Apprezzamento è esteso a Dr. T. Taki e Dr. M. Funamoto per il loro supporto tecnico.

Prima dell'esperimento, tutti i ratti dovrebbero essere dato una settimana di acclimatare. Tutte le procedure chirurgiche su animali devono avvenire in conformità con la guida per la cura e uso di animali da laboratorio (www.nap.edu/catalog/5140.html) o altri orientamenti etici appropriati. Protocolli dovrebbero essere approvati dal comitato di benessere degli animali presso l'istituzione appropriata prima di procedere. Tutte le successive procedure devono essere eseguite in condizioni asettiche.
1. preparazione CPB circuito
Nota: Indossare indumenti protettivi, compresi guanti, occhiali e un cappotto pulito o un abito USA e getta.
<ol><li>Set-up del circuito CPB<ol>
<li>Collegare i tubi di cloruro di polivinile con un serbatoio venoso, predefinito per il circuito CPB e un ossigenatore a membrana neonatale modificate come mostrato in Figura 1. Garantire tutti i collegamenti siano ben stretti e non una perdita di acqua.</li>
		<li>Impostare un circuito CPB per il dispositivo di pompa a rulli secondo i protocolli del produttore.</li>
		<li>Tenere la pompa roller su un tavolo regolabile in altezza e regolare l'altezza del tavolo a 10 cm sotto la scrivania sperimentale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Innesco del circuito CPB<ol>
<li>Mix 12 mL di soluzione di amido idrossietilico con 0,1 mL di eparina e 0,5 mL di soluzione di bicarbonato di sodio del 7% per l'innesco circuito CPB.</li>
		<li>Caricare il circuito con 11 mL della soluzione di adescamento, con il rullo di pompa delicatamente rotante. Inserire un ago di calibro 18 ventilazione il serbatoio per l'aria di ventilazione.</li>
		<li>Colpito più volte l'ossigenatore a membrana a deair, con inclinazione l'ossigenatore. Aria deve essere oscurata completamente per evitare l'embolia gassosa e l'ossigenazione insufficiente. Durante l'innesco del circuito, riscaldare il circuito di una lampada di calore elettrico impostare sul serbatoio.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. la procedura prima di CPB
Nota: Il campo chirurgico e dispositivi devono essere disinfettate con alcol al 70% o un ammonio quaternario prima dell'uso.
<ol><li>Anestesia e impostazione degli animali<ol>
<li>Anestetizzare un ratto con inalazione del 3,0% isoflurane-misto aria in un vaporizzatore. Impostare il topo su un banco da lavoro e intubare una cannula di calibro 16 nella trachea. Seguire le vostre linee guida locale cura degli animali per quanto riguarda l'analgesia dosaggio e frequenza (ad es. buprenorfina 0,005 mg/kg s.c.) Nota: Ratti devono essere presso l'anestesia profonda e perdere i riflessi. La respirazione deve essere ritmica, ma non essere arrestata.</li>
		<li>Trasferire il ratto un tavolo operatorio con un rilievo di riscaldamento elettrico. Iniziare la ventilazione meccanica con 8 mL/kg di volume corrente, un ritmo respiratorio di 70 cicli/min e il 30% della frazione di ossigeno inspirato monitorati dal sensore dell'ossigeno.</li>
		<li>Mantenere l'anestesia con isoflurano 1.5-2.0% e con una somministrazione supplementare di chetamina/xilazina all'inizio di CPB.</li>
		<li>Monitorare la temperatura rettale utilizzando la sonda rettale. Mantenere la temperatura corporea normotermica di 37 ° C Regolazione della temperatura del pad termico e inserendo il circuito sopra la lampada di calore.</li>
		<li>Impostare il ratto in posizione supina e tratto quattro membra fissando con aghi. Monitorare la frequenza cardiaca impostando l'ago elettrodo ECG alla spalla bilaterale e sinistra dell'addome. Posizionare una garza umida o applicare unguento oftalmico agli occhi per prevenire la secchezza.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inserimento di una canula<ol>
