This study was funded by the Department of Surgery University of Vermont, Danish Council for Independent Research, and by the Odense University Hospital.

Gli animali sono stati alloggiati presso l&#39;Università di Vermont Animal Care Facility secondo orientamenti istituzionali. Tutti gli esperimenti su animali sono stati eseguiti in conformità con la Guida Nazionale delle Nazioni Unite per la cura e l&#39;uso degli animali da laboratorio. 1. Implantazione tubo intravesicale <ol><li> Preparazione di tubi e strumenti per la procedura chirurgica <ol><li> Tagliare un pezzo di PE10 da 7 cm per fare il catetere per l&#39;impianto. </li><li> Creare un flare ad una estremità del tubo PE10 lentamente avanzando l&#39;estremità verso una fiamma aperta. NOTA: estrarre rapidamente il tubo non appena il flesso si sviluppa. </li><li> Applicare tre gocce di colla calda a tutti gli usi, usando la regolazione a basso tenore di calore su una pistola a colla, a 4,5, 5 e 5,5 cm dall&#39;estremità svasata all&#39;esterno del tubo PE10. Questi aiutano a fissare il tubo alla schiena dell&#39;animale. ( Figura 1 ) </li><li> Sterilizzare il tubo ammollando nel 70%Etanolo e poi sciacquarlo con NaCl di 0.9% sterile prima dell&#39;uso. Lasciare il tubo riempito per evitare di introdurre bolle d&#39;aria nel sistema. </li><li> Creare una spina a 30 guarnizioni per sigillare l&#39;estremità del catetere PE10 separando un ago da 30 gauge dal mozzo manipolando manualmente il lato prossimale a lato. Applicare una goccia di colla calda alla fine. Assicurarsi che la guarnizione sia impermeabile. ( Figura 2 ) </li><li> Utilizzare i seguenti strumenti microchirurgici: due paia di microforceps curve Dumont # 7, due coppie di microforceps curve Dumont # 5, un ago da 21 G, un hemostato diretto ultrafine, micro forbici, forbici di dissezione e un porta micro ago. </li><li> Sterilizzare tutti gli strumenti prima di avviare la procedura. </li></ol></li><li> Preparazione dell&#39;animale <ol><li> Dopo aver anestetizzato l&#39;animale, prima raggruppa la metà inferiore dell&#39;addome, poi girate l&#39;animale in preda e raschiate e pulite l&#39;area sul dorso superiore con alcol al 70% seguito da betadina. Applicare unguento veterinario agli occhi per prevenire la secchezza. Successivamente, utilizzare una coppia di forbici dritti e sbucciate e un paio di microforceps curve Dumont # 7 per eseguire una incisione cutanea di 1,5 cm tra la scapola e mettere l&#39;animale supino sopra un tappetino riscaldante (37 ° C) ricoperto di drappi sterili. </li><li> Infine, pulire l&#39;addome con alcool e betadina. </li></ol></li><li> Operazione chirurgica NOTA: eseguire tutte le procedure chirurgiche sotto un microscopio operativo con ingrandimento variabile da 3.15X a 20X. Dopo aver posizionato l&#39;animale sui teli sterili, indossare guanti sterili. Continuare a utilizzare procedure sterili durante l&#39;intero intervento chirurgico. <ol><li> Posizionare l&#39;animale in una scatola di induzione e anestetizzarsi usando 2% di isoflurano inalato con un supporto ossigeno (1 L / min). Mantenere l&#39;anestesia in tutta la procedura, posizionando la testa dell&#39;animale in un cono di naso e utilizzando il 2% di isoflurano inalato con un portatore di ossigeno (1 L / min). Inizia l&#39;intervento chirurgico dopo aver ricevuto un negRisposta dal test di pizzicotto. </li><li> Utilizzare una coppia di forbici dritti e sbattute e un paio di microforceps curve Dumont # 7 per fare una incisione addominale inferiore inferiore di 1,5 cm, attraverso la pelle. Successivamente, creare un&#39;incisione corrispondente attraverso la fascia lungo la linea alba e il muscolo per esporre la cupola e la metà superiore della vescica urinaria. Evitare di danneggiare la vescica applicando la trazione verso l&#39;alto a ciascun strato di tessuto usando una coppia di microforceps curve Dumont # 7. Tenere la viscera addominale dall&#39;essiccazione aggiungendo gocce di calda fisiologica salina. </li><li> Ruotare l&#39;animale sul suo fianco per accedere all&#39;incisione sulla nuca del collo. Spingere un hemostat stretto sottocutaneo anche se l&#39;incisione. Il canale sottocutaneo dovrebbe iniziare sul retro e continuare lungo il lato. </li><li> Una volta che la punta dello strumento raggiunge il fondo della gabbia toracica, ruotare la punta verso la