Questo lavoro è stato supportato da Kaken-Ciao (17 H 05939; 17 H 05551), la Fondazione Nakatomi e Suzuken Memorial Foundation.

Tutte le procedure che coinvolgono animali soggetti sono state eseguite secondo le linee guida NIH per la cura e l'uso di animali.
1. preparazione della matrice Micro-unità integrativa
<ol><li>Creare un array di micro-unità per le registrazioni come descritto altrove corticale-LFP1,2,3. Lasciare almeno 6 fori in metallo si apre su una scheda di interfaccia di elettrodo (BEI) per l'utilizzo come canali ECG/EMG/BR che sono collegati ai fili bioflex, come descritto in 1.2.</li>
	<li>Tagliare un filo di bioflex in 6 pezzi con lunghezza di 5,0 cm. Peel off il politetrafluoroetilene (PTFE) rivestimento di entrambe le estremità di tutti i pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm. Collegare un'estremità di ciascuno dei pezzi di filo da uno dei fori metallici aperti (canali ECG/EMG/BR) sul BEI con una spilla d'oro.</li>
	<li>Tagliare un filo di smalto in due pezzi di 5,0-cm. Saldare una estremità di ciascuno di questi fili per i canali di riferimento di terra / (g/r) alla BEI (Figura 3, vedi anche precedenti carte12,13).</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi per ECG, tagliare un filo di bioflex in due pezzi di 16 cm. Staccare il rivestimento PTFE delle estremità di questi pezzi di filo a lunghezze di mm ~5.0 su un'estremità (breve termine) e ~ 15 mm a altra estremità (lungo termine).</li>
	<li>Formare un anello di filo con un diametro di 2.0 mm piegando la parte lunga del filo, e la forma dell'anello di fissaggio mediante saldatura.</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi EMG, tagliare un filo di bioflex in 2 pezzi con lunghezze di 8 cm. Peel off il rivestimento PTFE da entrambe le estremità di questi pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm.</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi BR, tagliare un filo di bioflex in 2 pezzi con lunghezze di 6,0 cm. Peel off allo smalto di entrambe le estremità di questi pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm. saldare un'estremità di ognuno di questi pezzi di filo alla testa di una vite in acciaio inox (diametro gambo Metro: 1.0 mm, stelo Lunghezza: 4,0 mm).</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi di terra/riferimento (gr), tagliare un filo di smalto in 2 pezzi con lunghezze di 6,0 cm. Peel off allo smalto di entrambe le estremità di questi pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm. saldare un'estremità di ognuno di questi pezzi di filo alla testa di un acciaio-inox vite di Anguilla (diametro stelo: 1.4 mm, stelo Lunghezza: 3,0 mm).</li>
	<li>Gas sterilizzare tutti gli elettrodi e viti inox e tenerli in uno spazio pulito.</li>
</ol>2. l'impianto di elettrodi ECG/EMG
Nota: Eseguire tutte le fasi chirurgiche con tecnica asettica usando guanti sterilizzati e strumenti in autoclave. Per tutti i passaggi che implicano la creazione di un'incisione, sterilizzare la pelle con etanolo al 70% prima e coprire l'incisione con teli chirurgici.
<ol><li>Difficoltà un anestetizzati ratto (1.0-3.0% gas isoflurano) sul dorso su un pad termico piatto. Dare la buprenorfina come analgesico. Posto Unguento veterinario sugli occhi del ratto per prevenire la secchezza. Per pulire la superficie della pelle, usare betadine.</li>
	<li>Fare un'incisione di ~2.0 cm nella zona del torace mediale. Esporre i muscoli intercostali separando i muscoli del torace. Suturare gli anelli degli elettrodi ECG ai muscoli intercostali.</li>
	<li>Fissare lo stomaco dell'animale il termoforo. Fare un'incisione di ~1.0 cm nella zona del collo dorsale.</li>
	<li>Inserire gli elettrodi ECG per via sottocutanea attraverso l'incisione di petto. Far scorrere le estremità verso la zona del collo dorsale e tirarli fuori dall'incisione del collo. Sutura l'incisione sul petto.</li>
	<li>Inserire un'estremità di ognuno degli elettrodi EMG per via sottocutanea ad una lunghezza di cm ~2.0 attraverso l'incisione del collo. Difficoltà gli elettrodi EMG al muscolo del collo di suturazione.</li>
