni animali o linee cellulari immortalizzate. Questo riduce la possibilità di ripetere gli esperimenti o aggiungere partecipanti allo studio di coorte per raggiungere significativi soglie statistiche. Collettivamente, questi problemi sostengono la necessità di un protocollo semplificato che permette FOR sia high-throughput e l&#39;analisi ad alta affidabilità di NK attività litica delle cellule in campioni umani. Abbiamo stabilito un flusso di lavoro che riduce il tempo necessario per identificare, isolare e le cellule NK di prova da sangue intero umano, riducendo al minimo l&#39;esposizione a fattori estranei. Il metodo ottimizza l&#39;uso di due strumenti, un sorter magnetico a base cellulare e un flusso di imaging citometro, ed una, T ottimizzata specifico per il dosaggio: rapporto E per consentire il rilevamento di diminuzioni o incrementi di citotossicità delle cellule NK.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1275">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">K-562 lymphoblasts</td>
			<td style="width:183px;">ATCC</td>
			<td style="width:136px;">CCL-243</td>
			<td style="width:585px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Iscove&#39;s Modified Dulbecco&#39;s Media</td>
			<td style="width:183px;">ATCC</td>
			<td style="width:136px;">30-2005</td>
			<td>High glucose, with L-Glutamine, with HEPES, Sterile-filtered</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Alpha Minimum Essential medium</td>
			<td style="width:183px;">ATCC</td>
			<td style="width:136px;">CRL-2407</td>
			<td style="width:585px;">Without ribonucleosides and deoxyribonucleosides but with 2 mM L-glutamine and 1.5 g/L sodium bicarbonate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Trypan Blue Solution 0.4%</td>
			<td style="width:183px;">Amresco</td>
			<td style="width:136px;">K940-100ML</td>
			<td>Tissue culture grade</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Propridium Iodide Staining Solution</td>
			<td style="width:183px;">BD Pharmingen</td>
			<td style="width:136px;">51-66211E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Vybranto DiO cell-labeling solution</td>
			<td style="width:183px;">Vybranto</td>
			<td style="width:136px;">V-22886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">autoMACS Pro Separator</td>
			<td style="width:183px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:136px;">130-092-545</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">autoMACS Running Buffer</td>
			<td style="width:183px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:136px;">130-091-221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">autoMACS Washing Buffer</td>
			<td style="width:183px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:136px;">130-092-987</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">autoMACS Columns</td>
			<td style="width:183px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:136px;">130-021-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Whole Blood CD56 MicroBeads, human</td>
			<td style="width:183px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:136px;">130-090-875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ImageStream X Mark II Imaging Flow Cytometer</td>
			<td style="width:183px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Speedbeads</td>
			<td style="width:183px;">Amnis Corporation</td>
			<td style="width:136px;">400030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.4-0.7% Hypochlorite (Sterilizer)</td>
			<td style="width:183px;">VWR</td>
			<td>JT9416-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Coulter Clenz</td>
			<td style="width:183px;">Beckman Coulter</td>
			<td>8546929</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">70% Isopropanol (Debubbler)</td>
			<td style="width:183px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:136px;">1.3704</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D-PBS (Sheath fluid)</td>
			<td style="width:183px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:136px;">BSS-1006-B (1X)</td>
			<td>No calcium or magnesium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">INSPIRE Software</td>
			<td style="width:183px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td>Version Mark II, September 2013</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ideas Application Software</td>
			<td style="width:183px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td>Version 6.1, July 2014</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

flow cytometric analysis of natural killer cell lytic activity in human whole blood

