Vorremmo riconoscere Drs. Robert Gereau, Henry Lai, e Lara Crock per il loro utile contributo nella creazione di questo sistema. Vorremmo inoltre ringraziare fonti di finanziamento per questo lavoro (BJK - Associazione Internazionale per lo Studio del Dolore Early Career Research Grant dal Scan | Design Foundation da Inger &amp; Jens BRUUN e Hunkele temuto Fondo Malattia Duquesne University).

Il seguente protocollo è stato approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso presso la Duquesne University ed è coerente con le linee guida del National Institutes of Health. 1. Impianto chirurgico di elettrodi Wire e vescica urinaria catetere con tecniche sterili (tempo totale di 5-10 min) <ol><li> I seguenti elementi devono essere preparati prima di un intervento chirurgico di partenza: <ol><li> Attivamente monitorare e regolare la temperatura corporea di 37,5 ± 0,5 ° C utilizzando il sistema di monitoraggio della temperatura con una piastra elettrica a batteria e sonda temperatura corporea degli animali (Materials List) Collegare sistema automatico per una lampada di calore a bassa potenza per un ulteriore controllo della temperatura corporea. </li><li> Attrezzatura necessaria per l&#39;anestesia isoflurano include aria compressa (ad esempio 100% O 2), vaporizzatore isoflurano, isoflurano, camera di induzione isoflurano (per atterramento iniziale), cono di naso, e il sistema di scarico. </li><li> Montare the strumenti adeguati chirurgici, cateteri IV, ed elettrodi (Materials List) </li></ol></li><li> Indurre stato anestetico in camera di induzione al 2-3% isoflurano. Rimuovere il mouse dalla camera quando riflesso di raddrizzamento è persa (0-1 min). </li><li> Posizionare il mouse in cono con 2-2,5% isoflurano. Pinch punta a verificare la presenza di anestesia totale. Non ci dovrebbe essere alcuna risposta da parte degli animali. Avviare il timer. </li><li> Mettere 1 goccia di pomata oftalmica per ogni occhio del mouse. </li><li> Girare il mouse sopra in modo lato dorsale è rivolto verso il basso. </li><li> Inserire il catetere attraverso l&#39;uretra e nella vescica. </li><li> Immergere catetere lubrificante chirurgico per lubrificare il catetere. <ol><li> Premere delicatamente apertura uretrale con una pinza a punta perpendicolare al corpo dell&#39;animale. Tenendo catetere con il set 2 ° di pinze, inserire delicatamente estremità del catetere in uretra ad un angolo perpendicolare al corpo dell&#39;animale. </li><li> Quando catetere va in uretra ~ 1-2 mm, regolare delicatamente catetere in modo che adesso è parallelo al corpopuntando verso la testa. Questo movimento è necessario per evitare pube. </li><li> Premere delicatamente il catetere attraverso il corpo del mouse. Il catetere deve scorrere nella cavità del corpo uniformemente e senza resistenza. Non forzare il catetere. Se il catetere non entra agevolmente, tornare alla posizione del catetere perpendicolare e ricominciare. </li><li> Con catetere completamente inserito nella vescica, spingere delicatamente verso il basso sull&#39;addome del mouse per espellere il contenuto della vescica. Rimuovere tutte le urine da catetere spingendo un piccolo pezzo di carta assorbente in apertura del catetere. Quando tovagliolo di carta è intrisa di urina, sostituire. Rimuovere urina continuamente durante il protocollo restante anche durante gli esperimenti distensione della vescica (vedi protocollo 3.) </li></ol></li><li> Inserire due fili d&#39;argento nei muscoli addominali sinistra e un filo d&#39;argento nel petto (come un terreno.) <ol><li> Usare alcol o iodio per disinfettare zona laterale a destra del catetere (lato sinistro del corpo dell&#39;animale.) </li><li> Esporre muscolo addominale di sinistra. <ol><li> Tenere pelle vicino muscolo addominale sinistra con una pinza. Fai una piccola incisione di 1-2 cm con le forbici chirurgiche medie. </li><li> Inserire la punta di forbici in incisione ed espandersi delicatamente incisione di 2 cm. </li><li> Usare pinze per muovere fascia sovrastante per esporre muscolo addominale obliquo superiore. Fare attenzione a non tagliare / strappare uno dei principali vasi sanguigni che si trovano in questa regione. </li></ol></li><li> Piegare tre fili d&#39;argento a metà. Utilizzare affilato ago da 21 G a prendere un piccolo morso del muscolo. Quindi, spingere l&#39;ago attraverso il muscolo. Quando si inseriscono nel muscolo attenzione a non forare tutti gli organi interni o indurre inutili danni al muscolo. </li><li> Attaccare una estremità libera di un filo d&#39;argento nell&#39;apertura del 21 ago G. Estrarre delicatamente dell&#39;ago attraverso il muscolo per disegnare il filo d&#39;argento attraverso il morso muscolo. Quando l&#39;ago è libero da muscoli, tirare delicatamente filo d&#39;argento attraverso il muscolo lDansa nel filo è a filo con lamorso muscolare. </li><li> Ripetere i punti 1.7.3-1.7.4 per il secondo filo muscolare. Questo filo deve essere collocato ~ 0,5 centimetri dal primo filo muscolare. È importante che i due fili non tocchino dopo l&#39;inserimento. </li><li> Inserire il terzo filo argento (terra) nel torace inferiore al cuore. <ol><li> Utilizzare affilato ago da 21 G a prendere un piccolo morso di pelle (non è necessario fare un&#39;incisione o radersi la pelle) e spingere l&#39;ago attraverso la pelle. </li><li> Inserire il filo d&#39;argento come descritto sopra e tirare attraverso la pelle. </li></ol></li></ol></li><li> Mettere una piccola quantità di 37,5 ° C olio minerale sterile sui muscoli esposti per mantenerli umidi e tirare la pelle sopra il muscolo più esposte come possibile. </li><li> Iniettare 0,5 ml di soluzione fisiologica per via sottocutanea per aiutare a mantenere i livelli del fluido durante le fasi successive. </li><li> Rotolare delicatamente animale sul lato in modo che la temperatura corporea può essere facilmente mantenuta. </li></ol> 2. Anestesia procedura step-down parziale (totatempo l ~ 75 min) Il seguente protocollo anestesia è stato approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso presso la Duquesne University ed è coerente con le linee guida del National Institutes of Health. <ol><li> Subito dopo la sezione I (sopra) è completa, isoflurano inferiore al 1,5%. Mantenere a questo livello per 15 min. </li><li> Isoflurano inferiore in modo tale che l&#39;animale è parzialmente anestetizzato. <ol><li> Bassa isoflurano da 0,125% ogni 15 minuti fino reperti animali una risposta flessioni a pizzico punta, ma non vocalizzare o comunque muoversi. </li><li> Tipicamente, un livello di 0,8-1,0% isoflurano è ottimale, ma i livelli possono variare a causa delle