</ol>3. l'impianto della matrice Micro-unità integrativa e gli elettrodi di BR
<ol><li>Difficoltà ratto su un dispositivo stereotassica. Fare un'incisione di ~3.0 cm sulla testa lungo la linea mediana dal punto tra gli occhi per la zona del collo. Esporre il cranio.</li>
	<li>Fare due craniotomies circolari con diametri di 0,7-1,0 mm di sopra del bulbo olfattivo 11,0 mm anteriore e 1 mm bilaterale di bregma con un trapano ad alta velocità. Fino a quando le punte degli steli vite sono attaccate alla superficie del cervello, dell'impianto due elettrodi BR nel cranio.</li>
	<li>Fare due craniotomies circolari con diametri di 0,7-1,0 mm di sopra della corteccia frontale 2,7 mm anteriore e 2.7 mm bilaterale di bregma. Fino a quando la punta del gambo della vite è fissata alla superficie del cervello, dell'impianto due elettrodi g/r nel cranio.</li>
	<li>Fare sei-otto fori con un diametro di 1.0 mm nella zona circostante il craniotomy grande. Impianti di viti di ancoraggio (diametro stelo: 1.4 mm, stelo Lunghezza: 3,0 mm) nel cranio.</li>
	<li>Apportare un grande craniotomy circolare con un diametro di mm ~2.0 sopra l'ippocampo 3,8 mm posteriormente e 2,5 mm bilaterale al bregma. Inserire la matrice di micro-unità integrativa tale che la punta della cannula di array dell'unità si trova sopra il craniotomy grande</li>
	<li>Riempire lo spazio vuoto tra la punta della cannula e superficie del cervello con ~ 100 µ l di due soluzioni, vale a dire., 0,5% (in massa) di alginato di sodio e cloruro di calcio 10% (in massa). Nota: Questo processo forma un gel trasparente a ~ 5 min, dopo le due soluzioni sono mescolate sul cranio.</li>
	<li>Coprire la cannula, elettrodi di BR, elettrodi g/r, e le viti di ancoraggio con cemento dentale con uno spessore di 0,5 cm. essere attenti a non coprire le estremità aperte del BR e g/r elettrodi con il cemento in questa fase.</li>
	<li>Saldare le estremità aperte degli elettrodi ECG, EMG, BR e g/r per le punte di filo individuali che sono stati precedentemente collegati alla BEI (vedere la procedura 1.2 e 1.3).</li>
	<li>Coprire la parte inferiore della matrice di micro-unità integrativa e tutti i cavi degli elettrodi, con cemento dentale. Garantire che tutti i cavi degli elettrodi sono completamente coperti in modo che il topo non può graffiare li dopo l'impianto.</li>
	<li>Dopo il ricupero della coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale, restituire l'animale al suo cag casa di Plexiglas trasparente e mantenere il proprio con accesso gratuito per acqua e cibo. Dopo l'intervento chirurgico, trattare l'animale con gli antibiotici (gentamicina).</li>
	<li>Dopo l'intervento chirurgico, monitorare gli animali con l'osservazione quotidiana. Verifica che camminano correttamente, e che non squittiscono quando lo sperimentatore tocca la matrice di micro-unità.</li>
</ol>4. le registrazioni in Vivo
Nota: Tutti i segnali vengono amplificati, alla 2 kHz e filtrata (0.1 - 500 Hz) passa-banda ad eccezione di attività dell'unità (alla 30 kHz e filtrata (500-6 kHz) passa-banda).
<ol><li>Collegare la bei della matrice micro-unità integrativa per l'headstage di un dispositivo di registrazione.</li>
	<li>Avanzare i tetrodi ruotando le viti per un paio di settimane dopo la chirurgia. Una volta che i tetrodi sono adiacenti alle aree del cervello di destinazione, stabilirsi i tetrodi nelle aree per un periodo di diversi giorni per registrazioni stabile.</li>