linea mediana e dentro l&#39;addome (ci sarà un leggero pop quando piercing i muscoli della parete addominale). Continuare a far avanzare l&#39;emostato fino a quando la punta viene esposta all&#39;incisione addominale sotto lo strato muscolare. ( Figura 3 ) </li><li> Afferrare l&#39;estremità &quot;non sporgente&quot; del tubo con l&#39;hemostat e ritirare lentamente l&#39;utensile, tirando l&#39;estremità del tubo attraverso l&#39;incisione sul retro del collo. Regolare l&#39;estremità svasata del tubo in modo che si trovi direttamente sopra la cupola della vescica. </li><li> Fare una cravatta allentata di sutura monofilamento 6-0 (non assorbibile) e metterla in cima alla cupola della vescica. Questa cravatta verrà utilizzata in seguito per fissare il tubo nella vescica. </li><li> Mettere un piccolo rotolo di tessuto privo di lanugine nell&#39;addome e dietro la vescica per aiutare a stabilizzarlo e ad elevarlo. </li><li> Preparatevi di inserire l&#39;estremità svasata del catetere PE10 nella vescica. <ol><li> Nella mano non dominante, tenere la cupola della vescica con le microforceps curve Dumont # 7 e mantenere questa presa fino a quando il catetere è collocato nella vescica. </li><li> Usare un ago da 21 gaugeO fare una cistotomia nell&#39;apice della cupola. Procuratevi delicatamente la cistotomia con una coppia chiusa di microforceps curvilinee # 5 per assicurarvi che il catetere possa facilmente passare attraverso il foro. </li><li> Tenendo ancora la cupola della vescica nella mano non dominante, mettere l&#39;estremità svasata del catetere PE10 nella vescica (spingere il flare verso il basso fino al collo della vescica in modo che non scivoli mentre si blocca). </li><li> Legare la sutura monofilamento 6-0 intorno alla cupola della vescica e del tubo con il legame posto anteriormente al tubo. Assicurarsi di legare la sutura come alta su la vescica per evitare di ridurre artificialmente la capacità della vescica. ( Figura 4 ) </li><li> In alternativa, fissare il catetere utilizzando una sutura stringa borsa come segue. Effettuare una sutura della corda della borsa sciolti sulla cupola della vescica usando il monofilamento 6-0. Seguire i punti 1.3.8.1 - 1.3.8.3 per eseguire la cistotomia e inserire il catetere. Fissare il tubo legando la sutura della corda della borsa. ( Figura 5 )</li></ol></li><li> Verificare la chiarezza e la tenuta del tubo nella vescica collegando una siringa da 0,5 ml di insulina con un ago da 30 gauge all&#39;estremità distale del tubo. Riempire lentamente la vescica con 0.1 - 0.2 mL di NaCl 0.9% fino a quando una goccia compare all&#39;orecchio uretrale, quindi svuotare la vescica aspirando. È importante che la vescica sia riempita e svuotata. </li><li> Se non si verificano perdite alla cupola, incatenare la vescica con un paio di microforceps curve e tirare delicatamente il tubo finché il flare non si appoggia all&#39;interno della cupola della vescica. </li><li> Prima di chiudere, rimuovere il piccolo rotolo di tessuto e assicurarsi che la vescica sia nella sua posizione normale. </li><li> Chiudere la parete addominale in due strati (muscolo e pelle) con sutura da 6-0. È preferibile approssimare il muscolo retto addominale suturando solo i bordi della fascia addominale anteriore (parete anteriore della guaina rectus). </li><li> Per proteggere il tubo negli animali, con delicatezzaL&#39;animale sul suo addome. Inserire la porzione sottocutanea dell&#39;ancora metallica nell&#39;incisione interscapolare. ( Figura 12 ) Utilizzare una sutura da 6-0 per fissare il tubo e ancorare circondandoli con una sutura a materasso verticale. </li><li> Assicurarsi che una bolla di colla rimanga sopra e sotto la pelle per evitare che il tubo si estrae. Tagliare il tubo di circa 2 cm sopra la pelle. </li><li> Inserire delicatamente la spina a 30 gauge (punto 1.1.5) nell&#39;estremità del tubo per evitare che l&#39;urina venga fuoriuscita. </li></ol></li><li> Iniettare 0,5 ml di NaCl 0,9% per via sottocutanea per l&#39;idratazione. Dare analgesia postoperatoria subito dopo l&#39;intervento chirurgico e mantenere per 48 h. <ol><li> Riporre l&#39;animale nella sua gabbia posta sotto una lampada a infrarossi. Mantenere un&#39;osservazione costante finché l&#39;animale non si muove liberamente sulla gabbia. </li></ol></li><li> Monitorare l&#39;animale quotidianamente