differenze di impostazioni anestesia. Vocalizzazione e / o deambulazione sono eventi estremamente rari in cui l&#39;anestesia è al livello corretto. </li></ol></li></ol> 3. Elettromiogramma (EMG) Registrazione Durante la distensione vescicale con pressioni Graded (15-75 mmHg) (tempo totale - variabile a seconda dell&#39;esperimento) <ol&gt; <li> Impostare le seguenti voci per la registrazione EMG e la distensione della vescica: <ol><li> Installazione di un amplificatore, un digitalizzatore e software di registrazione. In questa configurazione, il digitalizzatore ha un ingresso per l&#39;amplificatore e due ingressi per il regolatore di pressione (pressione e gli ingressi marcatori stimolo, vedere di seguito la sezione 3.1.2). Configurazione hardware e software esatta è personalizzabile (vedi Materiali Elenco per istruzioni specifiche). </li><li> Installazione di un sistema per consegnare raffiche specifici di pressione atmosferica ad animale. Questo sistema è denominato &quot;regolatore di pressione temporizzata&quot; nella seguente protocollo. Esso consente per la consegna di pressione automatico compresa la digitalizzazione della pressione dell&#39;aria, il controllo della lunghezza di processo, automazione intervallo inter-trial, il controllo del numero di trial, e stimolo segnale digitale esordio (vedi Anderson et al. 14 per schematica di un regolatore di pressione a tempo). </li></ol></li><li> Collegare tutti i cavi di mouse (2 fili addominali + 1 filo di terra) per l&#39;amplificatore e ildigitizer e cominciare segnale EMG registrazione nel software digitalizzatore. Nota che ora &quot;Write&quot; viene selezionato nel software digitalizzatore. </li><li> Rimuovere tovagliolo di carta da catetere vescicale. Collegare il catetere a tubo dell&#39;aria (dal regolatore di pressione temporizzata.) </li><li> Consegnare un singolo trial 20 sec a 60 mmHg di pressione distensione. <ol><li> Impostare il regolatore di flusso a 60 mmHg (pressione di controllo tramite un sfigmomanometro analogico.) </li><li> Impostare il regolatore di pressione temporizzato per fornire un intervallo prepressure 20 sec (questo sarà il segnale di stimolo 2V registrato nel software digitalizzatore) seguito da un 20 sec distensione pressione del polso. </li><li> Avviare il processo (intervallo prepressure + prova distensione pressione). Quando inizia il processo effettivo di pressione, controllare la pressione utilizzando i 3 sfigmomanometri collegati al sistema. </li><li> Durante il processo distensione pressione, deve essere osservato un forte segnale EMG (&gt; 0,5 V), durante ed eventualmente dopo la 20 sec distensione. L&#39;animale può presentare abdomimovimento nale ma l&#39;animale non dovrebbero vocalizzi o altrimenti muoversi. Anche se raro, se si osservano movimenti anomali o vocalizzazioni, aumentare il livello isoflurano. </li></ol></li><li> Se il 1 ° 60 mmHg distensione produce un segnale EMG caso, ripetere il punto 3.4 altre due volte con un intervallo tra le prove di 1-2 min. </li><li> Alla ricezione di segnali forti dai tre 60 mmHg prove, eseguire distentions sperimentali. <ol><li> Molti studi utilizzano distensioni graduate a partire a bassa pressione (10-15 mmHg) e lavorare fino a pressioni nocive (75-80 mmHg), con incrementi di 10-15 mmHg. Vedere i risultati rappresentativi qui sotto per esempio le tracce a pressioni diverse. </li><li> Prove tipiche includono un intervallo di 20 sec prepressure, un processo distensione pressione 20 sec, e un intervallo tra le prove 1-2 min. </li><li> Effettuare tre distentions ad ogni pressione e poi la media di tutti i tre prove (per ottenere una singola risposta visceromotoria per ogni singola pressione). In un metodo alternativo, peffettuare la giusta cinque distensioni ad ogni pressione, eliminare le prove di alti e bassi, e quindi la media dei restanti tre risposte. </li></ol></li><li> Distensioni volta sperimentali sono complete, interrompere la registrazione, salvare il file esperimento, e sacrificio animale con metodi approvati. </li></ol> 4. Analisi di Tracce Raw EMG <ol><li> L&#39;analisi delle risposte visceromotoria (cioè registrazioni EMG) possono essere facilmente effettuata utilizzando il software on-board digitizer o attraverso un programma di terze parti (Materials List) Le seguenti istruzioni sono istruzioni generali che potrebbero essere utilizzati per analizzare i dati utilizzando più programmi o utilizzando l&#39;analisi manuale . </li><li> Per esportare EMG, pressione e dati di segnale di stimolo da software di digitalizzatore effettuare le seguenti operazioni: <ol><li> Aprire il file sperimentale. </li><li> Fare clic su &quot;File&quot; &quot;Esporta come.&quot; </li><li> Cambiare il tipo di file &quot;di testo foglio di calcolo (. Txt),&quot; nome del file e fare clic su &quot;Salva&quot;. </li><li> Nel Pofinestra p-up, cambiare la frequenza di campionamento di uscita da &quot;1000&quot;, cambiare l&#39;ora di inizio della raccolta dei dati momento iniziò e modificare l&#39;ora di fine di &quot;MaxTime ().&quot; Seleziona la marcatura &quot;in uscita il time shift scatola così prima riga è un 0.0 sec &quot;e fare clic su&quot; OK &quot;. </li><li> I dati saranno ora esportati come file di testo che può essere aperto in una varietà di programmi. Il file deve contenere quattro colonne (Timer, VMR (EMG), di pressione, di stimolo). </li></ol></li><li> Per ciascun animale sperimentale testato, eseguire le seguenti operazioni matematiche. <ol><li> Rettificare segnale EMG per l&#39;intero set di dati calcolando il valore assoluto di ogni punto. </li><li> Determinare la risposta media EMG durante la sezione dell&#39;esperimento sfondo. </li><li> Sottrarre questo contesto medio di risposta EMG da ogni punto dati rettificati nell&#39;esperimento per ottenere lo sfondo set di dati corretti. </li><li> Determinare l&#39;area sotto la curva (AUC) per ogni 20 sec preintervallo di pressione in background set di dati corretti. </li><li> Determinare l&#39;AUC per ogni prova distensione pressione 20 secondi sullo sfondo set di dati corretti. </li><li> Dividere ogni prova AUC distensione pressione (ottenuta nella fase 4.3.5) con la divisione minima prepressure AUC dal intero esperimento (ottenuta nella fase 4.3.4.). Questo è l&#39;AUC corretta normalizzata e sfondo per ogni prova completa distensione pressione. </li></ol></li><li> Per ciascun animale sperimentale, diversi studi medi normalizzati da una singola pressione per ottenere l&#39;normalizzato VMR in Volt * sec (Vsec). </li><li> Eseguire le statistiche appropriate sui dati a seconda del disegno sperimentale. </li></ol>

