Name: perfusable vascular network with a tissue model in a microfluidic device
Uploaded: 2018-04-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device at JoVE.com

Questo lavoro è stato supportato dalla cresta JST (concessione numero JPMJCR14W4), società per la promozione della scienza (JSPS) KAKENHI (codice di autorizzazione 25600060, 16K 16386), il centro di innovazione programma dal MEXT e JST, progetto incentrato su sviluppo di tecnologia chiave valutazione da Agenzia giapponese per la ricerca medica e sviluppo, AMED, Mizuho Fondazione per la promozione delle scienze. Microfabbricazione è stata sostenuta da Kyoto University Nano tecnologia Hub.

1. fabbricazione della muffa dispositivo microfluidico
<ol><li>Progettare il modello del dispositivo microfluidico utilizzando il software disponibile in commercio (Clewin5 o AutoCAD 2016, ecc.). Per la funzione della Clewin5, vedere il manuale dell'utente (http://manualzz.com/doc/7159150/clewin-user-s-manual). Nota: Il file di disegno è disponibile in 1 File supplementari.</li>
	<li>Trasferire il file di disegno in un generatore di pattern micro e caricare lo strumento con una maschera di cromo rivestita con il photoresist positivo.</li>
	<li>Esporre il photoresist positivo nell'area di modello utilizzando un generatore di micro fantasia.</li>
	<li>Sviluppare il photoresist positivo utilizzando lo sviluppatore (Tabella materiali) e sciacquare la maschera con acqua deionizzata (DI).</li>
	<li>Utilizzando il mordenzante di cromo (Tabella materiali), etch il cromo sulla superficie esposta, dove è stato rimosso il photoresist positivo. Sciacquare la maschera con dell'acqua distillata.</li>
	<li>Rimuovere il restante photoresist sulla maschera utilizzando acetone. Nota: La maschera di trasparenza può essere un'alternativa per la maschera di Cr.</li>
	<li>Preparare un wafer di silicio pulito (4 pollici, P(100)) e spin cappotto esametildisilazano (HMDS) a 3.000 giri/min per 30 s.</li>
	<li>Softbake HMDS per 5 min a 120 ° C e raffreddare la cialda per 5 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Spincoat il photoresist negativo (tabella materiali) a 500 giri/min per 10 s e 1.200 rpm per 30 s. Nota: La condizione di rivestimento di rotazione deve cedere gli strati di photoresist con uno spessore di circa 100 µm sui wafer dopo fotolitografia.</li>
	<li>Prebake il photoresist negativo per 45 min a 95 ° C e raffreddare la cialda per 60 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Controllare l'intensità della luce UV in ogni esperimento e calcolare il tempo di esposizione per una dose di energia di esposizione totale a 250 mW/cm2. Posizionare il photomask (passo 1.1-1.6) sul wafer ed esporli alla luce UV.</li>
	<li>Postbake il photoresist negativo per 1 min a 65 ° C e 5 min a 95 ° C. Consentire la cialda raffreddare per 1 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Sviluppare lo strato di photoresist negativo per 15 minuti nel primo bagno sviluppatore (Tabella materiali) e a 2 min nel secondo bagno. Sciacquare la cialda nel primo bagno di isopropanolo (IPA) per 10 s e nel secondo bagno IPA per 10 s.</li>
	<li>Hardbake il photoresist negativo per 30 min a 200 ° C e raffreddare la cialda per 5 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Misurare lo spessore dello strato di photoresist negativo utilizza un profiler di superficie.</li>
	<li>Posizionare la cialda in un essiccatore collegato ad una pompa a vuoto e aggiungere 200 µ l di silano (trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane). Accendere la pompa per 10 min, poi spegnerlo e mantenere la cialda nell'essiccatore per 4 h.</li>
</ol>2. fabbricazione passaggi e l'assemblaggio di strati PDMS
<ol><li>Eseguire il cast il polidimetilsilossano (PDMS) pre-polimero (PDMS base: agente indurente = 10:1 (w/w)) e degassare in una camera a vuoto per 2 h.</li>
	<li>Cura PDMS a 80° C in un forno di sfiato aria durante la notte.</li>
	<li>Staccare il PDMS da wafer di silicio.</li>
	<li>Perforare i fori 1A - 3B (Figura 1) e la cultura di sferoide bene. Utilizzare un punzone di diametro di 2 mm per fori 1A - 3B e un diametro di 1 mm di perforazione per la sferoide bene.</li>
	<li>Pulire la lastra PDMS e un vetro vetrino coprioggetti (24 × 24 mm) con nastro adesivo, ripetutamente attaccando e staccando il nastro. Trattare quindi la lastra PDMS con plasma ad aria per 40 s (40 mW, 50 sccm).</li>
	<li>Legare la lastra PDMS sul vetro vetrini coprioggetto di espellere eventuali bolle d'aria dalla superficie tra la lastra PDMS e il coprioggetto e la cura a 80 ° C per almeno 12 ore.</li>
</ol>3. sferoide preparazione