e lasciarlo recuperare per 5 giorni prima della registrazione. </li></ol> 2. Svegliatevi della cistiRegistrazione di ometria <ol><li> Preparazione del programma di registrazione, trasduttore di pressione e pompa di infusione. <ol><li> Prima di anestetizzare l&#39;animale, collegare la pompa di infusione, il trasduttore di pressione e la girante 22 G utilizzando tubi PE50. ( Figura 6 ) </li><li> Aprire il programma di registrazione (vedere tabella dei materiali per un esempio), su un computer per calibrare la pressione del sistema e prepararsi alla registrazione. Assicurarsi di utilizzare le stesse impostazioni durante la calibrazione e la registrazione. <ol><li> Riempire una siringa da 20 ml con 10-15 ml di temperatura ambiente 0,9% NaCl e caricare nella pompa di infusione. Programmare la pompa per infondere ad una velocità di 0,6 mL / h. </li><li> Fissare il trasduttore di pressione alla stessa altezza della vescica animale o del fondo della gabbia di registrazione. </li><li> Fissare il girevole a 22 giri fino alla fine del trasduttore di pressione (PE50 - tubo - trasduttore di pressione a girevole) NOTA: Il girevole è usato per impedire che il tubo si torsi o si sbatteL&#39;animale si muove. </li><li> Avanzate la pompa della siringa per scorrere lo 0,9% di NaCl attraverso il sistema. Accertarsi di rimuovere tutte le bolle d&#39;aria prima della calibrazione. </li><li> Con il programma di registrazione in esecuzione, utilizzare un righello per calibrare la pressione (cm / H 2 O). Spostare lentamente l&#39;estremità del telaio PE50 da 0 a 30 cm. Regolare lo zero se necessario. NOTA: Il contrassegno di 0 cm dovrebbe essere al medesima altezza del pavimento della gabbia di registrazione e del trasduttore di pressione. </li></ol></li><li> Sospendere il girevole a 22 giri sopra al centro della gabbia di registrazione. Assicurarsi che il fondo della gabbia consente l&#39;urina a cadere sul dispositivo di raccolta del bilanciere posizionato sotto la gabbia. Regolare l&#39;altezza del tirante in modo che il mouse possa muoversi liberamente intorno alla gabbia senza sforzarsi o allungare il tubo. ( Figura 7 ) </li><li> Al termine, verificare che il sistema e tubi PE50 esterni siano pieni di NaCl 0.9% e tutte le bolle d&#39;aria sono state rimosse. </li></ol></li><li> PrepL&#39;animale per la registrazione <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale con 2% di isoflurano inalato e metterlo sul suo addome. Rimuovere la spina da 30 gauge e far scorrere il tubo PE10 (catetere della vescica) nell&#39;estremità del telaio PE50. Utilizzare la colla a caldo per formare una tenuta stagna. </li><li> Disattivare l&#39;anestesia e mettere l&#39;animale nella registrazione tramite un pavimento a filo parallelo, che permetterà che l&#39;urina scenda direttamente su un dispositivo di raccolta posto in cima ad un bilanciamento analitico. ( Figura 7 ) </li><li> Avviare la registrazione una volta che l&#39;animale si trova nella gabbia, ma non inizia a infondere. Monitorare l&#39;animale fino a recuperare completamente dall&#39;anestesia. Una volta che la pressione della vescica si stabilizza, iniziare a infondere 0,9% di NaCl ad una velocità di 0,6 mL / h. NOTA: Fare una nota nel programma di registrazione quando vengono apportate modifiche. È importante avere un record di quando l&#39;infusione inizia, si arresta o si verificano irregolarità. </li><li> Controllare il sistema per perdite e assicurarsi che l&#39;animale abbia facilitàAl cibo e all&#39;acqua. </li><li> Continuare a registrare in una stanza tranquilla fino a ottenere tre cicli di riproduzione riproducibili. NOTA: L&#39;animale deve essere completamente disturbato durante la registrazione. Preferibilmente, utilizzare monitoraggio video remoto per osservare il comportamento. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Materiale ottimale e dimensione del tubo intravesicale Per determinare il diametro del tubo di effetto sulle registrazioni a pressione, abbiamo provato diversi tubi microfluidici; PE50 (0,58 mm ID), poliuretano PU027 (0,4 mm ID), PE25 (0,46 mm ID) e PE10 (0,28 mm ID). Per ogni tubo, la pressione è stata registrata con la pompa di infusione in esecuzione a 1 mL / h, mentre si muove rapidamente il tubo verticalmente da 0 a 30 cm. Gli esperimenti iniziali in vivo hanno tentato di utilizzare tubi ...