citotossicità delle cellule NK è una misura ampiamente utilizzato per determinare l&#39;effetto di un intervento esterno sulla funzione delle cellule NK. Tuttavia, la precisione e la riproducibilità di questo test possono essere considerati instabili, sia a causa di errori dell&#39;utente oa causa della sensibilità delle cellule NK di manipolazione sperimentale. Per eliminare questi problemi, un flusso di lavoro che li riduce al minimo è stato stabilito ed è presentato qui. Per illustrare, abbiamo ottenuto campioni di sangue, in vari momenti, da corridori (n = 4), che sono stati sottoposti ad un intenso periodo di esercizio. In primo luogo, le cellule NK sono contemporaneamente identificati e isolati attraverso CD56 tagging e smistamento magnetico-based, direttamente dal sangue intero e da un minimo di un millilitro. Le cellule NK ordinati vengono rimossi di eventuali anticorpi reagenti o tappatura. Essi possono essere contati per stabilire un accurato conteggio delle cellule NK per millilitro di sangue. In secondo luogo, le cellule NK ordinati (effettori cellule o E) possono essere miscelati con 3,3&#39;-Diotadecyloxacarbocyanine perclorato (DIO) etichettato cellule K562 (cellule bersaglio o T) in un saggio-ottimale 1: 5 T: rapporto E e analizzato utilizzando un flusso-citometria di imaging che permette la visualizzazione di ogni evento e l&#39;eliminazione di falsi positivi o falsi negativi (come doppiette o cellule effettrici). Questo flusso di lavoro può essere completato in circa 4 ore, e consente di ottenere risultati molto stabili anche quando si lavora con campioni umani. Quando disponibile, gruppi di ricerca possono testare diversi interventi sperimentali in soggetti umani, e confrontare le misurazioni attraverso diversi punti di tempo senza compromettere l&#39;integrità dei dati.

Determinazione del numero di cellule NK L&#39;effetto della corsa pesante sul conteggio delle cellule NK nel sangue intero è stato misurato, utilizzando il protocollo di esercizio descritto nella Figura 2. I campioni di sangue sono stati elaborati prima dell&#39;esercizio, immediatamente dopo l&#39;esercizio, 1,5 ore dopo l&#39;esercizio, e, infine, 24 e 48 ore dopo il prelievo di sangue iniziale. La concentrazione di cellule NK per millilitro di sangue intero è...

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Flow Cytometric Analysis of Natural Killer Cell Lytic Activity in Human Whole Blood

This work describes an advanced workflow for the accurate and fast determination of NK (Natural Killer) cell count and NK cell cytotoxicity in human blood samples.

Flusso analisi di citometria di Natural Killer cellulare Lytic attività nel Sangue umano intero

NK cell cytotoxicity is a widely used measure to determine the effect of outside intervention on NK cell function. However, the accuracy and ...

flow-cytometric-analysis-natural-killer-cell-lytic-activity-human

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

12.3K Views.  North Carolina A&T State University, North Carolina Research Campus. This work describes an advanced workflow for the accurate and fast determination of NK (Natural Killer) cell count and NK cell cytotoxicity in human blood samples.

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Super-resolution Imaging of the Natural Killer Cell Immunological Synapse on a Glass-supported Planar Lipid Bilayer

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has been in the study of immunological synapse formation, due to the ability of the glass-supported planar lipid bilayers to mimic the surface of a target cell while forming a horizontal interface. The recent advances in super-resolution imaging have further allowed scientists to better view the fine details of synapse structure. In this study, one of these advanced techniques, stimulated emission depletion (STED), is utilized to study the structure of natural killer (NK) cell synapses on the supported lipid bilayer. Provided herein is an easy-to-follow protocol detailing: how to prepare raw synthetic phospholipids for use in synthesizing glass-supported bilayers; how to determine how densely protein of a given concentration occupies the bilayer's attachment sites; how to construct a supported lipid bilayer containing antibodies against NK cell activating receptor CD16; and finally, how to image human NK cells on this bilayer using STED super-resolution microscopy, with a focus on distribution of perforin positive lytic granules and filamentous actin at NK synapses. Thus, combining the glass-supported planar lipid bilayer system with STED technique, we demonstrate the feasibility and application of this combined technique, as well as intracellular structures at NK immunological synapse with super-resolution.

We describe here a combination of the glass-supported lipid bilayer technique of forming immunological synapses with the super-resolution imaging technique of stimulated emission depletion (STED) microscopy. The goal of this protocol is to provide users with the instructions necessary to successfully carry out these two techniques.