Nota: Nello studio, proteina fluorescente rossa esprimendo ombelicale umano vena cellule endoteliali (RFP-HUVECs) e che esprimono la proteina fluorescente verde HUVECs (GFP-HUVECs) vengono utilizzati nel sferoide e microcanali, rispettivamente, per distinguere l'origine di HUVECs dopo la costruzione di una rete vascolare perfusable. Se l'origine di HUVECs non è necessario, senza etichetta HUVECs sono sufficienti per l'esperimento.
<ol><li>Scongelare la RFP-HUVECs (3,0 × 105 cellule/flaconcino) e dei fibroblasti di polmone umano (hLF) (1,0 × 106 cellule/flaconcino) e aggiungerli in 10 mL di medium per le cellule endoteliali e fibroblasti, rispettivamente (Tabella materiali). Cultura li in un piatto di 100 mm a 37 ° C e 5% CO2 per 2-3 giorni per sub-confluente RFP-HUVECs e hLFs. Questa preparazione resa ~ 200 sferoidi.</li>
	<li>Staccare la RFP-HUVECs e hLFs dai piatti con 2 mL di tripsina-EDTA 0,05% e interrompere la reazione di tripsina con 4 mL di DMEM contenente 10% (v/v) siero bovino fetale (FBS) e 1% (v/v) penicillina/streptomicina.</li>
	<li>Dopo centrifugazione a 220 x g per 3 min, rimuovere il supernatante e risospendere il RFP-HUVECs e hLFs nel medio endoteliale e le concentrazioni di cella finale a 2,5 × 104 e 1,0 × 105 cellule/mL, rispettivamente.</li>
	<li>Delicatamente aggiungere 200 µ l della sospensione delle cellule (5.000 cellule per RFP-HUVECs) e 20.000 cellule per hLFs per pozzetto in una piastra a 96 pozzetti con superficie obbligatoria ultra-bassa.</li>
	<li>Incubare la piastra a 96 pozzetti a 37 ° C e 5% CO2 per un periodo di 2-4 giorni. Nota: Poiché il diametro della sferoide dipende il periodo di coltura e il numero iniziale delle cellule della piastra a 96 pozzetti, può essere controllato da questi due parametri.</li>
</ol>4. semina nel dispositivo microfluidico cellulare
Nota: La convenzione di denominazione per i fori, canali e la sferoide bene sono illustrati nella Figura 1. Definiamo il giorno quando è terminata la raccolta delle cellule nel dispositivo microfluidico giorno 0. Schema di sequenze temporali sperimentale è illustrato nella Figura 2.
<ol><li>Caricamento della sferoide − 1 giorno) Nota: Il passaggio seguente deve essere eseguito sul ghiaccio per evitare la gelificazione del collagene e della fibrina.<ol>
<li>Sciogliere il fibrinogeno in tampone fosfato salino (PBS) per una concentrazione finale di 2,80 mg/mL.</li>
		<li>Preparare collagene neutralizzato (3,0 mg/mL in PBS) secondo il protocollo del produttore.</li>
		<li>Combinare 107,2 µ l di soluzione di fibrinogeno (2,80 mg/mL), 8.0 µ l di collagene neutralizzato (3,0 mg/mL) e 3,6 µ l di aprotinina (5 U/mL) per reazione in un tubo. Questa soluzione è etichettata "master mix soluzione" (MS). Nota: Il volume è sufficiente per il caricamento di uno sferoide. Se non c'è più di uno sferoide, moltiplicare ogni volume per il numero di sferoidi.</li>
		<li>Sciogliere la trombina in PBS per una concentrazione finale di 50 U/mL. Nota: Le aliquote di trombina di 50 U/mL (20 µ l/tubo) sono conservate a − 30 ° C e vengono scongelate prima di ogni esperimento.</li>
		<li>Posizionare la piastra a 96 pozzetti contenenti sferoidi all'interno della cappa di biosicurezza.</li>
		<li>Preparare due piastre di Petri di 35 mm all'interno della cappa di biosicurezza, con un piatto sul ghiaccio (piatto 1) e l'altro piatto sul banco (piatto 2). Dispensare 99 µ l di MS al centro del piatto 1 (Figura 3a) per formare una goccia.</li>
		<li>Tagliare le punte delle 2 gialli (10-100 µ l) e 3 trasparente puntali per pipette (1-100 µ l) per la raccolta di sferoidi dalla piastra 96 pozzetti, miscelazione di trombina con MS, precisa raccolta di sferoidi, iniettando sferoidi nel dispositivo e iniettare il dispositivo multimediale , rispettivamente. Il formato del poro della punta dovrebbe essere leggermente più grande rispetto al diametro dei fori 1A - 3B dei canali 1 e 3, o in forma sferoide bene nel canale 2 per un'aderenza perfetta. Nota: D'ora in avanti, se non specificato diversamente, utilizzare i puntali per tagliare in questo passaggio. La fotografia del tagliati suggerimenti è disponibile nella Figura 4.</li>
		<li>Raccogliere uno sferoide con 100 µ l di terreno dalla piastra a 96 pozzetti e aggiungerlo al piatto 2 (Figura 3a).</li>
		<li>Ritirare la sferoide con un volume minimo di media da piatto 2. Tenendo la pipetta in posizione verticale, la sferoide dovrebbe spostare verso il basso della punta della pipetta per gravità. Espellere la sferoide toccando il puntale sul menisco della goccia MS in piatto 1 (Figura 3a). Nota: La procedura seguente 4.1.10 & 4.1.11 dovrebbe essere eseguita rapidamente.</li>
		<li>Aggiungere 1 µ l della trombina (50 U/mL) e mescolare delicatamente con la punta della pipetta giallo.</li>
		<li>Con la pipetta impostata a 7 µ l, pick up lo sferoide e lentamente posizionarlo nel pozzo della sferoide (Figura 3b).</li>