La cistometria di riempimento (FC) è un metodo diagnostico che prevede l&#39;inserimento di un catetere nella vescica urinaria per registrare la pressione durante il riempimento lento della vescica. Introdotto per la prima volta nel 1927 come metodo diagnostico clinico per valutare la funzione del tratto urinario inferiore, è rimasto ampiamente utilizzato. 1 Nelle applicazioni di ricerca, FC può essere utilizzato per testare la funzione vescicale nei modelli animali sani e malati e per studiare gli effetti degli agenti farmacologici. I modelli animali roditori sono comunemente usati per indagare la funzione del tratto urinario inferiore. 2 In questo gruppo di mammiferi, FC è stato sviluppato per l&#39;uso in ratti. 3 Qui, la metodologia per implantare un tubo nella vescica urinaria e eseguire FC è stata ben descritta e utilizzata da molti ricercatori con un livello accettabile di riproducibilità. 4 La disponibilità di ceppi di origine transgenica e di colata rendono i topi una specie preziosa per numerose aree di ricerca,Compreso il campo della disfunzione del tratto urinario inferiore. La metodologia utilizzata per eseguire la cistometria del mouse varia notevolmente tra i laboratori, rendendo difficile il confronto dei risultati. 5 Rispetto ai modelli ex vivo , FC conserva l&#39;anatomia del tratto urinario inferiore, consentendo di valutare la funzione coordinata tra la vescica e la sua uscita durante le fasi di stoccaggio e di annullamento del ciclo di micturition. Precedenti ricerche dimostrano che numerosi, comunemente usati anestetici sopprimono la contrazione della micturition. Agenti che conservano la contrazione muscolare liscia della vescica urinaria (uretano, α-cloralosio, ketamina e xilazina), consentendo all&#39;animale di micturate, riducono ancora significativamente la capacità funzionale della vescica e sopprimono la neurotrasmissione. 6 , 7 , 8 , 9 Anche se tecnicamente più impegnativo, FC ha eseguito in awGli animali ambulanti ake conservano l&#39;integrità funzionale del riflesso della micturition. La funzione del tratto urinario inferiore è influenzata da diversi fattori, tra cui il gonfiore della parete della vescica post-operatoria, lo stress causato dal dolore e dal disagio e dalle influenze ambientali. Utilizzando una tecnica chirurgica che riduce al minimo i danni dei tessuti durante l&#39;impianto di tubi e metodi di registrazione che riducono il movimento del tubo, permettendo allo stesso tempo l&#39;animale ad ambulare liberamente, sono essenziali per ottenere registrazioni accurate e riproducibili. Se eseguito in modo adeguato, in vivo FC in animali liberamente in movimento può fornire dati che riflettono affidabilmente la funzione fisiologica della vescica. 10 FC in animali liberamente in movimento possono fornire dati sui seguenti parametri; Pressione basale o basale: pressione minima tra due micturition. Pressione intermittente: pressione media tra due micturition. Pressione soglia: pressione intravesica immPrima della micturition. Pressione massima: pressione massima della vescica durante un ciclo di micturition. Attività spontanea (o pressione media oscillatoria intermedia): pressione dell&#39;intermitturazione minus pressione basale. Contrazioni non vuote: aumento della pressione intravesica durante la fase di riempimento, non associata al rilascio di fluido. Compatibilità della vescica: capacità della vescica divisa per pressione di soglia minus pressione basale. Frequenza di micturition: numero di micturitions per unità di tempo. Intervallo di intermittenza: Periodo tra due pressioni di vuoto massime. Capacità della vescica: volume infuso diviso per il numero di micturition. Una descrizione dettagliata di questi parametri e terminologia standardizzata è stata precedentemente pubblicata. 