Super-Resolution Imaging di cellule Natural Killer immunologica Sinapsi su un vetro supportato Planar doppio strato lipidico

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Whole-animal Imaging and Flow Cytometric Techniques for Analysis of Antigen-specific CD8+ T Cell Responses after Nanoparticle Vaccination

Traditional vaccine adjuvants, such as alum, elicit suboptimal CD8+ T cell responses. To address this major challenge in vaccine development, various nanoparticle systems have been engineered to mimic features of pathogens to improve antigen delivery to draining lymph nodes and increase antigen uptake by antigen-presenting cells, leading to new vaccine formulations optimized for induction of antigen-specific CD8+ T cell responses. In this article, we describe the synthesis of a &#8220;pathogen-mimicking&#8221; nanoparticle system, termed interbilayer-crosslinked multilamellar vesicles (ICMVs) that can serve as an effective vaccine carrier for co-delivery of subunit antigens and immunostimulatory agents and elicitation of potent cytotoxic CD8+ T lymphocyte (CTL) responses. We describe methods for characterizing hydrodynamic size and surface charge of vaccine nanoparticles with dynamic light scattering and zeta potential analyzer and present a confocal microscopy-based procedure to analyze nanoparticle-mediated antigen delivery to draining lymph nodes. Furthermore, we show a new bioluminescence whole-animal imaging technique utilizing adoptive transfer of luciferase-expressing, antigen-specific CD8+ T cells into recipient mice, followed by nanoparticle vaccination, which permits non-invasive interrogation of expansion and trafficking patterns of CTLs in real time. We also describe tetramer staining and flow cytometric analysis of peripheral blood mononuclear cells for longitudinal quantification of endogenous T cell responses in mice vaccinated with nanoparticles.

We describe whole-animal imaging and flow cytometry-based techniques for monitoring expansion of antigen-specific CD8+ T cells in response to immunization with nanoparticles in a murine model of vaccination.

Imaging Whole-animale e di citometria a flusso tecniche di analisi di Antigen-specific CD8 + cellule T Risposte dopo nanoparticelle vaccinazione

Traditional vaccine adjuvants, such as alum, elicit suboptimal CD8+ T cell responses. To address this major challenge in vaccine development, various ...

Isolation and Flow Cytometric Analysis of Immune Cells from the Ischemic Mouse Brain

Ischemic stroke initiates a robust inflammatory response that starts in the intravascular compartment and involves rapid activation of brain resident cells. A key mechanism of this inflammatory response is the migration of circulating immune cells to the ischemic brain facilitated by chemokine release and increased endothelial adhesion molecule expression. Brain-invading leukocytes are well-known contributing to early-stage secondary ischemic injury, but their significance for the termination of inflammation and later brain repair has only recently been noticed.
Here, a simple protocol for the efficient isolation of immune cells from the ischemic mouse brain is provided. After transcardial perfusion, brain hemispheres are dissected and mechanically dissociated. Enzymatic digestion with Liberase&#160;is followed by density gradient (such as Percoll) centrifugation to remove myelin and cell debris. One major advantage of this protocol is the single-layer density gradient procedure which does not require time-consuming preparation of gradients and can be reliably performed. The approach yields highly reproducible cell counts per brain hemisphere and allows for measuring several flow cytometry panels in one biological replicate. Phenotypic characterization and quantification of brain-invading leukocytes after experimental stroke may contribute to a better understanding of their multifaceted roles in ischemic injury and repair.

Inflammation plays a central role in the pathogenesis of ischemic stroke. Increasing evidence suggests that it acts as a double-edged sword which exacerbates early brain injury, but also contributes to later repair. This protocol describes the isolation of immune cells from the ischemic brain and their subsequent flow cytometric phenotyping.

Isolamento e analisi citofluorimetrica delle cellule immunitarie dal cervello ischemica mouse

Ischemic stroke initiates a robust inflammatory response that starts in the intravascular compartment and involves rapid activation of brain resident ...