<ol>
	<li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classification of Chronic Pain. , (1994).</li><li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care.">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li><li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States.">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li><li>Berry, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Symptoms+of+Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+Among+Adult+Females+in+the+United+States.">Prevalence of Symptoms of Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis Among Adult Females in the United States.</a> J. Urol. 186, 540-544 (2011).</li><li>Tunitsky, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+in+twin+sisters.">Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis in twin sisters.</a> J. Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2012).</li><li>Baldoni, F., Ercolani, M., Baldaro, B., Trombini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressful+events+and+psychological+symptoms+in+patients+with+functional+urinary+disorders.">Stressful events and psychological symptoms in patients with functional urinary disorders.</a> Perceptual Motor Skills. 80, 605-606 (1995).</li><li>Tannenbaum, C., Gray, M., Hoffstetter, S., Cardozo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comorbidities+associated+with+bladder+dysfunction.">Comorbidities associated with bladder dysfunction.</a> Int. J. Clin. Practice. 67, 105-113 (2013).</li><li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice.">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li><li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder.">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li><li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visceral+pain:+a+review+of+experimental+studies.">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li><li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain.">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li><li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Negli esseri umani, la cistite interstiziale / sindrome della vescica dolore (IC / BPS) rappresenta un problema clinico rilevante perché i pazienti hanno dolore debilitante che spesso non risponde al trattamento del dolore regolare 15. Una delle principali sfide nella comprensione e, infine, il trattamento del dolore cronico della vescica è quello di capire i normali processi neurali che sono coinvolti nella risposta al nociva distensione della vescica. Per superare questo problema, è necessario un modello...