11 FC può essere eseguito usando un metodo di infusione intravesica a ciclo continuo o singolo ciclo. La cistometria continua permette di registrare più cicli di micturition e di scegliere i dati rappresentativi basatiSulla riproducibilità. La sua precisione nella misurazione della capacità della vescica è limitata a causa del volume residuo sconosciuto. Inoltre, è impegnativo raccogliere piccoli volumi vuoti (che a base di ceppo e sesso variano da 30 a 184 μL) nei topi liberamente ambulanti. Utilizzando questo metodo per registrare il volume vuoto è meno accurato rispetto ad una preparazione anestetizzata, ma è superiore in quanto evita gli effetti soppressivi degli anestetici sulla funzione della vescica. La cistometria a ciclo unico deve essere utilizzata per valutare la capacità della vescica. In questo metodo la vescica viene svuotata mediante aspirazione prima dell&#39;infusione e la capacità viene calcolata in funzione della velocità di infusione moltiplicata per il tempo alla massima pressione. Sebbene sia stata pubblicata la tecnica di esecuzione della cistometria nei piccoli roditori, ha descritto l&#39;intervento eseguito in un topo e ha raccomandato che la cistometria del mouse dovrebbe essere eseguita sotto anestesia uretanica. 10 L&#39;obiettivo di questa comunicazione è tO descrivere sia le tecniche microchirurgiche usate per l&#39;impianto di un tubo intravesico nella cupola della vescica urinaria e la configurazione sperimentale utilizzata per registrare la funzione del tratto urinario inferiore, in vivo , durante il riempimento continuo della vescica e la micturition in un topo sveglio liberamente in movimento. Inoltre, sono stati eseguiti esperimenti per affrontare come la lunghezza del tubo, il diametro e il materiale, nonché la metodologia per eseguire in vivo FC, influenzano la registrazione. Questo protocollo sperimentale riassume le tecniche precedentemente pubblicate e propone una serie di modifiche basate sui risultati sperimentali.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene (PE) 10 tubing</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>Fits 30G connectors/plugs</td></tr><tr><td>Polyethylene (PE) 50 tubing</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>Fits 22G connectors/plugs</td></tr><tr><td>22 G single channel stainless steel swivel</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>High Carbon Steel Utility Extension Spring (9/64&quot; OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>Protects PE50 tubing - Cut to length</td></tr><tr><td>22 G connector</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz Professional Hot Melt Adhesive Glue Gun</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>Use low temperature setting (100 &amp;deg;C) - Any hot melt glue gun with an adjustable temperature range will work</td></tr><tr><td>Surebonder DT-2010 all purpose glue stick</td><td>Surebonder</td><td></td><td>Any all purpose hot glue will work</td></tr><tr><td>Dumont #5 curved microforceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 curved microforceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>Mini dissecting scissors - straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>Micro mosquito forceps (12.5 cm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting scissors - straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Needle Holder</td><td>World Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, 1 L/min flow rate</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td></td><td></td><td>0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation, USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon black monofilament, non-absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Bladder tie</td></tr><tr><td>6-0 Vicryl violet braided, absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Muscle suture, running</td></tr><tr><td>6-0 Prolene blue monofilament, non-absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Skin suture, vertical mattress, buried interrupted</td></tr><tr><td>KD Legato 210 infuse/withdraw pump</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1.5 mL/hr</td></tr><tr><td>Disposable pressure transducer</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>Pressure Amplifier</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 data acquisition interface</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&amp;nbsp;</td><td>Cambridge Electronic Design Limited</td><td></td><td>PC pressure recording software</td></tr><tr><td>Leica MZ6 surgical operating microscope (3.2 - 20X)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Magnification</td></tr></tbody></table>

evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model

La revoca della cistometria è stata utilizzata da molto tempo per valutare la funzionalità della vescica in topi liberamente spostati, tuttavia i metodi specifici utilizzati variano tra i laboratori. Lo scopo di questo studio era quello di descrivere la procedura microchirurgica impiegata per l&#39;impianto di un tubo intravesico e la tecnica sperimentale per la registrazione della pressione vescicale urinaria in un topo sveglio, in movimento libero. Inoltre, vengono presentati dati sperimentali per mostrare come la chirurgia, così come il tipo e la dimensione del tubo, influenzano la funzione del tratto urinario inferiore e la sensibilità di registrazione. L&#39;effetto del diametro del tubo sulla registrazione a pressione è stato valutato sia in tubo di polietilene e poliuretano con diversi diametri interni. Successivamente, il tubo più performante di entrambi i materiali è stato impiantato chirurgicamente nella cupola della vescica urinaria dei topi maschi C57BL / 6. La frequenza di micturition di 12 ore, durante la notte, è stata registrata in animali sani e intatti e animali 2, 3, 5 e 7 giorni dopo la chirurgia. Al raccolto, vesciche wSono stati valutati per segni di gonfiore utilizzando osservazione lorda e successivamente sono state trattate per l&#39;analisi patologica. Il più grande grado di gonfiore della vescica è stato osservato nel giorno 2 e 3, che è correlato con i dati comportamentali di annullamento che evidenziano una significativa riduzione della funzionalità della vescica. Al giorno 5, l&#39;istologia della vescica e la frequenza di annullamento erano normalizzati. Sulla base della letteratura e delle prove fornite dai nostri studi, proponiamo le seguenti fasi per la registrazione in vivo della pressione intravesica e del volume annullato in un mouse sveglio: 1) eseguire l&#39;intervento chirurgico utilizzando un microscopio operativo e strumenti microchirurgici, 2) utilizzare polietilene-10 Tubazioni per ridurre al minimo gli artefatti di movimento e 3) eseguire cistometria al giorno 5 postoperatorio, quando si risolve il gonfiore della vescica.

Non c&#39;era alcuna differenza significativa tra i materiali di tubo e i diametri nella consistenza dell&#39;ascesa di pressione e cadere all&#39;interno del sistema durante l&#39;occlusione del tubo. L&#39;impianto di tubo intravesicale post-gonfiore della parete della vescica era significativo per i materiali di polietilene (PE) e poliuretano (PU). Il giorno 2 si è sviluppata una rigonfiata gonfiore sottocutaneo. Ha occupato la metà della sezione trasversale della vescica, portando ...

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Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Questo studio descrive le procedure chirurgiche e le tecniche sperimentali per eseguire la cistometria sveglia in un mouse in movimento. Inoltre, fornisce prove sperimentali per sostenere la sua ottimizzazione e standardizzazione.

Valutazione della procedura per eseguire la cystometria sveglia in un modello di mouse

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.5K Views.  University of Vermont.  Questo studio descrive le procedure chirurgiche e le tecniche sperimentali per eseguire la cistometria sveglia in un mouse in movimento. Inoltre, fornisce prove sperimentali per sostenere la sua ottimizzazione e standardizzazione. 