Isolation and Flow Cytometric Analysis of Glioma-infiltrating Peripheral Blood Mononuclear Cells

Our laboratory has recently demonstrated that natural killer (NK) cells are capable of eradicating orthotopically implanted mouse GL26 and rat CNS-1 malignant gliomas soon after intracranial engraftment if the cancer cells are rendered deficient in their expression of the &#946;-galactoside-binding lectin galectin-1 (gal-1). More recent work now shows that a population of Gr-1+/CD11b+ myeloid cells is critical to this effect. To better understand the mechanisms by which NK and myeloid cells cooperate to confer gal-1-deficient tumor rejection we have developed a comprehensive protocol for the isolation and analysis of glioma-infiltrating peripheral blood mononuclear cells (PBMC). The method is demonstrated here by comparing PBMC infiltration into the tumor microenvironment of gal-1-expressing GL26 gliomas with those rendered gal-1-deficient via shRNA knockdown. The protocol begins with a description of&#160;how to culture and prepare GL26 cells for inoculation into the syngeneic C57BL/6J mouse brain. It then explains the steps involved in the isolation and flow cytometric analysis of glioma-infiltrating PBMCs from the early brain tumor microenvironment. The method is adaptable to a number of in vivo experimental designs in which temporal data on immune infiltration into the brain is required. The method is sensitive and highly reproducible, as glioma-infiltrating PBMCs can be isolated from intracranial tumors as soon as 24 hr post-tumor engraftment with similar cell counts observed from time point matched tumors throughout independent experiments. A single experimentalist can perform the method from brain harvesting to flow cytometric analysis of glioma-infiltrating PBMCs in roughly 4-6 hr depending on the number of samples to be analyzed. Alternative glioma models and/or cell-specific detection antibodies may also be used at the experimentalists&#8217; discretion to assess the infiltration of several other immune cell types of interest without the need for alterations to the overall procedure.

Presented here is a straightforward method for the isolation and flow cytometric analysis of glioma-infiltrating peripheral blood mononuclear cells that yields time-dependent quantitative data on the number and activation status of immune cells entering the early brain tumor microenvironment.

Isolamento e analisi citofluorimetrica di-Glioma infiltrazione sangue periferico mononucleari Cellule

Our laboratory has recently demonstrated that natural killer (NK) cells are capable of eradicating orthotopically implanted mouse GL26 and rat CNS-1 ...

A Simple Flow Cytometric Method to Measure Glucose Uptake and Glucose Transporter Expression for Monocyte Subpopulations in Whole Blood

Monocytes are innate immune cells that can be activated by pathogens and inflammation associated with certain chronic inflammatory diseases. Activation of monocytes induces effector functions and a concomitant shift from oxidative to glycolytic metabolism that is accompanied by increased glucose transporter expression. This increased glycolytic metabolism is also observed for trained immunity of monocytes, a form of innate immunological memory. Although in vitro protocols examining glucose transporter expression and glucose uptake by monocytes have been described, none have been examined by multi-parametric flow cytometry in whole blood. We describe a multi-parametric flow cytometric protocol for the measurement of fluorescent glucose analog 2-NBDG uptake in whole blood by total monocytes and the classical (CD14++CD16-), intermediate (CD14++CD16+) and non-classical (CD14+CD16++) monocyte subpopulations. This method can be used to examine glucose transporter expression and glucose uptake for total monocytes and monocyte subpopulations during homeostasis and inflammatory disease, and can be easily modified to examine glucose uptake for other leukocytes and leukocyte subpopulations within blood.

Monocytes are integral components of the human innate immune system that rely on glycolytic metabolism when activated. We describe a flow cytometry protocol to measure glucose transporter expression and glucose uptake by total monocytes and monocyte subpopulations in fresh whole blood.

Un semplice citometria a flusso metodo per misurare il glucosio assorbimento e glucosio Expression Transporter per monociti sottopopolazioni nel sangue intero

Monocytes are innate immune cells that can be activated by pathogens and inflammation associated with certain chronic inflammatory diseases. Activation of ...

