La ricerca nel nostro laboratorio è attualmente finanziata dal Australian Research Council (ARC, DP170100008 e DP180100144), la US Air Force Office of Scientific Research (AFOSR, FA9550-15-1-0188) e Stiftelsen Olle Engkvist Byggmästare (2016/348). Ringraziamo membri del laboratorio che hanno contribuito allo sviluppo di hoverfly scorte, Cederholms Lantbruk e C M & T L verde & figlio per accedere a sterco di vacca e sirfidi nelle loro fattorie, del passato e l'Adelaide e Orto Botanico di Uppsala per raccolta permessi e supporto continuo.

1. stabilire in cattività E. tenax Colonia
<ol><li>Stabilire Colonia tramite la raccolta delle larve mature (punto 1.2) o in alternativa tramite la raccolta di libero-volo sirfidi (punto 1.3).</li>
	<li>
Raccolta delle larve Mature
	<ol>
<li>Raccogliere in secondo luogo e terzo instar larve dai pozzi di letame alle fattorie di bestiame. Nota: Le larve Mature sono più facili da trovare durante l'inizio della loro fase migratoria, come essi sono attivamente alla ricerca di un ambiente buio e asciutto per pupate. Questo tende ad essere vicino ai confini del letame pozzi dove letame umido è vicino a zone più aride che contengono grandi quantità di paglia. Abbiamo raccolto sotto l'autorizzazione da un allevamento di bestiame vicino a Uppsala, Svezia.</li>
		<li>Posteriore, le larve mature nel letame di vacca come descritto nel passo 3.2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Raccolta di sirfidi selvatici
	<ol>
<li>Raccogliere i sirfidi selvaggio della rete nel campo, solitamente dai giardini botanici e parchi dove c'è un'abbondanza di piante fiorite. Nota: Abbiamo raccolto sotto autorizzazione da diverse posizioni compreso qualunque dei tre Adelaide Botanic Gardens, un caseificio in Myponga, South Australia e a vari giardini botanici e parchi in tutto di Uppsala, Svezia.</li>
		<li>Campo casa raccolti sirfidi come descritto nel passaggio 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. manutenzione alloggiamento e a lungo termine dei sirfidi
<ol><li>Casa sirfidi in sacchetti di plastica 30 x 45 cm per gruppi di 20 o meno, o in un insetto allevamento gabbia (25 x 25 cm x 25 cm) per gruppi più grandi.</li>
	<li>Fornire cibo e acqua ad libitum, sotto forma di 10-20 grani di ape polline e 2-3 mL di miele messo in cima diverse palle di cotone umido. Nota: Per l'alloggiamento in sacchetti di plastica, è importante che le palline di cotone sono umido ma non eccessivamente saturo, come qualsiasi accumulo di acqua all'interno del sacchetto può essere dannosa per i tassi di sopravvivenza. Al contrario, per l'alloggiamento in gabbie di allevamento dell'insetto, i lati di maglia consentono significativi evaporazione si verifichi. Batuffoli di cotone quindi dovrebbero essere posizionati in un contenitore poco profondo ed essere completamente saturati.<ol>
<li>Lasciare sirfidi per sfamare per 6 ore a temperatura ambiente.</li>
		<li>Posizionare i sirfidi con cibo e acqua nel loro alloggiamento, in frigorifero a 8-10 ° C e tenere nella più completa oscurità. Nota: Archiviazione sirfidi a 8-10 ° C al buio causa i sirfidi entrare in uno stato di ibernazione, con una riduzione di attività e il tasso metabolico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ogni 3-4 giorni rimuovere sirfidi dal frigo, interrompendo l'ibernazione artificiale e quindi consentendo sia alimentazione e toelettatura a verificarsi.<ol>
<li>Trasferire sirfidi a un nuovo sacchetto di plastica o gabbia pulita dell'insetto con cibo fresco e acqua. Questo trasferimento può essere fatto sia manualmente, per un piccolo numero di mosche, o utilizzando fototassi, per numeri più grandi.</li>
		<li>Per utilizzare fototassi, unire una gabbia pulita dell'insetto a quello vecchio, garantire che c'è un'apertura per i sirfidi di muoversi liberamente tra i due senza escape. Coprire la vecchia gabbia insetto con un tessuto opaco. I sirfidi si muovono verso la luce e nella gabbia pulita dell'insetto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Consentire sirfidi nutrire e sposo a temperatura ambiente per 6 h.</li>
	<li>Restituire i sirfidi, con il cibo e l'acqua nel loro alloggiamento, in frigorifero a 8-10 ° C in completa oscurità. Questo ricomincia l'ibernazione artificiale dei sirfidi.</li>
	<li>Continuare la rottura ciclica del letargo, ogni 3-4 giorni, per garantire la salute e la longevità dei sirfidi per tutta la durata della loro prigionia.</li>
</ol>3. laboratorio allevamento di tenax E.
<ol><li>Le larve mature posteriore raccolti da allevamenti di bestiame (punto 3.2) o in alternativa posteriore uova deposte dalle femmine pescate selvagge gravide (punto 3.3).</li>
	<li>
Laboratorio di allevamento di larve Mature da allevamenti di bestiame
	<ol>
<li>Posto larve raccolte in letame di vacca da allevamenti di bestiame in 30 L secchi.</li>
		<li>Posizionare il secchio, contenente larve mature, all'interno di una scatola più grande o in borsa (volume minimo di 50-60 L) e posizionare dei trucioli di legno di 20-30 L fino all'altezza del bordo del secchio. Nota: In questo modo 3rd instar larve a strisciare in trucioli di legno e pupate.</li>
		<li>Appendere una zanzariera a strati doppia dal soffitto permettendogli di drappo sopra le scatole e/o borse, garantendo così che le larve, né qualsiasi sirfidi emergenti possono sfuggire. Nota: Come misura precauzionale, bifacciale nastro adesivo può essere utilizzato per circondare il setup, come qualsiasi fuoriuscita delle larve si blocca e pupate su questo nastro. Se lo fanno, rimuovere le pupe prima eclosion.</li>