	<li>Monitorare i segnali elettrici mentre l'animale si muove liberamente in una camera di registrazione.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Drive+Fabrication.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication.</a> JoVE. (26), e1094 (2009).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Tetrode+Assembly.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (26), e1098 (2009).</li><li>Jog, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tetrode+technology:+advances+in+implantable+hardware,+neuroimaging,+and+data+analysis+techniques.">Tetrode technology: advances in implantable hardware, neuroimaging, and data analysis techniques.</a> J Neurosci Methods. 117 (2), 141-152 (2002).</li><li>Fenske, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+multilevel+in+vivo+and+in+vitro+analysis+of+heart+rate+fluctuations+in+mice+by+ECG+telemetry+and+electrophysiology.">Comprehensive multilevel in vivo and in vitro analysis of heart rate fluctuations in mice by ECG telemetry and electrophysiology.</a> Nat Protoc. 11 (1), 61-86 (2016).</li><li>Rossi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+aging+on+the+specialized+conducting+system:+a+telemetry+ECG+study+in+rats+over+a+6+month+period.">The effect of aging on the specialized conducting system: a telemetry ECG study in rats over a 6 month period.</a> PLoS One. 9 (11), 112697 (2014).</li><li>Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+radiotelemetry+transmitters+yielding+data+on+ECG,+heart+rate,+core+body+temperature+and+activity+in+free-moving+laboratory+mice.">Implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ECG, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice.</a> JoVE. (57), (2011).</li><li>Zeredo, J. L., Kumei, Y., Shibazaki, T., Yoshida, N., Toda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+biting+behavior+induced+by+acute+stress+in+the+rat.">Measuring biting behavior induced by acute stress in the rat.</a> Behav Res Methods. 41 (3), 761-764 (2009).</li><li>Young, G. A., Khazan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromyographic+power+spectral+changes+associated+with+the+sleep-awake+cycle+and+with+diazepam+treatment+in+the+rat.">Electromyographic power spectral changes associated with the sleep-awake cycle and with diazepam treatment in the rat.</a> Pharmacol Biochem Be. 19 (4), 715-718 (1983).</li><li>Oishi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polygraphic+Recording+Procedure+for+Measuring+Sleep+in+Mice.">Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice.</a> JoVE. (107), e53678 (2016).</li><li>Chaput, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory-phase-related+coding+of+olfactory+information+in+the+olfactory+bulb+of+awake+freely-breathing+rabbits.">Respiratory-phase-related coding of olfactory information in the olfactory bulb of awake freely-breathing rabbits.</a> Physiol Behav. 36 (2), 319-324 (1986).</li><li>Ravel, N., Pager, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+patterning+of+the+rat+olfactory+bulb+unit+activity:+Nasal+versus+tracheal+breathing.">Respiratory patterning of the rat olfactory bulb unit activity: Nasal versus tracheal breathing.</a> Neurosci Lett. 115 (2-3), 213-218 (1990).</li><li>Okada, S., Igata, H., Sakaguchi, T., Sasaki, T., Ikegaya, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+the+simultaneous+recording+of+cerebral,+cardiac,+and+muscular+electrical+activity+in+freely+moving+rodents.">A new device for the simultaneous recording of cerebral, cardiac, and muscular electrical activity in freely moving rodents.</a> J Pharmacol Sci. 132 (1), 105-108 (2016).</li><li>Sasaki, T., Nishimura, Y., Ikegaya, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+Recordings+of+Central+and+Peripheral+Bioelectrical+Signals+in+a+Freely+Moving+Rodent.">Simultaneous Recordings of Central and Peripheral Bioelectrical Signals in a Freely Moving Rodent.</a> Biol Pharm Bull. 40 (5), 711-715 (2017).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Per comprendere come il cervello modula i livelli di attività periferica e vice versa, su larga scala in metodi per catturare simultaneamente elettrica BCI da più zone del corpo della registrazione sono necessarie. Questo studio ha descritto una procedura chirurgica e un sistema di registrazione per il monitoraggio di potenziali di campo locale cerebrale, frequenza cardiaca, la grandezza della costruzione muscolare e ritmi respiratori, che sono stati migliorati in un sistema di registrazione che viene utilizzato per re...