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A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified to secrete human Prostate Specific Antigen (PSA), and the procedure for the confirmation of tumor implantation. In brief, mice are anesthetized using injectable drugs and are made to lay in the dorsal position. Urine is vacated from the bladder and 50 &#181;L of poly-L-lysine (PLL) is slowly instilled at a rate of 10 &#181;L/20 s using a 24 G IV catheter. It is left in the bladder for 20 min by stoppering the catheter. The catheter is removed and PLL is vacated by gentle pressure on the bladder. This is followed by instillation of the murine bladder cancer cell line (1 x 105 cells/50 &#181;L) at a rate of 10 &#181;L/20 s. The catheter is stoppered to prevent premature evacuation. After 1 h, the mice are revived with a reversal drug, and the bladder is vacated. The slow instillation rate is important, as it reduces vesico-ureteral reflux, which can cause tumors to occur in the upper urinary tract and in the kidneys. The cell line should be well re-suspended to reduce clumping of cells, as this can lead to uneven tumor sizes after implantation.
This technique induces tumors with high efficiency. Tumor growth is monitored by urinary PSA secretion. PSA marker monitoring is more reliable than ultrasound or fluorescence imaging for the detection of the presence of tumors in the bladder. Tumors in mice generally reach a maximum size that negatively impacts health by about 3 - 4 weeks if left untreated. By monitoring tumor growth, it is possible to differentiate mice that were cured from those that were not successfully implanted with tumors. With only end-point analysis, the latter may be mistakenly assumed to have been cured by therapy.

This protocol describes the generation of murine orthotopic bladder tumors in female C57BL/6J mice and the monitoring of tumor growth.

Un tumore modello murino ortotopico della vescica e del tumore Detection System

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified ...

Ricerca

Ricerca sul cancro

Flat-floored Air-lifted Platform: A New Method for Combining Behavior with Microscopy or Electrophysiology on Awake Freely Moving Rodents

It is widely acknowledged that the use of general anesthetics can undermine the relevance of electrophysiological or microscopical data obtained from a living animal&#8217;s brain. Moreover, the lengthy recovery from anesthesia limits the frequency of repeated recording/imaging episodes in longitudinal studies. Hence, new methods that would allow stable recordings from non-anesthetized behaving mice are expected to advance the fields of cellular and cognitive neurosciences. Existing solutions range from mere physical restraint to more sophisticated approaches, such as linear and spherical treadmills used in combination with computer-generated virtual reality. Here, a novel method is described where a head-fixed mouse can move around an air-lifted mobile homecage and explore its environment under stress-free conditions. This method allows researchers to perform behavioral tests (e.g., learning, habituation or novel object recognition) simultaneously with two-photon microscopic imaging and/or patch-clamp recordings, all combined in a single experiment. This video-article describes the use of the awake animal head fixation device (mobile homecage), demonstrates the procedures of animal habituation, and exemplifies a number of possible applications of the method.

This method creates a tangible, familiar environment for the mouse to navigate and explore during microscopic imaging or single-cell electrophysiological recordings, which require firm fixation of the animal&#8217;s head.

Appartamento con pavimento Platform aria sollevata: Un nuovo metodo per la combinazione di Comportamento con microscopia o Elettrofisiologia su Awake liberi di muoversi Roditori

It is widely acknowledged that the use of general anesthetics can undermine the relevance of electrophysiological or microscopical data obtained from a ...

Comportamento

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

Valutazione di Biomateriali per l&#39;ampliamento vescicale con analisi cistometrici in modelli di roditori vari

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

Bioingegneria

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

L&#39;uso di cistometria in piccoli roditori: A Study of Chemosensation vescica

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Medicina

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized by increased urgency and frequency of urination, as well as nocturia and general pelvic pain, especially upon bladder filling or voiding. Despite years of research, the cause of IC/BPS remains elusive and treatment strategies are unable to provide complete relief to patients. In order to study nervous system contributions to the condition, many animal models have been developed to mimic the pain and symptoms associated with IC/BPS. One such murine model is urinary bladder distension (UBD). In this model, compressed air of a specific pressure is delivered to the bladder of a lightly anesthetized animal over a set period of time. Throughout the procedure, wires in the superior oblique abdominal muscles record electrical activity from the muscle. This activity is known as the visceromotor response (VMR) and is a reliable and reproducible measure of nociception. Here, we describe the steps necessary to perform this technique in mice including surgical manipulations, physiological recording, and data analysis. With the use of this model, the coordination between primary sensory neurons, spinal cord secondary afferents, and higher central nervous system areas involved in bladder pain can be unraveled. This basic science knowledge can then be clinically translated to treat patients suffering from IC/BPS.