		<li>Casa sia larve e pupe a temperatura ambiente (21,5 ± 2,5 ° C) ed esporre a sia la luce solare indiretta, nonché la sala luci durante le ore di ufficio o mantenere a un ciclo di luce: buio di 12 ore di luce: 12 scuro. Nota: L'esposizione alla luce 24 h può essere dannosa per i tassi di sopravvivenza. Le larve raccolte da tempo impupamento fattorie di bestiame varieranno da 1 - 20 giorni dopo la raccolta a seconda della loro maturità al momento della raccolta.</li>
		<li>Fornire cibo e acqua all'interno della zanzara appesa net custodia (come preparato al punto 2.2) prima della data di previsto eclosion e sostituire ogni 2-3 giorni. Eclosion verificherà 7-10 giorni dopo impupamento.</li>
		<li>Consentire emergenti sirfidi per sfamare per 6 ore a temperatura ambiente prima di metterli nell'alloggiamento come indicato nel passaggio 2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Laboratorio allevamento di uova deposte da Gravid selvatici catturati femmine
	<ol>
<li>Verifica hoverfly alloggiamento per le uova, sia prima di cambiare alloggio (passaggio 2) e prima della loro restituzione al frigorifero. Deposizione delle uova dalle femmine gravide pescato si verifica in entrambi 8-10 ° C e a temperatura ambiente.<ol>
<li>Sistemare le uova intere in un 100 x 20 mm di Petri contenente 70 mL di acqua di rubinetto e conservare a temperatura ambiente fino alla schiusa si verifica, di solito 2-3 giorni dopo la deposizione delle uova.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Posto schiuse le larve in un secchio di 2,3 L contenente 1 L di feci fresche di coniglio e 1 L di acqua di rubinetto.<ol>
<li>Verifica dei residui ogni 2-3 giorni e aggiungere acqua di rubinetto supplementare come richiesto, per garantire che i residui non si asciughi prima di emergono le 3 larve instarrd .</li>
		</ol>
</li>
		<li>Posizionare il secchio, contenente le larve nei residui di feci di coniglio, all'interno di una scatola più grande (volume minimo 30 L) contenenti 20 L di trucioli di legno. Garantire che i trucioli di legno sono fino all'altezza del bordo del secchio. Nota: In questo modo 3rd instar larve a strisciare in trucioli di legno e pupate.<ol>
<li>Posizionare una doppia zanzariera a strati sopra la casella per assicurare che le larve, né qualsiasi sirfidi emergenti possono sfuggire.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Casa sia larve e pupe a temperatura ambiente (21,5 ± 2,5 ° C) ed esporre a sia la luce solare indiretta, nonché la sala luci durante le ore di ufficio o mantenere a un ciclo di luce: buio di 12 ore di luce: 12 scuro. Nota: L'esposizione alla luce 24 h può essere dannosa per i tassi di sopravvivenza.</li>
		<li>Aspettatevi impupamento a verificarsi dopo 15-20 giorni. Raccogliere le pupe e posto in una gabbia dell'insetto, permettendo sirfidi a eclose ci.</li>
		<li>Fornire cibo e acqua (come preparato al punto 2.2) prima della data di previsto eclosion - eclosion verrà verificarsi 6-10 giorni dopo impupamento - e sostituire ogni 2-3 giorni.</li>
		<li>Consentire emergenti sirfidi per sfamare per 6 ore a temperatura ambiente prima di metterli in casa, come indicato nel passaggio 2. Nota: Sia l'impupamento delle larve e il eclosion di pupe può essere ritardati da immagazzinaggio nel buio a 8-10 ° C. Per questo scopo, archiviare le larve dei residui di feci di coniglio e pupe in trucioli di legno.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Goulard, R., Julien-Laferriere, A., Fleuriet, J., Vercher, J. L., Viollet, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioural+evidence+for+a+visual+and+proprioceptive+control+of+head+roll+in+hoverflies+(Episyrphus+balteatus).">Behavioural evidence for a visual and proprioceptive control of head roll in hoverflies (Episyrphus balteatus).</a> Journal of Experimental Biology. 218 (Pt 23), 3777-3787 (2015).</li><li>Dyakova, O., Lee, Y. J., Longden, K. D., Kiselev, V. 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Series B, Biological Sciences. 268, 1071-1080 (2001).</li><li>Holland, B., Rice, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+removal+of+sexual+selection+reverses+intersexual+antagonists+coevolution+and+removes+a+reproductive+load.">Experimental removal of sexual selection reverses intersexual antagonists coevolution and removes a reproductive load.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96, 5083-5088 (1999).</li><li>Thyselius, M., Nordstr&#246;m, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hoverfly+locomotor+activity+is+resilient+to+external+influence+and+intrinsic+factors.">Hoverfly locomotor activity is resilient to external influence and intrinsic factors.</a> Journal of Comparative Physiology A. 202 (1), 45-54 (2016).</li><li>Heal, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colour+patterns+of+Syrphidae:+1.+Genetic+Variation+in+the+dronefly+Eristalis+tenax.">Colour patterns of Syrphidae: 1. Genetic Variation in the dronefly Eristalis tenax.</a> Heredity. 42 (2), 223-236 (1979).</li><li>Ireland, S., Turner, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+larval+crowding+and+food+type+on+the+size+and+development+of+the+blowfly,+Calliphora+vomitoria.">The effects of larval crowding and food type on the size and development of the blowfly, Calliphora vomitoria.</a> Forensic Science International. 159, 175-181 (2006).</li><li>Dolley, W. L., Golden, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+sex+and+age+on+the+temperature+at+which+reversal+in+reaction+to+light+in+Eristalis+tenax+occurs.">The effect of sex and age on the temperature at which reversal in reaction to light in Eristalis tenax occurs.