Il sistema nervoso centrale controlla gli Stati di corpo in risposta ai vari cambiamenti ambientali, e questo controllo è in genere rappresentato come cambiamenti nella frequenza cardiaca, frequenza respiratoria e contrazioni muscolari. Tuttavia, pochi studi hanno testato come tali fattori fisiologici periferici sono associati con attività corticale. Per risolvere questo problema, è necessario un metodo di registrazione su larga scala per il monitoraggio elettrico BCI da tessuti sia centrali che periferici. Nella corteccia cerebrale, segnali (LFP) potenziali di campo locale extracellularly sono registrati da elettrodi che vengono inseriti nei tessuti corticali1,2,3. Per registrare simultaneamente segnali multipli di LFP dalle regioni corticali di piccoli mammiferi, come ratti e topi, una serie di studi hanno sviluppato diversi tipi di gruppi di elettrodi su misura che sono denominate micro-drive. Una micro-unità convenzionale è composto da viti di metallo attaccate alla parte centrale degli elettrodi (che in genere sono tetrodi), un corpo di nucleo che accomoda le viti e gli elettrodi e una scheda di interfaccia elettrica (BEI) che accomoda fori in metallo per collegare le estremità aperte degli elettrodi (Figura 1, Figura 2e Figura 3). Questo elettrodo permette all'operatore di controllare la profondità di molti elettrodi inseriti nel cervello nel corso di giorni o settimane e consente lo svolgimento di registrazioni a lungo termine croniche dell'attività neuronale, come l'animale è sfidato con vari attività comportamentali. Negli organi periferici, i segnali heartbeat sono registrati come elettrocardiogrammi (ECG) da una coppia di elettrodi che vengono impiantati su o intorno al cuore zona4,5,6, e i segnali del muscolo scheletrico sono registrati come i electromyograms (EMGs) con elettrodi che vengono inseriti nel muscolo tessuto7,8,9. Il rapporto tra i segnali elettrici del bulbo olfattivo e ritmo del respiro (BR) è stato studiato con unità singole registrazioni10,11. In sistemi di registrazione convenzionali, questi segnali dai tessuti differenti sono stati catturati dai dispositivi di registrazione indipendente, il che significa che un sistema sperimentale supplementare è necessario per sincronizzare precisamente questi dispositivi multipli per simultanea registrazioni dei segnali del cervello-corpo. Questo sistema è stato sviluppato per superare questo problema. In questo sistema, tutti i segnali elettrici registrati dagli organi periferici, tra cui ECG, EMGs e segnali elettrici dal bulbo olfattivo che riflettono il ritmo del respiro, sono integrati in una singola matrice di micro-unità1,2 ,3, qui definita matrice di micro-unità integrativa. Questo sistema richiede soltanto un dispositivo di registrazione multi-canale ed è applicabile a qualsiasi matrice di micro-unità convenzionali. I vantaggi di questa tecnica sono che non richiede alcun dispositivi speciali o segnali di trigger per abbinare il tempo di registrazione di più dispositivi, e permette il trattamento più conveniente, dal momento che tutti i segnali sono registrati come tipi di dati simili. Questa tecnica aiuterà la comprensione dei correlati neurofisiologici delle associazioni tra gli organi centrali e periferici. Questo articolo descrive le procedure connesse con la tecnica e presenta il set di dati rappresentativi ottenuti da un ratto.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1088px;" width="1089">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:307px;">FEP Hookup Wire Stranded Stainless Steel&#160;</td>
			<td style="width:324px;">Cooner Wire Company, Chatsworth, CA</td>
			<td style="width:127px;">AS 633</td>
			<td style="width:331px;">Bioflex wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">EIB-36-PTB</td>
			<td>Neuralynx, Inc., Bozeman, MT</td>
			<td>EIB-36-PTB</td>
			<td>EIB</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Cereplex&#160; M</td>
			<td>Blackrock&#160; Microsystems, Salt Lake City, UT</td>
			<td></td>
			<td>Digital headstage</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Cereplex Direct&#160;</td>
			<td>Blackrock&#160; Microsystems, Salt Lake City, UT</td>
			<td></td>
			<td>Data acquisition system</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">UEW polyurethane magnet wire</td>
			<td>Oyaide.com, Tokyo, Japan</td>
			<td>UEW 0.14mm 20m&#160;</td>
			<td>Enamel wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">SD-102</td>
			<td>Narishige, Tokyo, Japan</td>
			<td>SD-102</td>
			<td>High-speed drill</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Minimo ONE SERIES ver.2</td>
			<td>Minitor Co.,Ltd, Tokyo, Japan</td>
			<td>C2012</td>
			<td>High-peed drill Power Supply&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Provinice 250 mL</td>
			<td>Shofu Inc., Kyoto, Japan</td>
			<td style="width:127px;">213620136</td>
			<td style="width:331px;">Dental cement</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Small Animal Anesthetizer&#160;</td>
			<td>Biomachinery, Chiba, Japan</td>
			<td>TK-7</td>
			<td>Anesthetizer&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Buprenorphine hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td style="width:127px;">B7536-1ML</td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Isoflurane</td>
			<td>DS Pharma Animal Health, Osaka, Japan&#160;</td>
			<td>Isoflu 250mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Vaseline, White&#160;</td>
			<td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan</td>
			<td>224-00165&#160;</td>
			<td>Vet ointment&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">&#160;Sodium alginate</td>
			<td>Nacalai tesque, Kyoto, Japan</td>
			<td>31131-85</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Calcium Chloride Dihydrate</td>
			<td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan</td>
			<td>031-00435&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stainless steel screw M1.0&#215;4.0&#160;</td>
			<td>MonotaRO, Hyogo, Japan</td>
			<td style="width:127px;">42617504</td>
			<td>Stainless steel screw for BR electrodes</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:307px;">Stainless steel screw M1.4&#215;3.0</td>
			<td>MonotaRO, Hyogo, Japan</td>
			<td>42617687</td>
			<td>Stainless steel screw for g/r electrodes and anchors</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous recordings of cortical local field potentials, electrocardiogram, electromyogram, and breathing rhythm from a freely moving rat