		<li>Incubare per 15 min a 37 ° C per la gelificazione di fibrina.</li>
		<li>Iniettare lentamente il mezzo endoteliale da canali 1A e 3A e riempimento di fori 1 e 3 con i media (20 ~ 30 µ l/canale).</li>
		<li>Collocare il dispositivo in un piatto di 100 mm con un Kimwipe umido per evitare l'evaporazione dei media dal dispositivo (Figura 3C).</li>
		<li>Posizionare il dispositivo a 37 ° C e 5% di CO2 per 24 h rimuovere le bolle all'interfaccia tra i media e la fibrina.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Giorno 0) HUVECs caricamento<ol>
<li>Scongelare la GFP-HUVECs (3.0 x 105 cellule/flacone) e aggiungerli a 10 mL di terreno endoteliale. Della loro coltura in un piatto di 100 mm a 37 ° C e 5% di CO2 per 2-3 giorni raggiungere confluency di sub. Un piatto di Sub-confluenti GFP-HUVECs è sufficiente per la preparazione di 8-10 dispositivi.</li>
		<li>Staccare la GFP-HUVECs dai piatti con 2 mL di tripsina-EDTA 0,05% e interrompere la reazione di tripsina con 4 mL di DMEM contenente 10% (v/v) siero bovino fetale (FBS) e 1% (v/v) penicillina/streptomicina.</li>
		<li>Dopo centrifugazione a 220 x g per 3 min, Risospendere la GFP-HUVECs nel medium endoteliale a 5,0 x 106 cellule/mL.</li>
		<li>Iniettare la sospensione cellulare HUVECs nel canale 1 attraverso il foro 1B (20 µ l/canale).</li>
		<li>Inclinare il dispositivo microfluidico 90°, posizionarlo sul lato e incubare a 37 ° C per 30 min garantire che il HUVECs aderiscono alla fibrina nel canale 2.<ol>
<li>Confermare l'attacco di HUVECs sulla fibrina. Quando il numero di HUVECs associata all'interfaccia fra il gel e il mezzo non è sufficiente, il sistema vascolare può essere disconnesso alla radice vascolare dopo pochi giorni della cultura dispositivo (Figura 5). Nel protocollo, il tasso di successo della perfusione è > 50%.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Ripetere i passaggi 4.2.4 e 4.2.5 per il canale 3.</li>
		<li>Cellule di cultura in un piatto di 100 mm con un Kimwipe umido a 37 ° C e 5% di CO2 per 7-14 giorni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Giorno 1 ~) scambio di supporti<ol>
<li>Cambio di metà dei mezzi di comunicazione nei canali 1 e 3 ogni giorno.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. nuclei colorazione
<ol><li>Preparare 4% paraformaldeide (PFA) in PBS.</li>
	<li>Rimuovere il supporto dai canali 1 e 3 e aggiungere 20 µ l del 4% PFA per canale. Per sostituire la soluzione in 4% PFA, ripetere la soluzione di rimozione dal dispositivo e l'aggiunta di 4% PFA tre volte.</li>
	<li>Incubare il dispositivo a 4 ° C durante la notte.</li>
	<li>Rimuovere i 4% PFA dal dispositivo e lavare i canali tre volte con PBS.</li>
	<li>Aggiungere 20 µ l di 10 µ g/mL il colorante fluorescente (Tabella materiali) per canale a macchiare i nuclei cellulari. Per scambiare la soluzione nel dispositivo, ripetere la soluzione la rimozione dal dispositivo e l'aggiunta di 10 µ g/mL il colorante fluorescente tre volte.</li>
	<li>Conservare il dispositivo a 4 ° C per 24 h.</li>
</ol>6. liquido perfusione di uno sferoide
<ol><li>Preparare la sferoide dopo la coltura per più di 7 giorni nel dispositivo a 37 ° C e 5% CO2 per il completamento di un continuo percorso vascolare.</li>
	<li>Rimuovere il mezzo da fori 1A, 1B, 3A e 3B.</li>
	<li>Introdurre 10 µ l di soluzione di 10 µM di isotiocianato di fluorescina (FITC)-destrano in PBS in fori 1A e 1B.</li>
	<li>Monitorare il flusso di microsfere o FITC colorante sotto un microscopio invertito.</li>
</ol>7. quantificazione della lunghezza del germoglio
Nota: ImageJ ver. 1,49 software viene utilizzato per tutte le analisi dell'immagine in questo studio.
<ol><li>Si sovrappongono le immagini di GFP-HUVECs giorni 0, 1, 3, 5 e 7.</li>
	<li>Sottrarre la posizione della punta del sistema vascolare del giorno 0 dalla stessa posizione alle immagini scattate nei giorni 1, 3, 5 e 7.</li>
	<li>Determinare la crescita della punta vascolare dalla posizione di radice (Figura 6). La distanza tra la punta vascolare e la radice è stata definita come la lunghezza del germoglio in questo studio (Figura 7b).</li>
</ol>8. quantificazione degli angoli vascolari
Nota: Angolo vascolare è stato definito come l'angolo consisteva di angolo vascolare, radice e il centro della sferoide (Figura 7C).
<ol><li>Binarize le immagini fluorescenti della sferoide coculture contenente RFP-HUVECs e misurare la posizione di "baricentro" dalla funzione di analisi in ImageJ. In questo studio, la posizione misurata "baricentro" è definita come il centro della sferoide (Figura 6).</li>
	<li>Determinare la posizione delle punte vascolare e radici nel stesso modo nel passaggio 7.</li>
	<li>Misurare gli angoli vascolari utilizzando la funzione di analisi software ImageJ.</li>
</ol>