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized in part by pelvic pain. In order to study nervous system contributions to the condition, a physiological model of urinary bladder pain is used in mice and rats.

Vescica urinaria Distensione Evocati visceromotoria Risposte come un modello per il dolore della vescica nei topi

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

This protocol describes the procedure for measuring ATP concentrations in the lumen of the bladder in an anesthetized rodent.

In vivo Misurazione luminale del rilascio uroteliale di ATP evocato dalla distensione nei roditori

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Cistometrici ed esterni misure dello sfintere uretrale in ratti svegli con catetere impiantato ed elettrodi consentendo misurazioni ripetute

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

Biologia

Misurazione urodinamica precisa in topi svegli utilizzando barriere cutanee cianoacriliche

Optimizing Mouse Urodynamic Techniques for Improved Accuracy

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions like neurogenic bladder post-traumatic spinal cord injury (SCI). However, conducting cystometry recordings in mice presents notable challenges. When mice are in a prone and restricted position during recording sessions, urine tends to be absorbed by the fur and skin, leading to an underestimation of voided volume (VV). The goal of this study was to enhance the accuracy of cystometry and external urethral sphincter electromyography (EUS-EMG) recordings in awake mice. We developed a unique method utilizing cyanoacrylate adhesive to create a waterproof skin barrier around the urethral meatus and abdomen, preventing urine absorption and ensuring precise measurements. Results show that after applying the cyanoacrylate, the sum of VV and RV remained consistent with the infused saline volume, and there were no wet areas observed post-experiment, indicating successful prevention of urine absorption. Additionally, the method simultaneously stabilized the electrodes connected with the external urethral sphincter (EUS), ensured stable electromyography (EMG) signals, and minimized artifacts caused by the movement of the awakened mouse and manipulation of the experimenter. Methodological details, results, and implications are discussed, highlighting the importance of improving urodynamic techniques in preclinical research.

Autore in primo piano: Metodo urodinamico avanzato per la misurazione precisa delle urine in topi svegli con vescica neurogena

This protocol provides a guide for waterproofing the skin with cyanoacrylate to prevent urine absorption by fur and skin. It includes instructions for applying the glue to the skin, implanting a bladder catheter, and electrodes for cystometry and external urethral sphincter electromyography recordings in awake mice.

Ottimizzazione delle tecniche urodinamiche del topo per una maggiore precisione 

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions ...

Valutazione della procedura per eseguire la cystometria sveglia in un modello di mouse

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Un tumore modello murino ortotopico della vescica e del tumore Detection System

Appartamento con pavimento Platform aria sollevata: Un nuovo metodo per la combinazione di Comportamento con microscopia o Elettrofisiologia su Awake liberi di muoversi Roditori

Valutazione di Biomateriali per l'ampliamento vescicale con analisi cistometrici in modelli di roditori vari

L'uso di cistometria in piccoli roditori: A Study of Chemosensation vescica

Vescica urinaria Distensione Evocati visceromotoria Risposte come un modello per il dolore della vescica nei topi

In vivo Misurazione luminale del rilascio uroteliale di ATP evocato dalla distensione nei roditori

Cistometrici ed esterni misure dello sfintere uretrale in ratti svegli con catetere impiantato ed elettrodi consentendo misurazioni ripetute

Ottimizzazione delle tecniche urodinamiche del topo per una maggiore precisione

Ottimizzazione delle tecniche urodinamiche del topo per una maggiore precisione

Ottimizzazione delle tecniche urodinamiche del topo per una maggiore precisione