</a> Biology Bulletin. 92 (3), 178-186 (1947).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Usando le nostre tecniche (Figura 1) sirfidi sono stati mantenuti in laboratorio per un periodo superiore ad 1 anno e utilizzati con successo in esperimenti comportamentali dopo 7 mesi in cattività39. Infatti, anche se sembra controintuitivo, mantenendo i sirfidi in un ambiente più naturale, sotto luce: 12 h 12 ore condizioni di buio, a temperatura ambiente, sostanzialmente diminuisce loro aspettativa di vita di 2-3 mesi. Mantenimento E. tenax nel nostro ciclo di ibernazione artificiale per oltre un anno è significativamente più lungo rispetto alle precedenti tentativi utilizzando diversi protocolli (77 giorni33, 4 mesi9, 18 settimane30). Il fattore principale che influenza la longevità aumentata è probabile che l'uso della modalità ibernazione artificiale a 8-10 ° C. Ciclicamente rompendo l'ibernazione, ogni 3-4 giorni (passaggio 2, Figura 1), ci permette di sirfidi di mangimi sia self-sposo, mantenendo così la condizione nutrizionale e il benessere dei sirfidi, come testimonia un aumento osservato in peso ( Figura 4) e nessun cambiamento nell'attività locomotrice anche dopo lunghi periodi in cattività (Figura 3e Vedi39). Infatti, i rapporti nella letteratura di tentativi infruttuosi di ibernazione artificiale non rompere il ciclo di letargo, portando così ad un aumento della mortalità e la presenza di muffa9.
Inoltre, c'è una certa polemica in tutta la letteratura per quanto riguarda la fornitura di polline come una fonte di cibo. Diversi documenti affermano che il polline dell'ape non è sufficiente, in particolare per la deposizione delle uova, e solo la fornitura di polline secco o fresco infatti è adatto9,29. I nostri risultati indicano che, integrando il polline dell'ape con miele e acqua, vediamo la longevità e la deposizione delle uova, anche dopo lunghi periodi di prigionia, con un aumento di peso visto in entrambi i sessi (Figura 4) e deposizione delle uova ancora in corso in femmine dopo più di 5 mesi in cattività39. Questa longevità aumentata permette di studiare i comportamenti dei sirfidi in tutte le fasi di vita.
Nel campo femminile sirfidi vengono fecondate prima del letargo stagionale e rimangono in diapausa riproduttiva, dove lo sperma viene memorizzato e ovociti sono tuttora poco sviluppati, fino a primavera28. Dato che una donna tipica è in grado di deporre 3000 uova in 60 giorni29, l'allevamento di queste uova è quindi un modo rapido ed efficiente per aumentare la nostra popolazione in cattività. Tuttavia, la nostra attuale comprensione dei fattori che portano allo sviluppo di ovociti dopo un periodo di ibernazione sono limitati. Temperatura, umidità, intensità luminosa e stato nutrizionale sono stati suggeriti come svolgere un ruolo nel controllo della diapausa riproduttiva28,40. Manipolazione sperimentale di tali fattori può portare a una maggiore governance di deposizione delle uova tempi e tariffe.
Allo stesso modo, abbiamo con successo ritardato lo sviluppo delle larve, nonché il eclosion di pupe, da immagazzinaggio nel buio a 8-10 ° C per 2 settimane, anche se la redditività può essere molto più. Infatti, Heal30 ha segnalato un aumento di pupal durata di fino a 37 giorni quando la temperatura pupal era scesa da 25 ° C e 10 ° C. Che impiegano queste strategie e ritardando la produzione di uova e/o lo sviluppo di pupe consentirebbe una maggiore manipolazione della demografia della popolazione in cattività.
Mentre coerenza temporale di alimentazione è di importanza molto maggiore per le nostre esigenze che resa ampia, questo può essere più importante per altri usi, come l'impollinazione nelle serre. Abbiamo trovato che quando si utilizza la tecnica con le feci di coniglio, abbiamo trovato 163 ± 34 obtecta sirfidi da ogni frizione delle uova (N = 3). Dato che una tipica femmina depone fino a 200 uova40, potremmo essere in grado di aumentare la resa di entrambi decrescente concorrenza di sovraffollamento e di cibo, o regolando la temperatura, come questi sono stati implicati come interessare significativamente la crescita larvale9 ,31,40,41. Tuttavia, non esiste alcuna indicazione che la base dei media influenza notevolmente il rendimento32. Inoltre, in contrasto con le feci da altri vertebrati29,30,31,42, coniglio feci è relativamente odore gratuitamente, permettendo la Colonia essere mantenuto in condizioni normali di laboratorio senza la necessità di ventilazione supplementare. Diminuendo la densità di larve nei media, o l'aggiunta di nutrizionale integratori come lievito, nonché mantenere una temperatura costante tra i 20-25 ° C, è probabilmente sufficiente per ottimizzare completamente resa31,32, 40.
Gli aspetti pratici di raccogliere un numero sufficiente di liberamente volare sirfidi, o sostenere una popolazione geneticamente eterogenea in cattività, sono entrambi poco pratico e tempo restrittivi per progetti di ricerca su piccola scala. Di conseguenza, allevare la prole di femmine accoppiate selvatiche e che integra forniture raccogliendo larve mature7, consentire le opzioni più pratiche per tutto l'anno uso di tenax E. in un ambiente di ricerca. Come questi metodi sono limitati dalle stagioni in cui può verificarsi insieme, c'è una necessità per entrambi garantire la longevità dei sirfidi adulti e allevamento tutte le uova deposte da catturate femmine gravide.