<ol>
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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+functional,+perfusable+3D+microvascular+networks+on+a+chip.">Engineering of functional, perfusable 3D microvascular networks on a chip.</a> Lab on a Chip. 13 (8), 1489-1500 (2013).</li><li>Moya, M. L., Hsu, Y. H., Lee, A. P., Hughes, C. C. W., George, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Perfused+Human+Capillary+Networks.">In Vitro Perfused Human Capillary Networks.</a> Tissue Engineering Part C-Methods. 19 (9), 730-737 (2013).</li><li>Nashimoto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrating+perfusable+vascular+networks+with+a+three-dimensional+tissue+in+a+microfluidic+device.">Integrating perfusable vascular networks with a three-dimensional tissue in a microfluidic device.</a> Integrative Biology. 9 (6), 506-518 (2017).</li><li>Huang, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+microscale+cellular+niches+for+three-dimensional+multicellular+co-cultures.">Engineering microscale cellular niches for three-dimensional multicellular co-cultures.</a> Lab on a Chip. 9 (12), 1740-1748 (2009).</li><li>Newman, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Stromal+Cell+Secretomes+Reveals+a+Critical+Role+for+Stromal+Cell-Derived+Hepatocyte+Growth+Factor+and+Fibronectin+in+Angiogenesis.">Analysis of Stromal Cell Secretomes Reveals a Critical Role for Stromal Cell-Derived Hepatocyte Growth Factor and Fibronectin in Angiogenesis.</a> Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 33 (3), 513 (2013).</li><li>Newman, A. C., Nakatsu, M. N., Chou, W., Gershon, P. D., Hughes, C. C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+requirement+for+fibroblasts+in+angiogenesis:+fibroblast-derived+matrix+proteins+are+essential+for+endothelial+cell+lumen+formation.">The requirement for fibroblasts in angiogenesis: fibroblast-derived matrix proteins are essential for endothelial cell lumen formation.</a> Molecular Biology of the Cell. 22 (20), 3791-3800 (2011).</li><li>Griffith, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion+limits+of+an+in+vitro+thick+prevascularized+tissue.">Diffusion limits of an in vitro thick prevascularized tissue.</a> Tissue Engineering. 11 (1-2), 257-266 (2005).</li><li>Zheng, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenesis+in+Liquid+Tumors:+An+In+Vitro+Assay+for+Leukemic-Cell-Induced+Bone+Marrow+Angiogenesis.">Angiogenesis in Liquid Tumors: An In Vitro Assay for Leukemic-Cell-Induced Bone Marrow Angiogenesis.</a> Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1014-1024 (2016).</li><li>Osaki, T., Sivathanu, V., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crosstalk+between+developing+vasculature+and+optogenetically+engineered+skeletal+muscle+improves+muscle+contraction+and+angiogenesis.">Crosstalk between developing vasculature and optogenetically engineered skeletal muscle improves muscle contraction and angiogenesis.</a> Biomaterials. 156, 65-76 (2018).</li></ol>