<li>Dopo la disinfezione la superficie di tutto il corpo di sprayingby di spruzzatura etanolo al 70% o un'altra soluzione antisettica, radersi i capelli da un rasoio sulla regione inguinale bilaterale e regione cervicale di destra. Anestetici locali (quali lidocaina) deve essere utilizzati prima di effettuare l'incisione cutanea. Nota: come un'alternativa, uno scrub chirurgico del sito di incisione può essere utilizzata invece di tutto il corpo spray di etanolo al 70% per evitare un calo di temperatura corporea.</li>
		<li>Incidere la pelle (circa 5 mm) presso le regioni inguinale bilaterale e la regione cervicale di destra di forbici e senza mezzi termini sezionare i tessuti per esporre il proprio principale dell'arteria femorale. Separare l'arteria attentamente dalla vena e nervo nelle vicinanze. Legare all'estremità dell'arteria femorale comune di seta dall'esposizione e 4-0 dalla tensione.</li>
		<li>Tagliare la parete arteriosa (circa 1mm) dell'arteria femorale comune di destra da micro-forbici in direzione perpendicolare all'arteria e attentamente incannulare un catetere endovenoso 24-calibro dall'incisione ad una profondità di 1 cm per monitoraggio arterioso sistemico pressione e analisi della pressione parziale di gas nel sangue arterioso.</li>
		<li>Amministrare eparina sodica (500 UI/kg) dal catetere.</li>
		<li>Seguire i passaggi 2.2.2 e 2.2.3 a incannulare un catetere endovenoso 24-calibro in arteria femorale comune di sinistra come una linea di infusione arteriosa per il circuito CPB.</li>
		<li>Inserire un angiocatheter multi-orifizio 17 calibri nella vena giugulare interna destra e farlo avanzare nell'atrio destro e vena cava inferiore (IVC). Non spingere il catetere più o meno come il vaso può rompere facilmente. Collegare il catetere al circuito CPB per drenaggio venoso.</li>
		<li>Coprire ogni regione cannulate con una garza umida per evitare la contaminazione.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. procedura durante CPB
<ol><li>Fornire il 100% ossigeno gas per l'ossigenatore a 0,8 L/min durante CPB e diminuzione della frequenza respiratoria a 30 cicli/min. La pressione parziale dell'ossigeno arterioso è necessaria da 200 a 400 mmHg.</li>
	<li>All'inizio di CPB, aumentare l'impostazione di temperatura del calore pad per la massima, 42 ° C, per attenuare l'immediato calo della temperatura corporea dopo l'inizio di CPB. Regolare l'impostazione della temperatura a 37 ° C quando la temperatura corporea ritorna a 36 ° C.</li>
	<li>Attentamente, iniziare il flusso CPB e tenere d'occhio il volume del sangue nel serbatoio. Un serbatoio vuoto può causare embolia gassosa. Se il volume del sangue nel serbatoio diminuisce, abbassare il flusso della pompa regolando l'altezza della tabella, o cambiando la posizione del catetere di drenaggio. Non riposizionare il catetere di drenaggio venoso, che potrebbe facilmente causare la perforazione dell'atrio di destra e/o aritmia.</li>
	<li>Aumentare e mantenere il flusso della pompa a 100 mL/kg/min, mentre la pressione sanguigna media è mantenuta a 70 mmHg. Quando la pressione sanguigna appropriata viene mantenuta, un piccolo volume di almeno 1 mL nel serbatoio è accettabile. Se c'è meno di 1 mL di sangue nel serbatoio, può causare un'embolia in organi.</li>
	<li>Se la pressione sanguigna è instabile, è possibile aggiungere 2-3 mL della soluzione di innesco del circuito (può causare l'anemia dopo il CPB).</li>
</ol>4. procedura dopo CPB
<ol><li>Fissare il tubo di drenaggio venoso e rimuoverlo dal circuito. Infondere il sangue rimanente nel circuito gradualmente all'arteria per mantenere la pressione sanguigna.</li>
	<li>Aumento della frequenza respiratoria a 70 cicli/min.</li>
	<li>Rimuovere il catetere di drenaggio venoso e il catetere arterioso sinistro, poi legare la nave nel sito prossimale e distale.</li>
	<li>Rimuovere la linea arteriosa dall'arteria femorale destra 60 min dopo la fine del CPB.</li>
	<li>Pulire ogni ferita con soluzione fisiologica e chiudere la ferita con punti di sutura.</li>
	<li>Terminare l'anestesia ed Estubare il tubo endotracheale dopo aver controllato la respirazione spontanea dell'animale.</li>