Monitoraggio le dinamiche fisiologiche del cervello e tessuti periferici è necessaria per affrontare una serie di domande su come i controlli di cervello corpo funzioni e degli organi interni ritmi quando gli animali sono esposti a sfide emotive e cambiamenti nella loro ambienti di vita. In generale gli esperimenti, i segnali provenienti da diversi organi, quali il cervello e il cuore, sono registrati dai sistemi di registrazione indipendente che richiedono più dispositivi di registrazione e procedure diverse per l'elaborazione dei file di dati. Questo studio descrive un nuovo metodo che può monitorare contemporaneamente BCI elettrici, tra cui decine di potenziali di campo locale in più regioni del cervello, elettrocardiogrammi che rappresentano il ritmo cardiaco, i electromyograms che rappresentano sveglio / contrazione muscolare legati al sonno e segnali, in un ratto liberamente commovente di respirazione. La configurazione di registrazione di questo metodo si basa su una matrice di micro-unità convenzionale per le registrazioni potenziali di campo locale corticale in cui decine di elettrodi sono accomodati e dei segnali ottenuti da questi elettrodi sono integrati in un unico quadro elettrico montato sulla testa dell'animale. Qui, questo sistema di registrazione è stato migliorato in modo che i segnali provenienti da organi periferici vengono trasferiti anche una scheda di interfaccia elettrica. In un unico intervento, elettrodi prima vengono impiantati separatamente in parti del corpo appropriato e le aree del cervello di destinazione. Le estremità aperte di tutti questi elettrodi sono poi saldate ai singoli canali del quadro elettrico sopra la testa dell'animale affinché tutti i segnali possono essere integrati in singolo quadro elettrico. Questa scheda di collegamento a un dispositivo di registrazione consente la raccolta di tutti i segnali in un unico dispositivo, che riduce i costi di sperimentali e semplifica il trattamento dei dati, poiché tutti i dati possono essere trattati nello stesso file di dati. Questa tecnica aiuterà la comprensione dei correlati neurofisiologici delle associazioni tra gli organi centrali e periferici.