Flow Cytometric Analysis of Particle-bound Bet v 1 Allergen in PM10

Flow cytometry is a method widely used to quantify suspended solids such as cells or bacteria in a size range from 0.5 to several tens of micrometers in diameter. In addition to a characterization of forward and sideward scatter properties, it enables the use of fluorescent labeled markers like antibodies to detect respective structures. Using indirect antibody staining, flow cytometry is employed here to quantify birch pollen allergen (precisely Bet v 1)-loaded particles of 0.5 to 10 &#181;m in diameter in inhalable particulate matter (PM10, particle size &#8804;10 &#181;m in diameter). PM10 particles may act as carriers of adsorbed allergens possibly transporting them to the lower respiratory tract, where they could trigger allergic reactions.
So far the allergen content of PM10 has been studied by means of enzyme linked immunosorbent assays (ELISAs) and scanning electron microscopy. ELISA measures the dissolved and not the particle-bound allergen. Compared to scanning electron microscopy, which can visualize allergen-loaded particles, flow cytometry may additionally quantify them. As allergen content of ambient air can deviate from birch pollen count, allergic symptoms might perhaps correlate better with allergen exposure than with pollen count. In conjunction with clinical data, the presented method offers the opportunity to test in future experiments whether allergic reactions to birch pollen antigens are associated with the Bet v 1 allergen content of PM10 particles &#62;0.5 &#181;m.

Here, we present a protocol to quantify allergen-loaded particles by flow cytometry. Ambient particulate matter particles may act as carriers of adsorbed allergens. We show here that flow cytometry, a method widely used to characterize suspended solids &#62;0.5 &#181;m in diameter, can be used to measure these allergen-loaded particles.

Flusso analisi di citometria di Particle-bound Bet v 1 allergene in PM10

Flow cytometry is a method widely used to quantify suspended solids such as cells or bacteria in a size range from 0.5 to several tens of micrometers in ...

Isolation and Flow Cytometric Analysis of Human Endocervical Gamma Delta T Cells

The female reproductive tract (FRT) mucosal immune system serves as the first line of defense. Better knowledge of the genital mucosa is therefore essential for understanding pathogenicity of different pathogens including HIV. Gamma delta (GD) T cells are the prototype of &#39;unconventional&#39; T cells and represent a relatively small subset of T cells defined by their expression of heterodimeric T-cell receptors (TCRs) composed of gamma and delta chains. This sets them apart from the classical and much better known CD4+ helper T cells and CD8+ cytotoxic T cells that are defined by alpha-beta TCRs. GD T cells often show tissue-specific localization and are enriched in epithelium. GD T cells orchestrate immune responses in inflammation, tumor surveillance, infectious disease, and autoimmunity.
Here, we present a method to reproducibly isolate and analyze human endocervical intraepithelial GD T lymphocytes. We have used endocervical cytobrush samples from women participating in the Women&#39;s Interagency HIV Infection Study (WIHS). Knowledge about GD T cells interactions during conditions in which there is an insult to the vaginal mucosal could be applied to any clinical study in which mucosal vulnerability is addressed, including the development of vaginal microbicides.In addition, knowledge about mucosal GD T cell responses has potential for application of GD T cell-based immune therapy in treating infectious diseases.

We describe here an isolation method to obtain human endocervical intraepithelial lymphocytes for the analysis of intraepithelial gamma delta T cells. This protocol can be extended for the purification of endocervical gamma delta T cells by magnetic beads or by cell sorting.

L&#39;isolamento e la citometria a flusso Analisi di Human endocervicale Gamma Delta T Cells

The female reproductive tract (FRT) mucosal immune system serves as the first line of defense. Better knowledge of the genital mucosa is therefore ...