Sirfidi stanno emergendo come modelli utili per lo studio di una gamma di questioni scientifiche, tra cui volo comportamento1, meccanismi neurali alla base di movimento visione2, impollinazione efficienza3,4, 5 , 6 e immunità microbica7. Tuttavia, al contrario di alcuni altri modelli di Ditteri, come Drosophila8, non ci sono nessun protocolli standardizzati per l'allevamento di laboratorio di sirfidi per uso nella ricerca scientifica. Infatti, anche se la letteratura corrente descrive i metodi di allevamento hoverfly Eristalis tenax, molti di questi sono sviluppate per la coltivazione di massa di sirfidi per l'impollinazione delle colture, bio-degradazione dei rifiuti organici, o studi anatomici 9 , 10 , 11. Pertanto, non affrontano la necessità di un semplice protocollo che fornisce un rifornimento costante di sirfidi robusto sano, pur mantenendo il fitness genetico della popolazione.
A seguito di API e bombi, sirfidi sono una delle più importanti selvatici, generalista impollinatore gruppi12,13. Ci sono circa 6000 hoverfly specie in tutto il mondo14,15, con più di 300 specie in 75 generi in Svezia16 e più di 300 specie in 69 generi in India17,18,19. Ad esempio, la marmellata sul piano agricolo importanti hoverfly Episyrphus balteatus e al volo di drone, Eristalis tenax, che ci concentriamo su questo sito, si trovano in tutta Europa, America e Asia6,16, 17,18,19,20,21,22,23,24,25. Sirfidi non sono ugualmente attivi tutto l'anno, né tutto il giorno. Infatti, non solo la stagione e il momento della giornata, ma anche le fluttuazioni nell'intensità della luce, temperatura, umidità e velocità del vento, influenzano i modelli di attività di sirfidi26,27. Nel campo, Eristalis possono essere trovati in qualsiasi momento dell'anno in climi mediterranei11, ma i numeri di sirfidi attivo sono molto più bassi in inverno. Al contrario nei climi temperati freddi, Eristalis hibernate durante l'inverno e non si trovano comportarsi attivamente nel campo da intorno ottobre fino a marzo28.
Liberamente volare sirfidi possono essere raccolti da reticolato nel campo. Infatti, in climi temperati sono trovati in più grande abbondanza nella metà a tarda mattinata, in calma giornate di sole, alla fine dell'estate e in autunno26,27. In alternativa, maturo E. tenax larve, in secondo luogo o terzo instar, può essere identificato e raccolto da materia organica, come il letame in decomposizione cumuli o flussi organicamente inquinate10,11. Infatti, tecniche pubblicate per l'allevamento di laboratorio di E. tenax sono tutti basati sulla raccolta di larve in organicamente inquinate, attraverso qualche forma di materia fecale o vegetativa9,10,29, 30 , 31 , 32 , 33. Tuttavia, collezione di larve è limitata dalla stagione ed è solo uno strumento di raccolta valida dalla tarda primavera all'inizio dell'autunno11. Inoltre, l'abbondanza delle larve viene influenzato dalle caratteristiche meteorologiche locali, come cambiamenti nella temperatura ambiente possono influenzare sia l'avvenimento di deposizione delle uova e lo sviluppo larvale tariffe9,28.
Pertanto, le strategie per mantenere un sani scorte di sirfidi da allevamento di larve e uova all'interno del laboratorio sono necessari per garantire che gli esperimenti possono essere condotta durante tutto l'anno, indipendentemente dalla stagione o eventi meteorologici locali. D'importanza, la tecnica descritta qui alleva i sirfidi dalle femmine solo selvaggio-accoppiato. Questo è importante come uno studio di Francuski, et al. 10 trovato che la diversità genetica di un laboratorio allevato popolazione di sirfidi, originariamente fondata da larve mature 120, è stato rapidamente persa. Ci hanno quindi suggerito che per mantenere la diversità genetica nelle colonie per essere utilizzati per scopi di impollinazione delle colture commerciali, queste hanno bisogno di essere rifornito, o persino completamente ristabilito, con campo raccolto individui ogni molla10.
Quando si lavora sulla visione, o altri sensi usate corteggiamento e l'accoppiamento, consigliamo quindi di mantenere la diversità genetica, ristabilendo la Colonia o riempiendo la Colonia con campo raccolto individui, regolarmente. Questo è importante perché la selezione sessuale colpisce la deriva genetica della popolazione. Infatti, nel selvaggio, maschio sirfidi devono identificare e intercettare gli accoppiamenti adatti, come pure con altri maschi si contendono i diritti accoppiamento di difendere i loro territori34. Questo processo assicura che i maschi con la migliore visione e attenzione spaziale sono suscettibili di essere il maggior successo nell'accoppiamento, e quindi questi tratti sono passati sopra alla generazione seguente. L'effetto risultante di questi processi in corso è, in parte, dimostrato dalla presenza di dimorfismo sessuale nella via visiva di sirfidi35,36. In cattività i maschi non hanno gli stessi ostacoli al successo accoppiamento come nel campo: in primo luogo, le femmine sono prontamente disponibili, e in secondo luogo il recinto piccolo, confinato nega l'effetto di comportamenti territoriali, che agiscono per scoraggiare l'accesso degli amori di altri maschi competitivi. La rimozione sperimentale della selezione sessuale in Drosophila melanogaster, ha dimostrato di avere un effetto significativo sulle popolazioni in cattività con una diminuzione nella dimensione complessiva del corpo, dimensioni di testicoli e sperma produzione37e aliquote ridotte dell'uomo comportamenti di corteggiamento38. Così, una programma, senza alcuna considerazione della selezione sessuale, di riproduzione in cattività può avere un effetto profondo su entrambi gli studi, visual e comportamentali, che successivamente condotto.
Descriviamo qui una soluzione semplice ed economica che fornisce un rifornimento costante di sirfidi sano. Il protocollo è flessibile e facile da ri-iniziare e/o di alto livello, a seconda delle esigenze di ricerca.