L'autore dichiara che non hanno nessun concorrenti interessi finanziari.

I rapporti precedenti mostrano che hLFs secernono un cocktail di più fattori angiogenici, quali angiopoietina-1, angiogenina, fattore di crescita dell'epatocita, trasformando la crescita fattore-α, il fattore di necrosi tumorale e alcune proteine di matrice extracellulare29, 30. Questo test si basa sulla secrezione angiogenica da hLFs in uno sferoide coculture, che è la limitazione della tecnica. Pertanto, è fondamentale per una formazione vascolare stabile ...

Passaggio da una cultura (bidimensionale) monostrato a una cultura tridimensionale è motivato dalla necessità di lavorare con modelli di cultura che imitano le funzioni cellulari di vivere tessuti1,2,3. Piatti e rigidi substrati plastici comunemente usati nella coltura delle cellule non assomigliano a maggior parte degli ambienti extracellulare nel corpo umano. Infatti, molti studi dimostrano che cultura tridimensionale ricrea tessuto-specifica architettura, meccanici e biochimici spunti e comunicazione cellula-cellula, che non sono state osservate in coltura convenzionale bidimensionale4, 5,6,7,8.
Un aggregato pluricellulare o sferoide, è una delle tecniche più promettenti per rendersi conto di questa cultura tridimensionale9,10. Le cellule secernono la matrice extracellulare (ECM) e possono interagire con altri utenti la sferoide. Anche se alcuni altri bioingegneria si avvicina13,12,11,14, come cellula di impilamento, replicare con successo la complessità spaziale del corpo umano, questi approcci hanno solo due o tre tipi di cellule per la facilità di analisi e concentrato sulla sola funzione di organi bersaglio. Al contrario, le cellule in sferoidi sono esposte agli ambienti di cultura diversa a seconda delle loro posizioni in sferoide dovuto il rifornimento eterogeneo di nutrienti, ossigeno e paracrini e autocrini segnalando le molecole nella sferoide. Questa caratteristica di sferoidi imita parzialmente in vivo condizione cultura e attiva le cellule in sferoidi a creare tessuti molto più complesso, organizzato struttura in vitro rispetto a quelle coltivate in sovrapposizione tessuto9, 15 , 16. si noti che se uno sferoide è costituito da un solo tipo di cellule, la funzione delle cellule nella sferoide non è uniforme a causa dell'ambiente eterogeneo nella sferoide. Negli ultimi anni, culture sferoide ammessi cellule staminali embrionali (ESC), ha indotte le cellule staminali pluripotenti (iPSCs) o cellule staminali tessuto-residente di imitare in vivo dello sviluppo sequenze e ricreare mini-organi come il cervello17, del fegato del rene e1819,20.
Nonostante i significativi progressi nelle tecniche di cultura sferoide, coltura sferoidi grande per lungo tempo è ancora problematica. In un tessuto tridimensionale, le cellule hanno bisogno di trovarsi all'interno di 150-200 µm di un vaso sanguigno a causa della quantità limitata di ossigeno e sostanze nutritive21. Reti vascolari all'interno della sferoide sono necessari per lo scambio di sostanze tra sangue e tessuti in vivodi ricapitolare. Per raggiungere questo obiettivo, altri gruppi hanno co-colture di cellule endoteliali con destinazione cellule22,23,24 o indotto la differenziazione delle cellule pluripotenti in CD31-positivo cellule20. Tuttavia, le strutture di vaso-come riferite non hanno le estremità aperte del lumina di fornire ossigeno e sostanze nutritive per il centro della sferoide. Per simulare il ruolo vascolare per nutrire le cellule nella cultura tridimensionale, a tempo indeterminato e perfusable rete vascolare deve essere sviluppato nella sferoide.
Durante gli ultimi anni, alcuni gruppi di ricerca nel campo Microtecnica riportati metodi per costruire una rete vascolare perfusable, formata spontaneamente in un dispositivo microfluidico utilizzando fattori angiogenici dalle cellule del fibroblasto cocultured25 ,26. Queste reti vascolari hanno una morfologia simile alle loro controparti in vivo e possono essere ristrutturate da fattori ambientali, che li rende adatti per mimare le funzioni vascolari in una cultura di sferoide. Lo scopo del presente protocollo è quello di costruire una rete vascolare perfusable in uno sferoide utilizzando una piattaforma di microfluidica27. Il dispositivo microfluidico è modificato dal dispositivo precedentemente segnalati25 in modo che può essere incorporato uno sferoide. Indirizzando la secrezione angiogenici dalle cellule del fibroblasto in uno sferoide alle cellule endoteliali a microcanali, angiogenico germogli da microcanali anastomizzato con la sferoide e formato una rete vascolare perfusable. Questo metodo permette una consegna diretta di una vasta gamma di sostanze, quali molecole fluorescenti e perline di micrometro-scala all'interno di uno sferoide, che fornisce il quadro per una coltura a lungo termine del tessuto con reti vascolari.

<table><tbody><tr><td>AutoCAD 2017</td><td>Autodesk</td><td>AutoCAD 2017</td><td></td></tr><tr><td>A chromium mask coated with AZP 1350.</td><td>CLEAN SURFACE TECHNOLOGY</td><td>CBL2506Bu-AZP</td><td></td></tr><tr><td>Micro pattern generator</td><td>Heidelberg</td><td>uPG101</td><td></td></tr><tr><td>MF CD-26 developer</td><td>Rohm and haas electronic materials</td><td>-</td><td>Developer in protocol 1.4</td></tr><tr><td>S-Clean</td><td>Sasaki Chemical</td><td>S-24</td><td>Chromium etchant in protocol 1.5</td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Wako</td><td>012-00343</td><td></td></tr><tr><td>Silicon Wafer</td><td>Canosis</td><td>SiJ-4</td><td></td></tr><tr><td>Spin Coater</td><td>MIKASA</td><td>1H-D7</td><td></td></tr><tr><td>Hexamethyldisilazane (HMDS)</td><td>Tokyo Ohka Kogyo</td><td>H0089</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 3050</td><td>MicroChem</td><td>-</td><td>Negative photoresist in protocol 1.9</td></tr><tr><td>UV Exposure</td><td>Nanometric Technology Inc</td><td>LA310s</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 Developer</td><td>MicroChem</td><td>Y020100</td><td>Developer for the negative photoresist in protocol 1.13</td></tr><tr><td>2-propanol</td><td>Wako</td><td>163-04841</td><td></td></tr><tr><td>Surface profiler</td><td>Veeco</td><td>Veeco Dektak XT-S</td><td></td></tr><tr><td>(Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silane</td><td>Sigma</td><td>448931</td><td></td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxane (PDMS)</td><td>Dow Corning Toray</td><td>184W/C</td><td></td></tr><tr><td>Biopsy Punch (1.0mm)&amp;nbsp;</td><td>Kai Industries</td><td>BP-10F</td><td></td></tr><tr><td>Biopsy Punch (2.0mm)&amp;nbsp;</td><td>Kai Industries</td><td>BP-20F</td><td></td></tr><tr><td>Plasma System</td><td>Femto Science</td><td>COVANCE</td><td></td></tr><tr><td>Cover glass</td><td>MATSUNAMI GLASS</td><td>C024241</td><td></td></tr><tr><td>Culture Dishes</td><td>Iwaki</td><td>1000-035</td><td></td></tr><tr><td>RFP Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cell</td><td>Angio Proteomie</td><td>cAP-0001RFP</td><td></td></tr><tr><td>Normal Human Lung Fibroblasts</td><td>Lonza</td><td>CC-2512</td><td></td></tr><tr><td>Endothelial Cell Growth Medium</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td></td></tr><tr><td>Fibroblast Growth Media Kits</td><td>Lonza</td><td>CC-3132</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin Solution</td><td>Wako</td><td>168-23191</td><td></td></tr><tr><td>0.05w/v% Trypsin-0.53mmol/l EDTA&amp;bull; 4Na Solution with Phenol Red</td><td>Wako</td><td>204-16935</td><td></td></tr><tr><td>PBS (Phosphate Buffered Salts)</td><td>Takara bio</td><td>T900</td><td></td></tr><tr><td>96-well plate</td><td>Sumitomo bakelite</td><td>631-21031</td><td></td></tr><tr><td>1000ul Chip</td><td>NIPPON Genetics</td><td>FG-402</td><td></td></tr><tr><td>200ul&amp;nbsp; Chip</td><td>NIPPON Genetics</td><td>FG-301</td><td></td></tr><tr><td>10ul Chip</td><td>NIPPON Genetics</td><td>37650</td><td></td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; incubator</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Model 370</td><td></td></tr><tr><td>GFP Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cell</td><td>Angio Proteomie</td><td>cAP-0001GFP</td><td></td></tr><tr><td>Fibrinogen from bovine plasma</td><td>Sigma</td><td>F8630</td><td></td></tr><tr><td>Aprotinin from bovine lung</td><td>Sigma</td><td>A6279</td><td></td></tr><tr><td>Collagen I</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>Thrombin from bovine plasma</td><td>Sigma</td><td>T4648</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Invitrogen</td><td>H21492</td><td>Fluorescent dye to stain nuclei in protocol 5.5</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde Solution</td><td>Wako</td><td>163-25983</td><td></td></tr><tr><td>Inverted Fluorescence Microscope</td><td>OLYMPUS</td><td>IX71</td><td></td></tr><tr><td>Degital CCD Camera</td><td>OLYMPUS</td><td>ORCA-R2</td><td></td></tr><tr><td>Confocal Laser Scanning Biological Microscope</td><td>OLYMPUS</td><td>FV1000</td><td></td></tr><tr><td>Inverted Fluorescence Microscope</td><td>OLYMPUS</td><td>IX-83</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescein isothiocyanate-dextran</td><td>Sigma</td><td>FD70S</td><td></td></tr></tbody></table>