Il dolore cronico è ufficialmente definito come un dolore che persiste per circa tre mesi, o più a lungo del normale tempo di guarigione del tessuto 1. Questo tipo di dolore è uno dei motivi principali che le persone sono spinti a rivolgersi al medico 2 e può costare fino a 635 miliardi dollari di dollari all&#39;anno 3. Strategie di dolore cronico in corso di coping sono considerati arcaici; dopo decenni di progressi medici, i FANS (farmaci anti-infiammatori non steroidei) e gli oppioidi sono ancora i trattamenti primari prescritti dai medici. Tuttavia questi trattamenti obiettivo tutti i diversi tipi di dolore allo stesso modo, fornendo effetti analgesici tutto il corpo piuttosto che un&#39;attenzione particolare sulla causa che esatta incidente dolore. Per aiutare meglio chi soffre di dolore cronico, l&#39;attenzione la ricerca dovrebbe essere spostata verso l&#39;eziologia e possibili trattamenti specifici per il dolore associato alle più comuni cause di dolore cronico. L&#39;obiettivo di questo manuscript è quello di descrivere un modello utilizzato per comprendere meglio una condizione nota come sindrome di cistite interstiziale / dolorosa della vescica (IC / BPS). IC / BPS è una condizione debilitante che colpisce milioni di persone, soprattutto donne di età superiore ai 40 4. Le cause esatte della IC / BPS non sono noti, tuttavia la prevalenza è stato collegato alla genetica 5, diete specifiche e livelli di stress elevato 6 . I sintomi di IC / BPS includono ma non sono limitate a: Aumento urgenza di urinare, aumento della frequenza della minzione, dolore, piercing, o bruciore durante il riempimento della vescica e svuotamento, e nicturia 7. I pazienti che manifestano queste condizioni hanno livelli di stress più elevati e sono più ansiosi 8. Ciò ha aumentato i risultati dello stress in aumento del dolore, che aumenta i livelli di stress originali. Studi hanno dimostrato che i livelli di ansia e depressione diminuiscono seguenti trattamenti che alleviano il dolore urinario, così rompendo efficacemente questo ciclo positivo di feedback <sup&gt; 9. Una delle sfide nella scoperta di nuovi trattamenti per IC / BPS è stata la scarsità di una conoscenza scientifica di base del dolore vescicale. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, molti modelli animali sono stati sviluppati per imitare il dolore e sintomi associati con IC / BPS. Tradizionalmente, cistite è stato ricreato negli animali con l&#39;introduzione di varie sostanze chimiche come olio di senape, acetone, lipopolisaccaride, acido cloridrico, ciclofosfamide e nella vescica. Tuttavia non agenti stranieri sono presenti nelle urine sterile dei pazienti IC / BPS, mettendo in discussione così la validità di questi modelli. Un altro modello murino di dolore urologica è distensione della vescica urinaria (UBD) 10. In questo modello, l&#39;aria compressa di una pressione specifica viene consegnato alla vescica di un animale sveglio o leggermente anestetizzati in un determinato periodo di tempo. Durante tutta la procedura, fili in obliquo muscoli addominali record di activ elettrica superiorelità dal muscolo (con elettromiografia (EMG)). Ciò è noto come la risposta visceromotoria (VMR) ed è affidabile, riproducibile misura di nocicezione 10. Simile cava organo distensione (es. vescica, retto) in volontari sani produce sensazioni di disagio e di aumenti significativi segnalati dolore 11,12, tratti che sono spesso utilizzati per diagnosticare IC / BPS. Così, in combinazione con metodi elettrici, farmacologici, e optogenetic di stimolazione o inibizione, UBD è un modello utile e valida per comprendere entrambe le componenti del sistema nervoso centrale e periferico di nocicezione vescica e dolore. Qui, descriviamo la procedura per UBD come è attualmente utilizzato nel nostro laboratorio entro membri femminili del ceppo topo comune, C57BL/6J. A causa di difficoltà nel processo di cateterizzazione maschi, questa procedura viene eseguita principalmente nei topi femmina. Questo protocollo è stato adattato da quello sviluppato da Ness &lt;em&gt; et al. del 10 e già pubblicato dal nostro laboratorio 13. Il protocollo che segue descrive quattro componenti principali di questo modello in animali anestetizzati: (1) catetere vescicale e chirurgia elettrodo di registrazione (2) induzione di anestesia parziale (3) distensione della vescica e registrazione VMR, e (4) analisi dei dati di prime tracce VMR / EMG . Sottili differenze nella procedura UBD-VMR a causa di scelta dell&#39;organismo, la profondità dell&#39;anestesia e induzione, e la temperatura corporea sono discussi di seguito.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