	<li>Somministrare fluidi isotoniche sterile riscaldati e utilizzare un calore mat e la lampada di calore elettrico per tenere caldi gli animali. Verificare le condizioni dell'animale frequentemente fino al recupero dall'anestesia. Fornire supporto respiratorio quando richiesto. Nota: Una volta che l'animale comincia a muoversi, la fonte di calore deve essere rimosso da parte della gabbia per permettere all'animale di scegliere il lato caldo o freddo.</li>
	<li>Tenere l'animale a parte la compagnia di altri animali fino a quando la respirazione riacquista completamente. Non restituire l'animale alla società fino al completo recupero.</li>
	<li>Controllare l'assunzione di cibo e acqua dopo il recupero dall'anestesia e fornire un adeguato supporto nutrizionale. Somministrare analgesici e verificare eventuali segni di disagio o dolore.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Gibbon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+mechanical+heart+and+lung+apparatus+to+cardiac+surgery.">Application of a mechanical heart and lung apparatus to cardiac surgery.</a> Minn Med. 37 (3), 171-185 (1954).</li><li>Apostolakis, E., Filos, K. S., Koletsis, E., Dougenis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+dysfunction+following+cardiopulmonary+bypass.">Lung dysfunction following cardiopulmonary bypass.</a> J Cardiac Surg. 25 (1), 47-55 (2010).</li><li>Popovic, P., Horecky, J., Popovic, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instrumental+responses+in+rats+after+hypothermic+cardiopulmonary+by-pass.">Instrumental responses in rats after hypothermic cardiopulmonary by-pass.</a> P Soc Exp Biol Med. 126 (1), 225-228 (1967).</li><li>Fabre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+recovery+model+of+partial+cardiopulmonary+bypass+in+the+rat.">A recovery model of partial cardiopulmonary bypass in the rat.</a> Perfusion. 16 (3), 215-220 (2001).</li><li>Hirao, S., Masumoto, H., Minatoya, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+cardiopulmonary+bypass+models+to+Investigate+multi-organ+injury.">Rat cardiopulmonary bypass models to Investigate multi-organ injury.</a> Clin Surg. 2, 1-6 (2017).</li><li>Jungwirth, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurologic+outcome+after+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+rats:+description+of+a+new+model.">Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: description of a new model.</a> J Thorac Cardiov Sur. 131 (4), 805-812 (2006).</li><li>de Lange, F., Yoshitani, K., Podgoreanu, M. V., Grocott, H. P., Mackensen, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+survival+model+of+cardioplegic+arrest+and+cardiopulmonary+bypass+in+rats:+a+methodology+paper.">A novel survival model of cardioplegic arrest and cardiopulmonary bypass in rats: a methodology paper.</a> J Cardiothorac Surg. 3, 51 (2008).</li><li>Peters, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+model+of+myocardial+infarction+and+controlled+reperfusion+using+a+miniaturized+cardiopulmonary+bypass+in+rats.">An experimental model of myocardial infarction and controlled reperfusion using a miniaturized cardiopulmonary bypass in rats.</a> Interact Cardiovasc Th. 19 (4), 561-564 (2014).</li><li>Engels, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+rat+model+for+the+investigation+of+the+systemic+inflammation+response+and+induced+organ+damage.">A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage.</a> J Inflamm. 11 (26), (2014).</li><li>Pinto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+extracellular+isoform+of+superoxide+dismutase+has+a+significant+impact+on+cardiovascular+ischaemia+and+reperfusion+injury+during+cardiopulmonary+bypass.">The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass.</a> Eur J Cardio-Thorac. 50 (6), 1035-1044 (2016).