<table><tbody><tr><td>Bee Pollen</td><td>Forest Super Foods</td><td></td><td>any brand of bee pollen is suitable</td></tr><tr><td>Honey</td><td>Bramwells</td><td></td><td>any brand of liquid honey is suitable</td></tr><tr><td>Rabbit Faeces</td><td></td><td></td><td>can be substituted with cow or pig manure made into a slurry</td></tr><tr><td>BugDome</td><td>Australia Entomological Supplies</td><td>EM42222</td><td></td></tr><tr><td>Plastic Bags</td><td>Woolworths Homebrand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mosquito netting</td><td>Clas Ohlson</td><td>34-1113</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Balls</td><td>Woolworths Select</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fridge</td><td>Hisense</td><td></td><td>fridge needs to maintain a stable 8-10&amp;deg;C&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Buckets (2-3L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Large plastic tubs (30L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wood shavings</td><td>Pollards Sawdust Supplies</td><td>MaxiFlake (75)&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Bag clips</td><td>IKEA</td><td>Bevara 303.391.70</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish (100mm x 20mm)</td><td>Corning</td><td>430167</td><td></td></tr></tbody></table>

rearing and long-term maintenance of eristalis tenax hoverflies for research studies

Con circa 6000 specie in tutto il mondo, sirfidi sono ecologicamente importante come impollinatori alternativi per le api domestiche. Tuttavia, sono anche un modello scientifico utile per studiare la dinamica visione e volo in movimento in un ambiente di laboratorio controllato. Come le larve si sviluppano in acque inquinate da agricoltura biologica, sono modelli utili per lo studio degli investimenti nell'immunità microbica. Mentre allevamento commerciale su larga scala per l'agricoltura già si verifica, esistono protocolli standardizzato per il mantenimento di popolazioni in cattività per studi scientifici. Questo è importante come programmi di riproduzione in cattività commerciale incentrato sulla massa uscita durante l'impollinazione di picco periodi potrebbero non fornire una popolazione che è coerente, stabile e robusto durante tutto l'anno, come è spesso necessario per altri scopi di ricerca. Di conseguenza, un metodo per stabilire, mantenere e aggiornare una popolazione in cattività ricerca è richiesto. Qui, descriviamo l'utilizzo di un ciclo di ibernazione artificiale, oltre ai requisiti nutrizionali e alloggiamento, per la manutenzione a lungo termine di Eristalis tenax. Utilizzando questi metodi, abbiamo aumentato significativamente la salute e la longevità delle popolazioni in cattività di tenax E. rispetto ai rapporti precedenti. Abbiamo inoltre discutere di metodi di allevamento su piccola scala e opzioni per ottimizzare i rendimenti e manipolare dati demografici della popolazione.