I circa 3-8 milioni di persone negli Stati Uniti soffrono di sindrome di cistite dolore / vescica interstiziale (IC / BPS), una condizione debilitante caratterizzata da una maggiore urgenza e frequenza della minzione, così come nicturia e dolore pelvico generale, in particolare su riempimento vescicale o svuotamento. Nonostante anni di ricerca, la causa della IC / BPS rimane sfuggente e strategie di trattamento non sono in grado di fornire completo sollievo ai pazienti. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, molti modelli animali sono stati sviluppati per imitare il dolore e sintomi associati con IC / BPS. Un tale modello murino è vescica urinaria distensione (UBD). In questo modello, l&#39;aria compressa di una pressione specifica viene consegnato alla vescica di un animale leggermente anestetizzati in un determinato periodo di tempo. Durante tutta la procedura, i fili nei muscoli addominali obliqui superiori registrare l&#39;attività elettrica del muscolo. Questa attività è conosciuta come la risposta visceromotoria (VMR) ed isa misura affidabile e riproducibile di nocicezione. Qui, descriviamo i passi necessari per eseguire questa tecnica sui topi, tra cui le manipolazioni chirurgiche, la registrazione fisiologica, e l&#39;analisi dei dati. Con l&#39;uso di questo modello, il coordinamento tra i neuroni sensoriali primari, midollo spinale afferenze secondarie e aree del sistema nervoso centrale superiore partecipanti dolore vescica può essere dipanato. Questa conoscenza di base della scienza può essere clinicamente tradotto per il trattamento di pazienti affetti da IC / BPS.