</li><li>Zhang, Z., Wu, Y., Zhao, Y., Xiao, X., Liu, J., Zhou, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+in+HMGB1+levels+correlate+with+inflammatory+responses+during+cardiopulmonary+bypass.">Dynamic changes in HMGB1 levels correlate with inflammatory responses during cardiopulmonary bypass.</a> Exp Ther Med. 5 (5), 1523-1527 (2013).</li><li>Kohno, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+serum+high-mobility+group+box+1+protein+elevation+on+oxygenation+impairment+after+thoracic+aortic+aneurysm+repair.">Impact of serum high-mobility group box 1 protein elevation on oxygenation impairment after thoracic aortic aneurysm repair.</a> Heart Vessels. 26 (3), 306-312 (2011).</li><li>Tseng, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+serum+biomarkers+and+clinical+factors+on+intensive+care+unit+mortality+and+6-month+outcome+in+relatively+healthy+patients+with+severe+pneumonia+and+acute+respiratory+distress+syndrome.">Impact of serum biomarkers and clinical factors on intensive care unit mortality and 6-month outcome in relatively healthy patients with severe pneumonia and acute respiratory distress syndrome.</a> Dis Markers. 2014, (2014).</li><li>Paparella, D., Yau, T. M., Young, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+bypass+induced+inflammation:+pathophysiology+and+treatment.+An+update.">Cardiopulmonary bypass induced inflammation: pathophysiology and treatment. An update.</a> Eur J Cardio-Thorac. 21 (2), 232-244 (2002).</li><li>Hirao, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombinant+human+soluble+thrombomodulin+prevents+acute+lung+injury+in+a+rat+cardiopulmonary+bypass+model.">Recombinant human soluble thrombomodulin prevents acute lung injury in a rat cardiopulmonary bypass model.</a> J Thorac Cardiov Sur. , (2017).</li><li>Yamazaki, S., Inamori, S., Nakatani, T., Suga, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+attenuates+cardiopulmonary+bypass-induced+acute+lung+injury+through+the+regulation+of+neutrophil+activation.">Activated protein C attenuates cardiopulmonary bypass-induced acute lung injury through the regulation of neutrophil activation.</a> J Thorac Cardiov Sur. 141 (5), 1246-1252 (2011).</li><li>Wang, C. T., Zhang, L., Wu, H. W., Wei, L., Xu, B., Li, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Doxycycline+attenuates+acute+lung+injury+following+cardiopulmonary+bypass:+involvement+of+matrix+metalloproteinases.">Doxycycline attenuates acute lung injury following cardiopulmonary bypass: involvement of matrix metalloproteinases.</a> Int J Clin Exp Patho. 7 (11), 7460-7468 (2014).</li><li>Liu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Curcumin+attenuates+cardiopulmonary+bypass-induced+lung+oxidative+damage+in+rats.">Curcumin attenuates cardiopulmonary bypass-induced lung oxidative damage in rats.</a> J Cardiovasc Pharm T. 17 (4), 395-402 (2012).</li><li>Taki, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fetal+mesenchymal+stem+cells+ameliorate+acute+lung+injury+in+a+rat+cardiopulmonary+bypass+model.">Fetal mesenchymal stem cells ameliorate acute lung injury in a rat cardiopulmonary bypass model.</a> J Thorac Cardiov S. 153 (3), 726-734 (2017).</li><li>Zhu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+novel+rat+model+without+blood+priming+during+normothermic+cardiopulmonary+bypass.">Establishment of a novel rat model without blood priming during normothermic cardiopulmonary bypass.</a> Perfusion. 29, 63-69 (2014).</li><li>Inoue, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+anesthesia+worsens+outcome+of+rats+with+inflammatory+responses.">Deep anesthesia worsens outcome of rats with inflammatory responses.</a> Inflamm Res. 65 (7), 563-571 (2016).</li><li>Bradfield, J. F., Schachtman, T. R., McLaughlin, R. M., Steffen, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+physiologic+effects+of+inapparent+wound+infection+in+rats.">Behavioral and physiologic effects of inapparent wound infection in rats.</a> Lab Anim Sci. 42 (6), 572-578 (1992).</li></ol>