Characterization of Human Monocyte Subsets by Whole Blood Flow Cytometry Analysis

Monocytes are key contributors in various inflammatory disorders and alterations to these cells, including their subset proportions and functions, can have pathological significance. An ideal method for examining alterations to monocytes is whole blood flow cytometry as the minimal handling of samples by this method limits artifactual cell activation. However, many different approaches are taken to gate the monocyte subsets leading to inconsistent identification of the subsets between studies. Here we demonstrate a method using whole blood flow cytometry to identify and characterize human monocyte subsets (classical, intermediate, and non-classical). We outline how to prepare the blood samples for flow cytometry, gate the subsets (ensure contaminating cells have been removed), and determine monocyte subset expression of surface markers &#8212; in this example M1 and M2 markers. This protocol can be extended to other studies that require a standard gating method for assessing monocyte subset proportions and monocyte subset expression of other functional markers.

Here we present a protocol for characterizing monocyte subsets by whole blood flow cytometry. This includes outlining how to gate the subsets and assess their expression of surface markers and giving an example of the assessment of the expression of M1 (inflammatory) and M2 markers (anti-inflammatory).

Caratterizzazione dei sottoinsiemi di monociti umani da sangue intero flusso Cytometry analisi

Monocytes are key contributors in various inflammatory disorders and alterations to these cells, including their subset proportions and functions, can ...

Preparation of Whole Bone Marrow for Mass Cytometry Analysis of Neutrophil-lineage Cells

In this article, we present a protocol that is optimized to preserve neutrophil-lineage cells in fresh BM for whole BM CyTOF analysis. We utilized a myeloid-biased 39-antibody CyTOF panel to evaluate the hematopoietic system with a focus on the neutrophil-lineage cells by using this protocol. The CyTOF result was analyzed with an open-resource dimensional reduction algorithm, viSNE, and the data was presented to demonstrate the outcome of this protocol. We have discovered new neutrophil-lineage cell populations based on this protocol. This protocol of fresh whole BM preparation may be used for 1), CyTOF analysis to discover unidentified cell populations from whole BM, 2), investigating whole BM defects for patients with blood disorders such as leukemia, 3), assisting optimization of fluorescence-activated flow cytometry protocols that utilize fresh whole BM.

Here, we present a protocol to process fresh bone marrow (BM) isolated from mouse or human for high-dimensional mass cytometry (Cytometry by Time-Of-Flight, CyTOF) analysis of neutrophil-lineage cells.

Preparazione del midollo osseo intero per l'analisi della citometria di massa delle cellule di lignaggio neutrofilo

In this article, we present a protocol that is optimized to preserve neutrophil-lineage cells in fresh BM for whole BM CyTOF analysis. We utilized a ...

Measuring Phagocytosis of Aspergillus fumigatus Conidia by Human Leukocytes using Flow Cytometry

Invasive pulmonary infection by the mold Aspergillus fumigatus poses a great threat to immunocompromised patients. Inhaled fungal conidia (spores) are cleared from the human lung alveoli by being phagocytosed by innate monocytes and/or neutrophils. This protocol offers a fast and reliable measurement of phagocytosis by flow cytometry using fluorescein isothiocyanate (FITC)-labeled conidia for co-incubation with human leukocytes and subsequent counterstaining with an anti-FITC antibody to allow discrimination of internalized and cell-adherent conidia. Major advantages of this protocol are its rapidness, the possibility to combine the assay with cytometric analysis of other cell markers of interest, the simultaneous analysis of monocytes and neutrophils from a single sample and its applicability to other cell wall-bearing fungi or bacteria. Determination of percentages of phagocytosing leukocytes provides a means to microbiologists for evaluating virulence of a pathogen or for comparing pathogen wildtypes and mutants as well as to immunologists for investigating human leukocyte capabilities to combat pathogens.

Measuring Phagocytosis of Aspergillus fumigatus Conidia by Human Leukocytes using Flow Cytometry

This protocol provides a fast and reliable method to quantitatively measure phagocytosis of Aspergillus fumigatus conidia by human primary phagocytes using flow cytometry and to discriminate phagocytosis of conidia from mere adhesion to leukocytes.

Misurare la fagocitosi di Aspergillus fumigatus Conidia da parte dei Leucociti Umani utilizzando Flow Cytometry

Invasive pulmonary infection by the mold Aspergillus fumigatus poses a great threat to immunocompromised patients. Inhaled fungal conidia (spores) are ...