Abbiamo sviluppato una strategia di tre vie che mantiene una popolazione sana per gli studi sia visiva che comportamentale (riassunti nella Figura 1). Il nostro metodo inizia con la collezione di sirfidi dal selvaggio (passo 1, Figura 1). Nel nostro laboratorio, sirfidi sono alloggiati in gabbie insetto o sacchetti di plastica, sotto un ciclo di ibernazione artificiale (passaggio 2, Figura 1), sostanzialmente prolungando la durata della loro vita. Per numeri aumentati, prole possono essere allevati dalle femmine di accoppiamento selvaggio (passaggio 3, Figura 1).
Abbiamo trovato che cattura il vasto numero di sirfidi selvaggio è uno sforzo intensivo di tempo, anche quando ambientale le condizioni sono favorevoli. Al contrario, l'allevamento successo delle larve mature raccolte dai pozzi di letame di bovini nella fattoria è un modo molto più efficiente per i numeri grandi di origine di sirfidi selvatici (passaggio 1, Figura 1), con noi raccogliere fino a 700 larve in 0,03 m3 di letame. Inoltre, le nostre tecniche per posteriore uova deposte dalle femmine gravide catturate hanno dimostrato di essere successo (passo 3, Figura 1). Femmine catturato in un clima Mediterraneo (Adelaide) durante l'autunno e inverno di cui parecchie serie di uova, con 24 cluster osservato da 19 femmine in un periodo di 20 settimane. Di questi batch di uovo, 10 sono stati collocati in acqua, tutti erano fertili e provocato la schiusa delle larve. 3 gruppi di larve sono poi presi oltre questo punto e collocati nei residui di feci di coniglio, conseguente 163 ± 34 (media ± SD, N = 3) emerse sirfidi, con senza pregiudizi di genere osservati (Figura 2).
La salute di questi sirfidi Laboratorio allevato è stata determinata da un confronto tra il peso e l'attività locomotrice di sirfidi femminile rispetto agli individui di campo catturato. Generale attività locomotrice è stata valutata usando un sistema di monitoraggio dell'attività dell'apparato locomotore (LAMS), come descritto in precedenza39. Nessuna differenza significativa nel peso (Figura 3A) o attività (Figura 3B) sono stata osservata tra laboratorio allevati e selvatici sirfidi catturati dopo il ciclo di 4 mesi in cattività sotto nostro ibernazione artificiale. Quando E. tenax sono stati mantenuti in laboratorio senza l'uso di un ciclo di ibernazione artificiale abbiamo visto una diminuzione significativa nella longevità, con una durata di 2,5-3 mesi (73 ± 7 giorni per 5 femmine) e 79 ± 4 giorni per 11 maschi. Quando i sirfidi sono stati tenuti in ibernazione artificiale potessero vivere oltre 12 mesi.
Inoltre, l'effetto di mantenimento a lungo termine, utilizzando i nostri metodi descritti, è stata ulteriormente valutata un confronto dei pesi nel tempo per entrambi i sessi di laboratorio allevato sirfidi. Abbiamo osservato un significativo aumento di peso in un periodo di 4 mesi per entrambi i sessi, con femmine costantemente pesano più di loro controparti maschili (p < 0.0001, ANOVA a due vie, N = 12, Figura 4).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig1.jpg"> Figura 1: Diagramma di flusso che illustra i metodi per il mantenimento della popolazione sana in cattività di Tenax E.. (1) la procedura qui descritta inizia con la collezione di entrambi larve mature da sterco di vacca (punto 1.2) o liberamente volante sirfidi (punto 1.3). (2) i sirfidi sono alloggiati in gabbie insetto o sacchetti di plastica, dipendente da numeri. Sono tenuti in un ciclo di ibernazione artificiale a 8-10 ° C, che è rotto ogni 3-4 giorni. Le larve (3) raccolti sono conservate nel loro sterco di vacca (punto 3.2). Le uova deposte in laboratorio sono collocate in un impasto di feci di coniglio (punto 3.3). Quando raggiunge la maturità, 3rd instar larve strisciare in segatura circostante dove si impupano. Eclosion si verifica dopo 6-10 giorni, e i sirfidi obtecta vengono inseriti nell'alloggiamento (passaggio 2). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57711/57711fig1large.jpg">Per favore clicca qui per scaricare questo file.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig2v3.jpg"> Figura 2:   Numero e rapporto del sesso di tenax E. correttamente allevati da lotti singoli uovo. I dati mostrano i numeri di E. tenax che obtecta da pupe sviluppati da 3 lotti di uova di cui nel nostro laboratorio. Le uova sono state deposte dalle femmine di pescato. I dati sono codificati a colori per il sesso delle mosche. Non c'è nessuna differenza significativa nel rapporto.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig3v3.jpg"> Figura 3:   Valutazione di salute della popolazione in laboratorio allevati e campo raccolti sirfidi femminile dopo la prigionia di lungo termine. (A) confronto di peso tra laboratorio allevati e campo catturato sirfidi femmina dopo 4 mesi in cattività sotto ibernazione artificiale (N = 12). Campo e (B) livelli di attività di laboratorio-allevati catturato sirfidi femmina dopo 4 mesi in cattività sotto ibernazione artificiale. Attività locomotrice dei sirfidi è stata misurata in un sistema di attività locomotrice da loro un raggio infrarosso di rottura durante il movimento. Come in precedenza, abbiamo media l'attività tra 6,7 ore centrali della giornata, il secondo giorno completo al locomotore Monitor attività39 (Ncampo catturato= 9, Nlaboratorio allevati= 12). Il marchio centrale di ciascun boxplot Mostra la mediana, i bordi della casella il 25th a 75th percentili dei dati e i baffi si estendono dal minimo al massimo dei dati.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig4v3.jpg"> Figura 4:   Confronto tra l'effetto di mantenimento a lungo termine sul peso del laboratorio allevati sirfidi di entrambi i sessi. I dati mostrano il peso di hoverfly come funzione del tempo tenuto in cattività in ibernazione artificiale. Come tutti i sirfidi sono stati allevati da uova deposte nel nostro laboratorio (N = 12 in ogni punto di dati) e t = 0 è uguale a tempo di schiusa pupa, il tempo in cattività è lo stesso come l'età degli animali. Il marchio centrale di ciascun boxplot Mostra la mediana, i bordi della casella il 25th a 75thpercentili dei dati e i baffi si estendono dal minimo al massimo dei dati.