perfusable vascular network with a tissue model in a microfluidic device

Uno sferoide (un aggregato pluricellulare) è considerato come un buon modello di tessuti viventi nel corpo umano. Nonostante il progresso significativo nelle culture sferoide, una rete vascolare perfusable in sferoidi rimane una sfida critica per coltura a lungo termine necessario per mantenere e sviluppare le loro funzioni, come espressioni della proteina e la morfogenesi. Il protocollo presenta un nuovo metodo per integrare una rete vascolare perfusable all'interno della sferoide in un dispositivo microfluidico. Per indurre una rete vascolare perfusable nella sferoide, germogli angiogenici collegati a microcanali sono stati guidati per la sferoide utilizzando fattori angiogenici da fibroblasti polmonari umane coltivate nella sferoide. I germogli angiogenici raggiunto sferoide, che si fuse con le cellule endoteliali co-coltivate in sferoide e formano una rete vascolare continua. La rete vascolare potrebbe irrorare l'interno della sferoide senza alcuna perdita. La rete vascolare costruita può essere utilizzata ulteriormente come un itinerario per rifornimento delle sostanze nutrienti e la rimozione dei prodotti di scarto, che imita il sangue circolazione in vivo. Il metodo fornisce una nuova piattaforma nella cultura di sferoide verso migliore ricapitolazione dei tessuti viventi.

La figura 1 Mostra un design e foto del dispositivo microfluidico. Ha tre canali paralleli, in quale canale 2 contiene la sferoide bene. Canali 1 e 3 sono utilizzati per la coltura HUVEC e canale 2 è per la sferoide. Ogni canale è separato da microposts trapezoidale progettato per modello PDMS. La microposts evitare infiltrazioni nei canali 1 e 3 dalla tensione superficiale di idrogel nel canale 2 e consentire lo scambio di sostanze tra la sferoide e HUVECs...

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Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

Perfusable rete vascolare con un modello di tessuto in un dispositivo microfluidico

Il protocollo descrive come progettare una rete vascolare perfusable in uno sferoide. Microambiente circostante di sferoide è inventato per indurre l'angiogenesi e collegare la sferoide a microcanali in un dispositivo microfluidico. Il metodo consente la perfusione della sferoide, che è una tecnica tanto atteso nelle culture tridimensionale.

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

perfusable-vascular-network-with-tissue-model-microfluidic

Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.9K Views.  Kyoto University. Il protocollo descrive come progettare una rete vascolare perfusable in uno sferoide. Microambiente circostante di sferoide è inventato per indurre l'angiogenesi e collegare la sferoide a microcanali in un dispositivo microfluidico. Il metodo consente la perfusione della sferoide, che è una tecnica tanto atteso nelle culture tridimensionale.