Tutti gli autori non hanno nulla di divulgare per quanto riguarda il supporto commerciale.

In questo modello CPB del ratto, del polmone e del siero i livelli di espressione di citochine infiammatorie e HMGB-1, un fattore di trascrizione che regolano le risposte infiammatorie, drammaticamente aumentata dopo CPB. Precedenti studi clinici hanno mostrato che la secrezione di siero di HMGB-1 livello è elevata nei pazienti sottoposti a chirurgia cardiovascolare11, e il livello di picco del siero HMGB-1 durante CPB è stato associato con la sindrome infiammatoria sistematica di risposta più ...

Nel 1953, Dr. John H. Gibbon Jr. ha effettuato con successo il primo ambulatorio cardiaco utilizzando CPB1, e divenne in seguito una modalità essenziale in chirurgia cardiovascolare. Mentre le tecniche e i dispositivi sono stati drammaticamente raffinati, multi-organo complicazioni legate alla CPB ancora compromettono il risultato di interventi chirurgici cardiovascolari e possono influenzare la morbilità e la mortalità postoperatoria2. Danno d'organo relativi CPB è causato da attivazione del sistema immunitario e la sintesi di citochine proinfiammatorie, complimento attivazione e produzione di radicali liberi di ossigeno2. La relativa patofisiologia, tuttavia, completamente non è stato delucidato.
Modelli animali ricapitolare l'uso clinico di CPB abilitare la chiarificazione dei processi patofisiologici durante e dopo CPB; Questo può facilitare studi pre-clinici nello sviluppo di strategie per evitare queste complicazioni. Dal Popovic et al. in primo luogo segnalato un modello di ratto CPB nel 19673, ratto CPB modelli sono state perfezionate e hanno gradualmente preso il posto dei modelli animale di grandi dimensioni a causa di una maggiore economicità, convenienti processi sperimentali e una pletora di metodi di test genetici e livelli della proteina. Inoltre, ratti innati possono essere geneticamente identici, riducendo possibili pregiudizi biologici.
Fabre et al. in primo luogo stabilito un modello di recupero che ha permesso lo studio di lungo termine più sequele di organo di CPB4. I vantaggi di questo modello di semplice sopravvivenza sono la flessibilità (CPB portata e durata), stabile condizione vitale e riproducibilità nella infiammazione sistemica. Modelli del ratto CPB sono diventati cruciali per lo studio di strategie terapeutiche che mirano a prevenire lesioni multi-organo durante CPB5, e recentemente sono stati sviluppati vari modelli per la simulazione di situazioni cliniche durante CPB. De Lange et al. sviluppato un modello di arresto cardiaco, che può essere utilizzato per caratterizzare le risposte enzimatiche, genetiche ed istologiche legate alla lesione del miocardio7. Peters et al. ha organizzato l'infarto miocardico e reperfusion controllato utilizzando un modello CPB miniaturizzato per analizzare la disfunzione del cuore attraverso la focale di ischemia e riperfusione pregiudizio8. Jungwirth et al. in primo luogo stabilito un modello di arresto circolatorio ipotermico profondo (DHCA), che può delucidare la ferita di ischemia e riperfusione globale di DHCA e supporti potenziale neuroprotective strategie6. Gli studi che utilizzano DHCA studiare l'influenza di ipotermia, riperfusione, e/o emolisi-innescato segnalazione eventi9. L'ipotermia profonda può influenzare l'attivazione e inattivazione di enzimi diversi e le vie e i meccanismi rimangono sconosciuti10. D'altra parte, modelli di arresto cardiaco o modelli di ischemia del cuore devono essere utilizzati per indagare la lesione cardiaca ischemia e riperfusione. Questi diversi modelli CPB ratto che ricapitolano altamente CPB umano possono rivelare processi patologici correlati a CPB e ridurre il rischio complicanze CPB.
Questo protocollo viene illustrato un semplice modello CPB senza trasfusione o agenti inotropi in un ratto. Questo modello consente lo studio di lungo termine più sequele di organo di CPB.

<table><tbody><tr><td>Rodent Ventilator 7025</td><td>Ugo Basile</td><td>7025</td><td>Ventilator</td></tr><tr><td>OxiQuant B</td><td>ENVITEC</td><td>46-00-0023</td><td>Oxygen Sensor</td></tr><tr><td>CMA 450 Temperature Controller</td><td>CMA</td><td>8003759</td><td>Temperature Controller</td></tr><tr><td>CMA 450 Heating Pad</td><td>CMA</td><td>8003763</td><td></td></tr><tr><td>CMA 450 Rectal Probe</td><td>CMA</td><td>8003761</td><td></td></tr><tr><td>DIN(8) to Disposable BP Transducer</td><td>ADInstruments</td><td>MLAC06</td><td></td></tr><tr><td>Disposable BP Transducer</td><td>ADInstruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>IX-214 Data Recorder</td><td>iWorx Systems</td><td>IWX-214</td><td>amplifier</td></tr><tr><td>LabScribe software</td><td>iWorx Systems</td><td></td><td>software</td></tr><tr><td>Roller pump</td><td>Furue Science</td><td>Model RP-VT</td><td>pump</td></tr><tr><td>Happy Cath</td><td>Medikit</td><td>EB 19G 4HCLs PP</td><td>17-gauge multiorifice angiocatheter</td></tr><tr><td>SURFLO ETFE I.V. Catheter</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2419CA</td><td>24-gauge angiocatheter</td></tr><tr><td>Oxygenator</td><td>Mera</td><td>HPO-002</td><td></td></tr><tr><td>CPB circuit</td><td>Mera</td><td>custom-made</td><td></td></tr><tr><td>Hespander fluid solution</td><td>Fresenius Kabi</td><td>3319547A4035</td><td>Hydroxyethyl starch</td></tr></tbody></table>

a recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats

Esclusione cardiopolmonare (CPB) è indispensabile in chirurgia cardiovascolare. Nonostante la drammatica raffinatezza della tecnica di CPB e dispositivi, le complicazioni del multi-organo CPB correlati alla prolungata ancora compromettere il risultato di interventi chirurgici cardiovascolari e può peggiorare la mortalità e la morbosità postoperatoria. Modelli animali ricapitolare l'uso clinico di CPB consentono il chiarimento dei processi fisiopatologici che si verificano durante CPB e facilitano studi pre-clinici per sviluppare strategie di protezione contro queste complicazioni. Modelli del ratto CPB sono vantaggiose a causa della loro maggiore economicità, convenienti processi sperimentali, metodi di prova abbondante presso la genetica o i livelli della proteina e consistenza genetica. Sono utilizzabili per indagare l'attivazione del sistema immunitario e la sintesi di citochine proinfiammatorie, complimento attivazione e produzione di radicali liberi dell'ossigeno. I modelli di ratto sono stati raffinati e hanno gradualmente preso il posto dei modelli animale di grandi dimensioni. Qui, descriviamo un semplice modello CPB senza trasfusione e/o agenti inotropi in un ratto. Questo modello di recupero permette lo studio di lungo termine più sequele di organo di CPB.

La figura 1 Mostra l'intero circuito CPB. Le variabili fisiologiche in questo modello sono illustrate nella Figura 2e comprendono la temperatura rettale, dire la pressione arteriosa e frequenza cardiaca. La figura 3 Mostra l'analisi di gas del sangue arterioso durante CPB, tra cui la pressione parziale dell'ossigeno arterioso, la pressione parziale di anidride carbonica arteriosa, ematocrito, l'ecces...

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A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

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Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Esclusione cardiopolmonare in un modello murino: un nuovo approccio

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Pre-clinical Model of Cardiac Donation after Circulatory Death

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after circulatory death (DCD) is a solution to address this limited availability, but due to a period of prolonged warm ischemia and the risk of tissue injury, its routine use in cardiac transplantation is seldom seen. In this manuscript we provide a detailed protocol closely mimicking current clinical practices in the context of DCD with continuous monitoring of heart function, allowing for the evaluation of novel cardioprotective strategies and interventions to decrease ischemia-reperfusion injury.
In this model, the DCD protocol is initiated in anesthetized Lewis rats by stopping ventilation to induce circulatory death. When systolic blood pressure drops below 30 mmHg, the warm ischemic time is initiated. After a pre-set warm ischemic period, hearts are flushed with a normothermic cardioplegic solution, procured, and mounted onto a Langendorff ex vivo heart perfusion system. Following 10 min of initial reperfusion and stabilization, cardiac reconditioning is continuously evaluated for 60 min using intraventricular pressure monitoring. A heart injury is assessed by measuring cardiac troponin T and the infarct size is quantified by histological staining. The warm ischemic time can be modulated and tailored to develop the desired amount of structural and functional damage. This simple protocol allows for the evaluation of different cardioprotective conditioning strategies introduced at the moment of cardioplegia, initial reperfusion and/or during ex vivo perfusion. Findings obtained from this protocol can be reproduced in large models, facilitating clinical translation.

This protocol shows a simple and flexible approach for the evaluation of new conditioning agents or strategies to increase the feasibility of cardiac donation after circulatory death.