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Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

Allevamento e manutenzione a lungo termine di sirfidi Eristalis tenax per studi di ricerca

L'obiettivo generale di queste procedure è quello di stabilire, mantenere e aggiornare una popolazione prigioniera di Eristalis tenax in un ambiente di ricerca.

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are ...

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Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

13.4K Views.  Flinders University. L'obiettivo generale di queste procedure è quello di stabilire, mantenere e aggiornare una popolazione prigioniera di Eristalis tenax in un ambiente di ricerca.

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Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on insects during their metamorphic development. Here, the implants are fused within the structure and function of the neuromuscular system as a result of metamorphic tissue remaking. The implants emerge with the insect where the development of tissue around the electronics during pupal development results in a bioelectrically and biomechanically enhanced tissue interface. This relatively more reliable and stable interface would be beneficial for many researchers exploring the neural basis of the insect locomotion with alleviated traumatic effects caused during adult stage insertions. In this article, we implant our electrodes into the indirect flight muscles of Manduca sexta. Located in the dorsal-thorax, these main flight powering dorsoventral and dorsolongitudinal muscles actuate the wings and supply the mechanical power for up and down strokes. Relative contraction of these two muscle groups has been under investigation to explore how the yaw maneuver is neurophysiologically coordinated. To characterize the flight dynamics, insects are often tethered with wires and their flight is recorded with digital cameras. We also developed a novel way to tether Manduca sexta on a magnetically levitating frame where the insect is connected to a commercially available wireless neural amplifier. This set up can be used to limit the degree of freedom to yawing &#8220;only&#8221; while transmitting the related electromyography signals from dorsoventral and dorsolongitudinal muscle groups.

We present a novel surgical procedure to implant electrodes in Manduca sexta during its early metamorphic stages. This technique allows mechanically stable and electrically reliable coupling with the neuromuscular tissue to study flight neurophysiology dynamics. We also present a novel magnetic levitation platform for tethered studies of insect yaw.

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Neuroscienze

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, chikungunya and Zika. Wolbachia-infected mosquitoes can be released into the field to either reduce population sizes through incompatible matings or to transform populations with mosquitoes that are refractory to virus transmission. For these strategies to succeed, the mosquitoes released into the field from the laboratory must be competitive with native mosquitoes. However, maintaining mosquitoes in the laboratory can result in inbreeding, genetic drift and laboratory adaptation which can reduce their fitness in the field and may confound the results of experiments. To test the suitability of different Wolbachia infections for deployment in the field, it is necessary to maintain mosquitoes in a controlled laboratory environment across multiple generations. We describe a simple protocol for maintaining Ae. aegypti mosquitoes in the laboratory, which is suitable for both Wolbachia-infected and wild-type mosquitoes. The methods minimize laboratory adaptation and implement outcrossing to increase the relevance of experiments to field mosquitoes. Additionally, colonies are maintained under optimal conditions to maximize their fitness for open field releases.

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes infected with Wolbachia are being released into natural populations to suppress the transmission of arboviruses. We describe methods to rear Ae. aegypti with Wolbachia infections in the laboratory for experiments and field release, taking precautions to minimize laboratory adaptation and selection.

Mantenimento di Aedes aegypti zanzare infettate con Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

Biologia

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Laboratorio di allevamento di mosche stabili e altri ditteri muscoidi

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

At-Risk Butterfly Captive Propagation Programs to Enhance Life History Knowledge and Effective Ex Situ Conservation Techniques

Improving knowledge of ex situ best practices for at-risk butterflies is important for generating successful conservation and recovery program outcomes. Research on such captive populations can also yield valuable data to address key information gaps about the behavior, life history, and ecology of the target taxa. We describe a protocol for captive propagation of the federally endangered Cyclargus thomasi bethunebakeri that can be used as a model for other at-risk butterfly ex situ programs, especially those in the family Lycaenidae. We further provide a simple and straightforward protocol for recording various life history metrics that can be useful for informing ex situ methodologies as well as adapted for laboratory studies of other lepidoptera.

Here, we present protocols for 1) the laboratory captive propagation of the federally endangered Miami blue butterfly (Cyclargus thomasi bethunebakeri), and 2) assessing basic life history information such as immature development time and number of larval stadia. Both methods can be adapted for use with other ex situ conservation programs.

Programmi di propagazione captive farfalla a rischio per migliorare la conoscenza della storia della vita e le tecniche efficaci di conservazione ex Situ

Improving knowledge of ex situ best practices for at-risk butterflies is important for generating successful conservation and recovery program outcomes. ...