Un esempio della configurazione generale UBD-VMR può essere visto in Figura 1A. Aumento dei passaggi pressione inducono un aumento del greggio VMR (cioè EMG) (Figura 1B). L&#39;VMR crudo, pressione, e il segnale marcatore stimolo che dovrebbero essere osservati durante la registrazione utilizzando software digitalizzatore può essere visto in Figura 2. Canale superiore visto in Figura 2 è la traccia EMG (in V). Il segnale della traccia EMG s...

Watch this Scientific Journal Video about Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice at JoVE.com

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

I circa 3-8 milioni di persone negli Stati Uniti soffrono di sindrome interstiziale dolore cistite / vescica (IC / BPS), una condizione debilitante caratterizzata in parte da dolore pelvico. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, un modello fisiologico di dolore vescica urinaria è utilizzato in topi e ratti.

Vescica urinaria Distensione Evocati visceromotoria Risposte come un modello per il dolore della vescica nei topi

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Views.  Duquesne University.  I circa 3-8 milioni di persone negli Stati Uniti soffrono di sindrome interstiziale dolore cistite / vescica (IC / BPS), una condizione debilitante caratterizzata in parte da dolore pelvico. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, un modello fisiologico di dolore vescica urinaria è utilizzato in topi e ratti. 

Video: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Topo iniezione parete della vescica

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Ricerca

Medicina

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modello ortotopico di cancro alla vescica Murine

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

L&#39;uso di cistometria in piccoli roditori: A Study of Chemosensation vescica

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modello ortotopico tumore della vescica e la valutazione del trattamento intravescicale sarna

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Un ortotopico cancro della vescica Modello di Gene Studi di consegna

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Induzione di Invasive Transitional cellulare Bladder Carcinoma in immunitario intatto umani MUC1 topi transgenici: un modello di sviluppo Immunoterapia

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Mini-Invasiva Istituzione di murini ortotopico vescica Xenotrapianti

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Il nervo sciatico ammanettare modello di dolore neuropatico nei topi

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

Vescica muscolo liscio Striscia contrattilità come un metodo per valutare Lower Urinary Tract Farmacologia

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Valutazione dell&#39;efficacia della<em&gt; H. pylori</em&gt; Proteine ​​HP-NAP come strumento terapeutico per il trattamento del cancro della vescica in un ortotopico Modello murino

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...