Questo metodo è in grado di catturare simultaneamente segnali bioelettrici da organi multipli che rappresentano l'attività neuronale del cervello, frequenza cardiaca, respirazione ritmica e le contrazioni del muscolo scheletrico (Figura 1). Figura 4 fornisce i dati di registrazione rappresentativo da un ratto liberamente commovente che è stato liberamente foraggiamento in una scatola rettangolare (25 × 40 cm<...

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Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Questo studio introduce un metodo per la registrazione simultanea di potenziali di campo locale nel cervello, elettrocardiogrammi, i electromyograms e segnali di un ratto liberamente commovente di respirazione. Questa tecnica, che riduce i costi di sperimentali e semplifica l'analisi dei dati, contribuirà alla comprensione delle interazioni tra il cervello e gli organi periferici.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

simultaneous-recordings-cortical-local-field-potentials

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.8K Views.  The University of Tokyo. Questo studio introduce un metodo per la registrazione simultanea di potenziali di campo locale nel cervello, elettrocardiogrammi, i electromyograms e segnali di un ratto liberamente commovente di respirazione. Questa tecnica, che riduce i costi di sperimentali e semplifica l'analisi dei dati, contribuirà alla comprensione delle interazioni tra il cervello e gli organi periferici.

Video: Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Ricerca

Neuroscienze

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Le registrazioni EEG ad alta densità dei Topi muoversi liberamente utilizzando Polyimide a base di microelettrodi

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

Registrazioni simultanee a cellule di fotorecettori e dei neuroni di secondo ordine in un anfibio Retinal Fetta Preparazione

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

Registrazione di potenziali d&#39;azione singoli neuroni &#39;di muoversi liberamente Piccioni attraverso tre fasi di apprendimento

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Registrazione simultanea di elettroretinografia e Potenziali evocati visivi nei ratti anestetizzati

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Registrazione di EEG nei ratti neonatali liberamente in movimento utilizzando un metodo novello

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

acuto<em&gt; In Vivo</em&gt; Registrazioni elettrofisiologiche dei potenziali del campo locale e dell&#39;attività multi-unità dal percorso iperdirezionale nei ratti anestetizzati

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Registrazioni di EEG non invadente da muoversi liberamente suinetti

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...

Microdialysis of Excitatory Amino Acids During EEG Recordings in Freely Moving Rats

Microdialysis is a well-established neuroscience technique that correlates the changes of neurologically active substances diffusing into the brain interstitial space with the behavior and/or with the specific outcome of a pathology (e.g., seizures for epilepsy). When studying epilepsy, the microdialysis technique is often combined with short-term or even long-term video-electroencephalography (EEG) monitoring to assess spontaneous seizure frequency, severity, progression and clustering. The combined microdialysis-EEG is based on the use of several methods and instruments. Here, we performed in vivo microdialysis and continuous video-EEG recording to monitor glutamate and aspartate outflow over time, in different phases of the natural history of epilepsy in a rat model. This combined approach allows the pairing of changes in the neurotransmitter release with specific stages of the disease development and progression. The amino acid concentration in the dialysate was determined by liquid chromatography. Here, we describe the methods and outline the principal precautionary measures one should take during in vivo microdialysis-EEG, with particular attention to the stereotaxic surgery, basal and high potassium stimulation during microdialysis, depth electrode EEG recording and high-performance liquid chromatography analysis of aspartate and glutamate in the dialysate. This approach may be adapted to test a variety of drug or disease induced changes of the physiological concentrations of aspartate and glutamate in the brain. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, it may be further used to test different soluble molecules when employing EEG recording at the same time.

Here, we describe a method for in vivo microdialysis to analyze aspartate and glutamate release in the ventral hippocampus of epileptic and non-epileptic rats, in combination with EEG recordings. Extracellular concentrations of aspartate and glutamate may be correlated with the different phases of the disease.

Microdialisi degli aminoacidi eccitanti durante le registrazioni di EEG in liberi di muoversi

Microdialysis is a well-established neuroscience technique that correlates the changes of neurologically active substances diffusing into the brain ...

Generation of Neurospheres from Mixed Primary Hippocampal and Cortical Neurons Isolated from E14-E16 Sprague Dawley Rat Embryo

Primary neuron culture is an essential technique in the field of neuroscience. To gain deeper mechanistic insights into the brain, it is essential to have a robust in vitro model that can be exploited for various neurobiology studies. Though primary neuron cultures (i.e., long-term hippocampal cultures) have provided scientists with models, it does not yet represent the complexity of brain network completely. In the wake of these limitations, a new model has emerged using neurospheres, which bears a closer resemblance to the brain tissue. The present protocol describes the plating of high and low densities of mixed cortical and hippocampal neurons isolated from the embryo of embryonic day 14-16 Sprague Dawley rats. This allows for the generation of neurospheres and long-term primary neuron culture as two independent platforms to conduct further studies. This process is extremely simple and cost-effective, as it minimizes several steps and reagents previously deemed essential for neuron culture. This is a robust protocol with minimal requirements that can be performed with achievable results and further used for a diversity of studies related to neuroscience.

Presented here is a protocol for the spontaneous generation of neurospheres enriched in neural progenitor cells from high density plated neurons. During the same experiment, when neurons are plated at a lower density, the protocol also results in prolonged primary rat neuron cultures.

Generazione di neurosfere da neuroni ippocampali primari misti e corticali isolati da E14-E16 Sprague Dawley Rat Embryo

Primary neuron culture is an essential technique in the field of neuroscience. To gain deeper mechanistic insights into the brain, it is essential to have ...