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human food. Outside its native range, culturing G. bimaculatus is feasible due to its dietary plasticity, rapid reproductive cycle, lack of diapause requirement, tolerance for high-density rearing, and robustness against pathogens. Thus, G. bimaculatus can be&#160;a versatile model for studies of insect physiology, behavior, embryology, or genetics.
Cultural parameters, such as stocking density, within-cage refugia, photoperiod, temperature, relative humidity, and diet, all impact cricket growth, behavior, and gene expression and should be standardized. In the burgeoning literature on farming insects for human consumption, these crickets are frequently employed to evaluate candidate feed admixtures derived from crop residues, food-processing byproducts, and other low-cost waste streams.
To support ongoing experiments evaluating G. bimaculatus growth performance and nutritional quality in response to variable feed substrates, a comprehensive set of standard protocols for breeding, upkeep, handling, measurement, and euthanasia in the laboratory was developed and is presented here. An industry-standard cricket feed has proven nutritionally adequate and functionally appropriate for the long-term maintenance of cricket breeding stocks, as well as for use as an experimental control feed. Rearing these crickets at a density of 0.005 crickets/cm3 in screen-topped 29.3 L polyethylene cages at an average temperature of 27 &#176;C on a 12 light (L)/12 dark (D) photoperiod, with moistened coconut coir serving both as hydration source and oviposition medium has successfully sustained healthy crickets over a 2-year span. Following these methods, crickets in a controlled experiment yielded an average mass of 0.724 g 0.190 g at harvest, with 89% survivorship and 68.2% sexual maturation between stocking (22 days) and harvest (65 days).

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

This paper outlines basic methods to standardize important factors such as density, feed availability, hydration source, and environmental controls for the long-term rearing of laboratory cultures of the edible cricket, Gryllus bimaculatus.

Mantenimento di colture di laboratorio di Gryllus bimaculatus, un modello ortottero versatile per l'agricoltura degli insetti e la fisiologia degli invertebrati

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human ...

Allevamento artificiale e tolleranza ai metalli pesanti nelle farfalle bianche del cavolo

Rearing the Cabbage White Butterfly (Pieris rapae) in Controlled Conditions: A Case Study with Heavy Metal Tolerance

The cabbage white butterfly (Pieris rapae) is an important system for applied pest control research and basic research in behavioral and nutritional ecology. Cabbage whites can be easily reared in controlled conditions on an artificial diet, making them a model organism of the butterfly world. In this paper, a manipulation of heavy metal exposure is used to illustrate basic methods for rearing this species. The general protocol illustrates how butterflies can be caught in the field, induced to lay eggs in greenhouse cages, and transferred as larvae to artificial diets. The methods show how butterflies can be marked, measured, and studied for a variety of research questions. The representative results give an idea of how artificial diets that vary in components can be used to assess butterfly performance relative to a control diet. More specifically, butterflies were most tolerant to nickel and least tolerant to copper, with a tolerance of zinc somewhere in the middle. Possible explanations for these results are discussed, including nickel hyper-accumulation in some mustard host plants and recent evidence in insects that copper may be more toxic than previously appreciated. Finally, the discussion first reviews variations to the protocol and directions for troubleshooting these methods, before considering how future research might further optimize the artificial diet used in this study. Overall, by providing a detailed video overview of the rearing and measurement of cabbage whites on artificial diets, this protocol provides a resource for using this system across a wide range of studies.

Autore in primo piano: Indagine sulla tolleranza delle farfalle cavoli agli inquinanti urbani 

This paper presents a detailed protocol for rearing the cabbage white butterfly in controlled lab conditions with an artificial diet, which allows precise manipulations of early-life nutrition and toxin exposure. The representative results show how heavy metal toxicity can be assayed with this protocol.

Allevare la farfalla bianca del cavolo (Pieris rapae) in condizioni controllate: un caso di studio con tolleranza ai metalli pesanti

The cabbage white butterfly (Pieris rapae) is an important system for applied pest control research and basic research in behavioral and nutritional ...

Allevamento e manutenzione a lungo termine di sirfidi Eristalis tenax per studi di ricerca

Riepilogo

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Capitoli in questo video

All'inizio metamorfica Tecnologia Inserzione per Insect Volo monitoraggio del comportamento

Volare Insetto rilevamento e classificazione con sensori Economico

Allevamento di massa e studi molecolari negli insetti parassiti Tortricidae

Una proboscide risposta estensione Protocollo per Indagare plasticità comportamentale in Insetti: Applicazione di base, biomedica e ricerca agricola

Mantenimento di Aedes aegypti zanzare infettate con Wolbachia

Laboratorio di allevamento di mosche stabili e altri ditteri muscoidi

Programmi di propagazione captive farfalla a rischio per migliorare la conoscenza della storia della vita e le tecniche efficaci di conservazione ex Situ

Mantenimento di colture di laboratorio di Gryllus bimaculatus, un modello ortottero versatile per l'agricoltura degli insetti e la fisiologia degli invertebrati

Allevare la farfalla bianca del cavolo (Pieris rapae) in condizioni controllate: un caso di studio con tolleranza ai metalli pesanti

Allevare la farfalla bianca del cavolo (Pieris rapae) in condizioni controllate: un caso di studio con tolleranza ai metalli pesanti