Video: Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

Endothelialized Microfluidics for Studying Microvascular Interactions in Hematologic Diseases

Advances in microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and reproducible microfluidic systems for conducting biological and biochemical experiments at the micro- and nanoscales 1,2. In addition, microfluidics have also been specifically used to quantitatively analyze hematologic and microvascular processes, because of their ability to easily control the dynamic fluidic environment and biological conditions3-6. As such, researchers have more recently used microfluidic systems to study blood cell deformability, blood cell aggregation, microvascular blood flow, and blood cell-endothelial cell interactions6-13.However, these microfluidic systems either did not include cultured endothelial cells or were larger than the sizescale relevant to microvascular pathologic processes. A microfluidic platform with cultured endothelial cells that accurately recapitulates the cellular, physical, and hemodynamic environment of the microcirculation is needed to further our understanding of the underlying biophysical pathophysiology of hematologic diseases that involve the microvasculature.
Here, we report a method to create an "endothelialized" in vitro model of the microvasculature, using a simple, single mask microfabrication process in conjunction with standard endothelial cell culture techniques, to study pathologic biophysical microvascular interactions that occur in hematologic disease. This "microvasculature-on-a-chip" provides the researcher with a robust assay that tightly controls biological as well as biophysical conditions and is operated using a standard syringe pump and brightfield/fluorescence microscopy. Parameters such as microcirculatory hemodynamic conditions, endothelial cell type, blood cell type(s) and concentration(s), drug/inhibitory concentration etc., can all be easily controlled. As such, our microsystem provides a method to quantitatively investigate disease processes in which microvascular flow is impaired due to alterations in cell adhesion, aggregation, and deformability, a capability unavailable with existing assays.

A method to culture an endothelial cell monolayer throughout the entire inner 3D surface of a microfluidic device with microvascular-sized channels (&lt;30 &mu;m) is described. This in vitro microvasculature model enables the study of biophysical interactions between blood cells, endothelial cells, and soluble factors in hematologic diseases.

Microfluidica Endothelialized per lo studio delle interazioni microvascolari nelle patologie ematologiche

Advances in  microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and  reproducible microfluidic systems for conducting biological and ...

Ricerca

Bioingegneria

Microfluidic Genipin Deposition Technique for Extended Culture of Micropatterned Vascular Muscular Thin Films

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular behaviors on disease-relevant time scales. Previously, microcontact printing has been used to fabricate two-dimensional functional arterial mimics through patterning of extracellular matrix protein as guidance cues for tissue organization. Vascular muscular thin films utilized these mimics to assess functional contractility. However, the microcontact printing fabrication technique used typically incorporates hydrophobic PDMS substrates. As the tissue turns over the underlying extracellular matrix, new proteins must undergo a conformational change or denaturing in order to expose hydrophobic amino acid residues to the hydrophobic PDMS surfaces for attachment, resulting in altered matrix protein bioactivity, delamination, and death of the tissues.
Here, we present a microfluidic deposition technique for patterning of the crosslinker compound genipin. Genipin serves as an intermediary between patterned tissues and PDMS substrates, allowing cells to deposit newly-synthesized extracellular matrix protein onto a more hydrophilic surface and remain attached to the PDMS substrates. We also show that extracellular matrix proteins can be patterned directly onto deposited genipin, allowing dictation of engineered tissue structure. Tissues fabricated with this technique show high fidelity in both structural alignment and contractile function of vascular smooth muscle tissue in a vascular muscular thin film model. This technique can be extended using other cell types and provides the framework for future study of chronic tissue- and organ-level functionality.

We present a method for microfluidic deposition of patterned genipin and fibronectin on PDMS substrates, allowing extended viability of vascular smooth muscle cell-dense tissues. This tissue fabrication method is combined with previous vascular muscular thin film technology to measure vascular contractility over disease-relevant time courses.

Microfluidic genipina Deposizione Tecnica per la cultura estesa di micropatterned vascolari muscolari Thin Films

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular ...

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

Micropatterning e montaggio dei microvasi 3D

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

Preparazione di un modello di microtumore umano vascolarizzato basato sulla microfluidica

Establishing a Physiologic Human Vascularized Micro-Tumor Model for Cancer Research

A lack of validated cancer models that recapitulate the tumor microenvironment of solid cancers in vitro remains a significant bottleneck for preclinical cancer research and therapeutic development.&#160;To overcome this problem, we have developed the vascularized microtumor (VMT), or tumor chip, a microphysiological system that realistically models the complex human tumor microenvironment. The VMT forms de novo within a microfluidic platform by co-culture of multiple human cell types under dynamic, physiological flow conditions. This tissue-engineered micro-tumor construct incorporates a living perfused vascular network that supports the growing tumor mass just as newly formed vessels do in vivo. Importantly, drugs and immune cells must cross the endothelial layer to reach the tumor, modeling in vivo physiological barriers to therapeutic delivery and efficacy. Since the VMT platform is optically transparent, high-resolution imaging of dynamic processes such as immune cell extravasation and metastasis can be achieved with direct visualization of fluorescently labeled cells within the tissue. Further, the VMT retains in vivo tumor heterogeneity, gene expression signatures, and drug responses. Virtually any tumor type can be adapted to the platform, and primary cells from fresh surgical tissues grow and respond to drug treatment in the VMT, paving the way toward truly personalized medicine. Here, the methods for establishing the VMT and utilizing it for oncology research are outlined. This innovative approach opens new possibilities for studying tumors and drug responses, providing researchers with a powerful tool to advance cancer research.

Autore in primo piano: Creazione di microtumori vascolarizzati umani come modelli per la ricerca traslazionale sul cancro 

This protocol presents a physiologically relevant tumor-on-a-chip model to perform high-throughput basic and translational human cancer research, advancing drug screening, disease modeling, and personalized medicine approaches with a description of loading, maintenance, and evaluation procedures.

Creazione di un modello fisiologico di microtumore vascolarizzato umano per la ricerca sul cancro

A lack of validated cancer models that recapitulate the tumor microenvironment of solid cancers in vitro remains a significant bottleneck for preclinical ...

Ricerca sul cancro

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Immagine-guidate, Fabrication laser a base di reti microfluidici vascolare-derivati

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic bioprinting to generate a scaffold with multilayer interlacing hydrogel microfibers. To achieve smooth bioprinting, a core-sheath microfluidic printhead containing a composite bioink formulation extruded from the core flow and the crosslinking solution carried by the sheath flow, was designed and fitted onto the bioprinter. By blending gelatin methacryloyl (GelMA) with alginate, a polysaccharide that undergoes instantaneous ionic crosslinking in the presence of select divalent ions, followed by a secondary photocrosslinking of the GelMA component to achieve permanent stabilization, a microfibrous scaffold could be obtained using this bioprinting strategy. Importantly, the endothelial cells encapsulated inside the bioprinted microfibers can form the lumen-like structures resembling the vasculature over the course of culture for 16 days. The endothelialized microfibrous scaffold may be further used as a vascular bed to construct a vascularized tissue through subsequent seeding of the secondary cell type into the interstitial space of the microfibers. Microfluidic bioprinting provides a generalized strategy in convenient engineering of vascularized tissues at high fidelity.

We provide a generalized protocol based on a microfluidic bioprinting strategy for engineering a microfibrous vascular bed, where a secondary cell type could be further seeded into the interstitial space of this microfibrous structure to generate vascularized tissues and organoids.

Vascularized microfluidic multimateriali per l'ingegneria dei tessuti e Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic ...

Microfluidic Model to Mimic Initial Event of Neovascularization

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the initial stage varies dramatically from the following process of neovascularization. Although there are plenty of models to simulate different stages of neovascularization, an in vitro 3D model that capitulates the initial process of neovascularization under the corresponding stimulations of normal vasculature microenvironments is still lacking. Here, we reconstructed an in vitro 3D model that mimics the initial event of neovascularization (MIEN). The MIEN model contains a microfluidic sprouting chip and an automatic control, highly efficient circulation system. A functional, perfusable microchannel coated with endothelium was formed and the process of sprouting was simulated in the microfluidic sprouting chip. The initially physiological microenvironment of neovascularization was recapitulated with the microfluidic control system, by which ECs would be exposed to high luminal shear stress, physiological transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distributions simultaneously. The MIEN model can be readily applied to the study of neovascularization mechanism and holds a potential promise as a low-cost platform for drug screening and toxicology applications.

Here, we provide a microfluidic chip and an automatically controlled, highly efficient circulation microfluidic system that recapitulates the initial microenvironment of neovascularization, allowing endothelial cells (ECs) to be stimulated by high luminal shear stress, physiological level of transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distribution simultaneously.

Modello microfluidico per imitare l&apos;evento iniziale di neovascolarizzazione

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the ...

Developing 3D Organized Human Cardiac Tissue within a Microfluidic Platform

The leading cause of death worldwide persists as cardiovascular disease (CVD). However, modeling the physiological and biological complexity of the heart muscle, the myocardium, is notoriously difficult to accomplish in vitro. Mainly, obstacles lie in the need for human cardiomyocytes (CMs) that are either adult or exhibit adult-like phenotypes and can successfully replicate the myocardium&#39;s cellular complexity and intricate 3D architecture. Unfortunately, due to ethical concerns and lack of available primary patient-derived human cardiac tissue, combined with the minimal proliferation of CMs, the sourcing of viable human CMs has been a limiting step for cardiac tissue engineering. To this end, most research has transitioned toward cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) as the primary source of human CMs, resulting in the wide incorporation of hiPSC-CMs within in vitro assays for cardiac tissue modeling.
Here in this work, we demonstrate a protocol for developing a 3D mature stem cell-derived human cardiac tissue within a microfluidic device. We specifically explain and visually demonstrate the production of a 3D in vitro anisotropic cardiac tissue-on-a-chip model from hiPSC-derived CMs. We primarily describe a purification protocol to select for CMs, the co-culture of cells with a defined ratio via mixing CMs with human CFs (hCFs), and suspension of this co-culture within the collagen-based hydrogel. We further demonstrate the injection of the cell-laden hydrogel within our well-defined microfluidic device, embedded with staggered elliptical microposts that serve as surface topography to induce a high degree of alignment of the surrounding cells and the hydrogel matrix, mimicking the architecture of the native myocardium. We envision that the proposed 3D anisotropic cardiac tissue-on-chip model is suitable for fundamental biology studies, disease modeling, and, through its use as a screening tool, pharmaceutical testing.

The goal of this protocol is to explain and demonstrate the development of a three-dimensional (3D) microfluidic model of highly aligned human cardiac tissue, composed of stem cell-derived cardiomyocytes co-cultured with cardiac fibroblasts (CFs) within a biomimetic, collagen-based hydrogel, for applications in cardiac tissue engineering, drug screening, and disease modeling.

Sviluppo di tessuto cardiaco umano organizzato in 3D all'interno di una piattaforma microfluidico

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Riepilogo

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