Modello preclinico di donazione cardiaca dopo la morte circolatoria

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Un modello di trapianto di polmone di ratto di ischemia calda / danno da riperfusione: ottimizzazioni per migliorare i risultati

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

A New Model of Heart Failure Post-Myocardial Infarction in the Rat

Ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery has been widely used to establish the rat model of heart failure (HF) post myocardial infarction (MI). However, the disadvantages of this model include high mortality rate after ligation and larger variations both in the infarct size and the degree of impaired cardiac function. In addition, a ventilator or exteriorization of the heart is indispensable for the previous models, which complicates the procedure during the ligation. In this study, we developed a reliable and reproducible model without the ventilator or exteriorization of the heart by ligating the LAD coronary artery. Four weeks after the procedure, we found that the serum concentrations of CK-MB, NT-proBNP, and Renin, which were used to assist diagnoses of MI and HF, were significantly higher in the MI group compared to the sham group. In contrast, the value of left ventricle ejection fraction (LVEF) in the MI group was obviously less than in the sham group. Furthermore, the infarct size and cardiac fibrosis area were individually confirmed and quantitatively analyzed by TTC staining and Masson's trichrome staining. Smaller variations were found in either infarct size or fibrosis area in the MI group, which helped to develop a reliable and reproducible model of HF post-MI. This new model of HF post-MI in the rat is vital for studying the potential mechanisms of MI and HF. This new method can be used to develop the new drug for treatment of MI and HF in rats by using pharmacological strategies.

<meta charset="utf8"></head><body>Un nuovo modello di insufficienza cardiaca post-infarto del miocardio nel ratto

We successfully developed a reliable and reproducible model of heart failure post-myocardial infarction in the rat without ventilation or exteriorization of the heart. This simplifies the procedure and benefits the further studies about the potential mechanisms behind the heart failure.

Un nuovo modello di insufficienza cardiaca post-infarto del miocardio nel ratto

Ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery has been widely used to establish the rat model of heart failure (HF) post myocardial ...

Large-Animal Model of Donation after Circulatory Death and Normothermic Regional Perfusion for Cardiac Assessment

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ donor pool. However, the DCD process is associated with the risk of cardiac tissue injury due to the inevitable period of warm ischemia. Normothermic regional perfusion (NRP) allows for an in situ organ assessment, allowing the procurement of hearts determined to be viable. Here, we describe a clinically relevant large-animal model of DCD followed by NRP. Circulatory death is established in anesthetized pigs by stopping mechanical ventilation. After a preset warm ischemia period, an extracorporeal membrane oxygenator (ECMO) is used for a NRP period lasting at least 30 min. During this reperfusion period, the model allows the collection of various myocardial biopsies and blood samples for initial cardiac evaluation. Once NRP is weaned, biochemical, hemodynamic, and echocardiographic assessments of cardiac function and metabolism can be performed before organ procurement. This protocol closely simulates the clinical scenario previously described for DCD and NRP in heart transplantation and has the potential to facilitate studies aimed at decreasing ischemia-reperfusion injury and enhance cardiac functional preservation and recovery.

The protocol describes a large-animal (porcine) model of donation after circulatory death, followed by thoracoabdominal normothermic regional perfusion that closely simulates the clinical scenario in heart transplantation, and has the potential to facilitate therapeutic studies and strategies.

Modello di donazione su animali di grandi dimensioni dopo morte circolatoria e perfusione regionale normothermica per la valutazione cardiaca

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ ...

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the number of heart failure patients waiting for transplantation is still increasing. The normothermic ex situ preservation technique has been established as a comparable method to the conventional static cold storage technique. The main advantage of this technique is that donor hearts can be preserved for up to 12 h in a physiologic condition. Moreover, this technique allows resuscitation of the donor hearts after circulatory death and applies required pharmacologic interventions to improve donor function after implantation. Numerous animal models have been established to improve normothermic ex situ preservation techniques and eliminate preservation-related complications. Although large animal models are easy to handle compared to small animal models, it is costly and challenging. We present a rat model of normothermic ex situ donor heart preservation followed by heterotopic abdominal transplantation. This model is relatively cheap and can be accomplished by a single experimenter.

Here, we present an assessment protocol of a heterotopically implanted heart after normothermic ex situ preservation in the rat model.

Modello di ratto del trapianto di cuore eterotopico perfuso ex-situ normothermic

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Rianimazione cardiopolmonare extracorporea in modello animale dopo arresto cardiaco

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autore in primo piano: Simulazione della cardiochirurgia pediatrica utilizzando un modello di suinetto neonatale

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Un modello di esclusione cardiopolmonare di recupero senza trasfusione o agenti inotropi in ratti

Riepilogo

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Un nuovo modello di insufficienza cardiaca post-infarto del miocardio nel ratto

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Modello di donazione su animali di grandi dimensioni dopo morte circolatoria e perfusione regionale normothermica per la valutazione cardiaca

Modello di ratto del trapianto di cuore eterotopico perfuso ex-situ normothermic

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato