Die Forschung in unserem Labor wird derzeit von der Australian Research Council (ARC, DP170100008 und DP180100144), die uns Air Force Office of Scientific Research (AFOSR, FA9550-15-1-0188) und Stiftelsen Olle Engkvist Byggmästare finanziert (2016/348). Wir danken vorbei an Mitglieder des Labors, die dazu beigetragen haben, Hoverfly Aktien, Cederholms Lantbruk und C M & T L grün & Sohn für den Zugriff auf Kuhdung und Schwebfliegen auf ihren Höfen zu entwickeln und die Adelaide und Uppsala Botanic Gardens für Sammlung erlaubt und laufende Unterstützung.

1. Stellen Sie in Gefangenschaft E. Tenax Kolonie
<ol><li>Kolonie über die Auflistung der Reife Larven (Schritt 1.2) zu etablieren oder alternativ über die Sammlung von frei fliegenden Schwebfliegen (Schritt 1.3).</li>
	<li>
Sammlung von Reife Larven
	<ol>
<li>Sammeln Sie zweite und dritte instar Larven von Gülle Gruben an Rinderfarmen. Hinweis: Ältere Larven sind am einfachsten zu finden während den Beginn ihrer wandernden Phase, wie sie aktiv nach einer dunklen trockenen Umgebung suchen zu verpuppen. Dies tendenziell im Grenzgebiet der Gülle, die Gruben, wo feuchte Gülle ist, nah an trockeneren Gebieten, enthält große Mengen an Stroh. Wir gesammelt unter Berechtigung aus einer Rinderfarm in der Nähe von Uppsala, Schweden.</li>
		<li>Hintere Reifen Larven in Kuhdung wie in Schritt 3.2 beschrieben.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sammlung von wilden Schwebfliegen
	<ol>
<li>Sammeln Sie wild Schwebfliegen durch Netze auf dem Gebiet, in der Regel von botanischen Gärten und Parks wo gibt es eine Fülle von Blütenpflanzen. Hinweis: Wir zusammengestellt unter Zustimmung von verschiedenen Standorten einschließlich der drei Adelaide Botanic Gardens, einem Milchviehbetrieb in Myponga, South Australia und an verschiedene Botanische Gärten und Parks in Uppsala, Schweden.</li>
		<li>Haus Feld gesammelt Schwebfliegen, wie in Schritt2 beschrieben.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Gehäuse und langfristige Pflege der Schwebfliegen
<ol><li>Haus Schwebfliegen in 30 x 45 cm Plastiktüten für Gruppen von 20 oder weniger, oder in ein Insekt Aufzucht Käfig (25 x 25 cm x 25 cm) für größere Gruppen.</li>
	<li>Nahrung und Wasser Ad Libitum, in Form von 10-20 Körner von Bienenhonig Pollen und 2-3 mL über mehrere feuchte Wattebällchen platziert. Hinweis: Für den Wohnungsbau in Plastiktüten ist es wichtig, dass die Watte feucht, aber nicht übermäßig gesättigt, wie jede Ansammlung von Wasser im Inneren des Beutels zu Überlebensraten schädlich sein kann. Umgekehrt, für den Wohnungsbau in Insekten Aufzucht Käfigen, die Netz-Seiten ermöglichen erhebliche Verdampfung auftreten. Wattebällchen sollte daher in einen flachen Behälter gesetzt werden und vollständig gesättigt sein.<ol>
<li>Lassen Sie Schwebfliegen, für 6 Stunden bei Raumtemperatur füttern.</li>
		<li>Schwebfliegen mit Nahrung und Wasser in ihrer Wohnung, im Kühlschrank bei 8-10 ° C und in völliger Dunkelheit. Hinweis: Speichern von Schwebfliegen bei 8-10 ° C in der Dunkelheit der Schwebfliegen in einen Zustand der Winterruhe mit einem Rückgang der Aktivität und metabolische Rate führt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Alle 3-4 Tage entfernen Schwebfliegen aus dem Kühlschrank, so brechen die künstlichen Winterschlaf und ermöglicht sowohl Fütterung und Pflege auftreten.<ol>
<li>Übertragen Sie Schwebfliegen auf eine neue Plastiktüte oder sauber Insekt Käfig mit frischen Lebensmitteln und Wasser. Diese Übertragung kann entweder manuell, für eine kleine Anzahl von fliegen oder durch die Verwendung von Phototaxis, bei großen Zahlen durchgeführt werden.</li>
		<li>Phototaxis nutzen, verbinden Sie sauber Insekten Käfig mit dem alten, sicherzustellen Sie, dass es eine Öffnung für die Schwebfliegen auf Freizügigkeit zwischen den beiden ohne zu umgehen. Die alten Insekten Käfig mit einem undurchsichtigen Stoff abdecken. Die Schwebfliegen bewegt sich in Richtung des Lichts und in den Käfig sauber Insekt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schwebfliegen ernähren und pflegen bei Raumtemperatur für 6 h zu ermöglichen.</li>
	<li>Schwebfliegen, das Futter und Wasser ihren Wohnraum in den Kühlschrank bei 8-10 ° C in völliger Dunkelheit zurück. Dies geht der künstlichen Winterschlaf der Schwebfliegen.</li>
	<li>Fahren Sie fort, das zyklische brechen Winterschlaf, alle 3-4 Tage, um die Gesundheit und Langlebigkeit der Schwebfliegen für die Dauer ihrer Gefangenschaft zu gewährleisten.</li>
</ol>3. Labor Erziehung von E. tenax
<ol><li>Hintere Reifen Larven gesammelt von Rinderfarmen (Schritt 3.2) oder alternativ hinten Eiablage von trächtigen wild Gefangenen Weibchen (Schritt 3.3).</li>
	<li>
Labor der Reife Larven von Rinderfarmen Aufzucht
	<ol>
<li>Platzieren Sie Larven in Kuhdung von Rinderfarmen in 30 L Eimern gesammelt.</li>
		<li>Positionieren Sie den Eimer mit Reife Larven innerhalb einer größeren Box oder Tasche (Mindestmenge von 50-60 L) und platzieren Sie 20-30 L Holzwolle bis zur Höhe des Randes des Eimers zu. Hinweis: Dadurch 3rd instar Larven kriechen in den Holzspänen und verpuppen sich.</li>
		<li>Hängen Sie ein doppelt geschichteten Moskito-Netz an der Decke, so dass sie über die Boxen und/oder Taschen, drapieren, damit weder Larven noch irgendwelche aufkommenden Schwebfliegen entweichen können. Hinweis: Als Vorsichtsmaßnahme kann doppelseitiges Klebeband verwendet werden, um das Setup zu umgeben, wie jeder austretenden Larven stecken und verpuppen sich auf diesem Band. Wenn sie dies tun, entfernen Sie die Puppen vor bewegungsapparate.</li>
		<li>Haus, Larven und Puppen bei Raumtemperatur (21,5 ± 2,5 ° C), und setzen Sie entweder indirektes Sonnenlicht sowie Raumbeleuchtung während der Bürozeiten oder halten bei einem hell: Dunkel-Zyklus von 12 h Licht: 12 h dunkel. Bemerkung: 24 h Lichteinwirkung kann schädlich für die Überlebensraten. Für Larven gesammelt von Rindern Farmen Verpuppung Zeit variiert von 1 - 20 Tage nach der Entnahme je nach deren Fälligkeit zum Zeitpunkt der Sammlung.</li>
		<li>Bieten Nahrung und Wasser innerhalb der hängenden Mosquito net-Gehäuse (wie in Schritt 2.2 vorbereitet) vor dem erwarteten bewegungsapparate und ersetzen Sie alle 2-3 Tage. Bewegungsapparate erfolgt ca. 7-10 Tage nach der Verpuppung.</li>
		<li>Lassen Sie aufstrebenden Schwebfliegen ernähren für 6 Stunden bei Raumtemperatur vor der Einlagerung in Wohnungen wie in Schritt2 beschrieben.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Labor Aufzucht der Eiablage von trächtigen Wild gefangen Weibchen
	<ol>
<li>Überprüfen Sie Hoverfly Gehäuse Eier, sowohl vor dem Wechsel Gehäuse (Schritt2) vor der Rückgabe an den Kühlschrank. Eiablage von Wildfang trächtige Weibchen tritt bei beiden 8-10 ° C und bei Raumtemperatur.<ol>
<li>Eiern in ein 100 mm x 20 mm Petrischale mit 70 mL Leitungswasser und bei Zimmertemperatur aufbewahren Sie, bis Schlupf, in der Regel 2-3 Tage nach der Eiablage auftritt.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Ort geschlüpften Larven in einem 2,3 L-Eimer mit 1 L frisches Kaninchen Kot und 1 L Wasser aus dem Wasserhahn.<ol>
<li>Überprüfen Sie Gülle alle 2-3 Tage und füge zusätzliche Leitungswasser als erforderlich, um sicherzustellen, dass die Gülle nicht austrocknet, bevor die 3rd Instar Larven entstehen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Positionieren Sie den Eimer mit den Larven in Kaninchen Kot Gülle, in einem größeren Rahmen (Mindestvolumen 30 L) mit 20 L von Holzspänen. Sicherstellen Sie, dass die Holzspäne sind bis zur Höhe des Randes des Eimers. Hinweis: Dadurch 3rd instar Larven kriechen in den Holzspänen und verpuppen sich.<ol>
<li>Legen Sie ein doppelt geschichteten Moskitonetz über das Kontrollkästchen, um sicherzustellen, dass weder Larven noch irgendwelche aufkommenden Schwebfliegen entweichen können.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Haus, Larven und Puppen bei Raumtemperatur (21,5 ± 2,5 ° C), und setzen Sie entweder indirektes Sonnenlicht sowie Raumbeleuchtung während der Bürozeiten oder halten bei einem hell: Dunkel-Zyklus von 12 h Licht: 12 h dunkel. Bemerkung: 24 h Lichteinwirkung kann schädlich für die Überlebensraten.</li>
		<li>Erwarten Sie Verpuppung nach 15-20 Tagen auftreten. Sammeln Sie Puppen zu und in ein Insekt Käfig, so dass Schwebfliegen, Eclose es.</li>
		<li>Bieten Nahrung und Wasser (wie in Schritt 2.2 vorbereitet) vor dem erwarteten bewegungsapparate - bewegungsapparate erfolgt 6 bis 10 Tage nach der Verpuppung - und ersetzen Sie alle 2-3 Tage.</li>
		<li>Lassen Sie aufstrebenden Schwebfliegen ernähren für 6 Stunden bei Raumtemperatur bevor diese im Gehäuse platziert, wie in Schritt2 beschrieben. Hinweis: Sowohl die Verpuppung der Larven und die bewegungsapparate der Puppen können durch Lagerung in der Dunkelheit bei 8-10 ° c verzögert werden Zu diesem Zweck speichern Sie Larven in den Kaninchen Kot Gülle und Puppen in Holzwolle.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Goulard, R., Julien-Laferriere, A., Fleuriet, J., Vercher, J. L., Viollet, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioural+evidence+for+a+visual+and+proprioceptive+control+of+head+roll+in+hoverflies+(Episyrphus+balteatus).">Behavioural evidence for a visual and proprioceptive control of head roll in hoverflies (Episyrphus balteatus).</a> Journal of Experimental Biology. 218 (Pt 23), 3777-3787 (2015).</li><li>Dyakova, O., Lee, Y. J., Longden, K. D., Kiselev, V. G., Nordstr&#246;m, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+higher+order+visual+neuron+tuned+to+the+spatial+amplitude+spectra+of+natural+scenes.">A higher order visual neuron tuned to the spatial amplitude spectra of natural scenes.</a> Nature Communications. 6, 8522 (2015).</li><li>Jauker, F., Bondarenko, B., Becker, H. C., Steffan-Dewenter, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pollination+efficiency+of+wild+bees+and+hoverflies+provided+to+oilseed+rape.">Pollination efficiency of wild bees and hoverflies provided to oilseed rape.</a> Agricultural and Forest Entomology. 14 (1), 81-87 (2012).</li><li>Gladis, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bees+versus+flies?+Rearing+methods+and+effectiveness+of+pollinators+in+crop+germplasm+regeneration.">Bees versus flies? Rearing methods and effectiveness of pollinators in crop germplasm regeneration.</a> ActaHortic. , 235-238 (1997).</li><li>Ssymank, A., Kearns, C. A., Pape, T., Thompson, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pollinating+flies+(Diptera):+A+major+contribution+to+plant+diversity+and+agricultural+production.">Pollinating flies (Diptera): A major contribution to plant diversity and agricultural production.</a> Biodiversity (Ottawa). 9 (1-2), 86-89 (2008).</li><li>Nordstr&#246;m, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+modeling+of+multimodal+floral+cues+attracting+wild+pollinators+across+environments.">In situ modeling of multimodal floral cues attracting wild pollinators across environments.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 114 (50), 13218-13223 (2017).</li><li>Altincicek, B., Vilcinskas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+immune-inducible+transcriptome+from+microbial+stress+resistant,+rat-tailed+maggots+of+the+drone+fly+Eristalis+tenax.">Analysis of the immune-inducible transcriptome from microbial stress resistant, rat-tailed maggots of the drone fly Eristalis tenax.</a> BMC Genomics. 8, 326 (2007).</li><li>Stocker, H., Gallant, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Getting+started+:+an+overview+on+raising+and+handling+Drosophila.">Getting started : an overview on raising and handling Drosophila.</a> Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).</li><li>Gladis, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+and+utilization+of+a+mass+rearing+of+Eristalis+tenax+(Diptera,+Syrphidae)+in+the+Gatersleben+genebank.">Establishment and utilization of a mass rearing of Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae) in the Gatersleben genebank.</a> Insecta Berlin. 1, 287-294 (1994).</li><li>Francuski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shift+in+phenotypic+variation+coupled+with+rapid+loss+of+genetic+diversity+in+captive+populations+of+Eristalis+tenax+(Diptera:+Syrphidae):+consequences+for+rearing+and+potential+commercial+use.">Shift in phenotypic variation coupled with rapid loss of genetic diversity in captive populations of Eristalis tenax (Diptera: Syrphidae): consequences for rearing and potential commercial use.</a> Journal of Economic Entomology. 107 (2), 821-832 (2014).</li><li>P&#233;rez-Ba&#241;&#243;n, C., Hurtado, P., Garc&#237;a-Gras, E., Rojo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SEM+studies+on+immature+stages+of+the+drone+flies+(diptera,+syrphidae):+Eristalis+similis+(Fallen+1817)+and+Eristalis+tenax+(Linnaeus,+1758).">SEM studies on immature stages of the drone flies (diptera, syrphidae): Eristalis similis (Fallen 1817) and Eristalis tenax (Linnaeus, 1758).</a> Microscopy Research and Technique. 76, 853-861 (2013).</li><li>Fruend, J., Linsenmair, K. E., Bluethgen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pollinator+diversity+and+specialization+in+relation+to+flower+diversity.">Pollinator diversity and specialization in relation to flower diversity.</a> Oikos. 119 (10), 1581-1590 (2010).</li><li>Biesmeijer, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+declines+in+pollinators+and+insect-pollinated+plants+in+Britain+and+the+Netherlands.">Parallel declines in pollinators and insect-pollinated plants in Britain and the Netherlands.</a> Science. 313 (5785), 351-354 (2006).</li><li>Pape, T., Evenhuis, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Systema Dipterorum, Version 1.5. , (2013).</li><li>Miranda, G. F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Key+to+the+genera+of+Nearctic+Syrphidae.">Key to the genera of Nearctic Syrphidae.</a> Canadian Journal of Arthropod Identification. 23, 1-351 (2013).</li><li>Nationalnyckeln. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Nationalnyckeln till Sveriges flora och fauna. Tv&#229;vingar: Blomflugor: Syprhidae: Syrphinae. , (2009).</li><li>Mitra, B., Roy, S., Imam, I., Ghosh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+the+hover+flies+(Syrphidae:+Diptera)+from+India.">A review of the hover flies (Syrphidae: Diptera) from India.</a> International Journal of Fauna and Biological Studies. 2 (3), 61-73 (2015).</li><li>Sengupta, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+updated+distributional+account+of+indian+hover+flies+(Insecta:+Diptera:+Syrphidae).">An updated distributional account of indian hover flies (Insecta: Diptera: Syrphidae).</a> Journal of Entomology and Zoology Studies. 4 (6), 381-396 (2016).</li><li>Shah, G. M., Jan, U., Wachkoo, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+checklist+of+hoverflies+(Diptera:+Syrphidae)+in+the+western+Himalaya,+India+.">A checklist of hoverflies (Diptera: Syrphidae) in the western Himalaya, India .</a> Acta Zool Acad Scient Hung. 60 (4), 283-305 (2014).</li><li>Francuski, L., Djurakic, M., LUDOS&#780;KI, J., MILANKOV, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Landscape+genetics+and+spatial+pattern+of+phenotypic+variation+of+Eristalis+tenax+across+Europe.">Landscape genetics and spatial pattern of phenotypic variation of Eristalis tenax across Europe.</a> Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research. 51 (3), 227-238 (2013).</li><li>Thomson, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revision+of+the+Eristalis+flower+flies+(Diptera:+Syrphidae)+of+the+Americas+south+of+the+United+States.">Revision of the Eristalis flower flies (Diptera: Syrphidae) of the Americas south of the United States.</a> Proceedings of the Entomological Society of Washington. 99 (2), 209-237 (1997).</li><li>Hull, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Review+of+the+Genus+Eristalis+Latreille+in+North+America.+Part+II.">A Review of the Genus Eristalis Latreille in North America. Part II.</a> Ohio Journal of Science. 25 (6), 285-312 (1925).</li><li>Osburn, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+in+Syrphid&#230;-IV.+Species+of+Eristalis+New+to+America,+with+Notes+on+Others.">Studies in Syrphid&#230;-IV. Species of Eristalis New to America, with Notes on Others.</a> Journal of the New York Entomological Society. 23 (2), 139-145 (1915).</li><li>Bankowska, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notes+on+syrphid+flies+(Diptera,+Syrphidae)+of+Japan.">Notes on syrphid flies (Diptera, Syrphidae) of Japan.</a> Fragmenta Faunistica. 43 (16), 203-207 (2000).</li><li>Brower, J., Brower, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+studies+of+mimicry.+8.+Further+investigations+of+honeybees+(Apis+mellifera)+and+their+dronefly+mimics+(Eristalis+spp).">Experimental studies of mimicry. 8. Further investigations of honeybees (Apis mellifera) and their dronefly mimics (Eristalis spp).</a> The American Naturalist. 99, 173-187 (1965).</li><li>Gilbert, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diurnal+activity+patterns+in+hoverfies+(Diptera,+Syphidae).">Diurnal activity patterns in hoverfies (Diptera, Syphidae).</a> Ecological Entomology. 10, 385-392 (1985).</li><li>Ottenheim, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Annual+and+diurnal+rhythms+of+Eristalis+species+(Diptera:+Syrphidae).">Annual and diurnal rhythms of Eristalis species (Diptera: Syrphidae).</a> Proceedings of the Section Experimental and Applied Entomology of the Netherlands Entomological Society (N.E.V.). 11, 169-174 (2000).</li><li>Kendall, D. A., Stradling, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+observations+on+over+wintering+of+the+drone+fly+Eristalis+tenax+Syrphidae.">Some observations on over wintering of the drone fly Eristalis tenax Syrphidae.</a> Entomologist. 105 (1311), 229-230 (1972).</li><li>Dolley, J. W., Hassett, C., Bowen, W., Phillies, G., Needham, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Culture methods for invertebrate animals. 550, (1937).</li><li>Heal, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variation+and+seasonal+changes+in+hoverfly+species:+interactions+between+temperature,+age+and+genotype.">Variation and seasonal changes in hoverfly species: interactions between temperature, age and genotype.</a> Biological Journal of the Linnean Society. 36, 251-269 (1989).</li><li>Ottenheim, M. M., Holloway, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+diet+and+light+and+larval+and+pupal+development+of+laboratory-reared+Eristalis+arbustorum+(Diptera:+Syprhidae).">The effect of diet and light and larval and pupal development of laboratory-reared Eristalis arbustorum (Diptera: Syprhidae).</a> Netherlands Journal of Zoolog. (3-4), 305-314 (1995).</li><li>Hurtado, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Estudio del ciclo de vida de s&#237;rfidos eristalinos (Diptera, Syrphidae) y bases para su cr&#237;a artificial. , (2013).</li><li>Dolley, W. L., White, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+illuminance+on+the+reversal+temperature+in+the+drone+fly,+Eristalis+tenax.">The effect of illuminance on the reversal temperature in the drone fly, Eristalis tenax.</a> Biological Bulletin. 100 (2), 84-89 (1951).</li><li>Wellington, W., Fitzpatrick, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Territoriality+in+the+drone+fly,+Eristalis+tenax+(Diptera,+Syrphidae).">Territoriality in the drone fly, Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae).</a> Canadian Entomologist. 113 (6), 695-704 (1981).</li><li>Nordstr&#246;m, K., Barnett, P. D., Moyer de Miguel, I. M., Brinkworth, R. S. A., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+in+the+hoverfly+motion+vision+pathway.">Sexual dimorphism in the hoverfly motion vision pathway.</a> Current Biology. 18 (9), 661-667 (2008).</li><li>Collett, T. S., Land, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+control+of+flight+behaviour+in+the+hoverfly,+Syritta+pipiens+L.">Visual control of flight behaviour in the hoverfly, Syritta pipiens L.</a> Journal of Comparative Physiology A. 99, 1-66 (1975).</li><li>Pitnick, S., Miller, G., Reagan, J., Holland, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Males'+evolutionary+responses+to+experimental+removal+of+sexual+selection.">Males' evolutionary responses to experimental removal of sexual selection.</a> Proceedings of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 268, 1071-1080 (2001).</li><li>Holland, B., Rice, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+removal+of+sexual+selection+reverses+intersexual+antagonists+coevolution+and+removes+a+reproductive+load.">Experimental removal of sexual selection reverses intersexual antagonists coevolution and removes a reproductive load.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96, 5083-5088 (1999).</li><li>Thyselius, M., Nordstr&#246;m, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hoverfly+locomotor+activity+is+resilient+to+external+influence+and+intrinsic+factors.">Hoverfly locomotor activity is resilient to external influence and intrinsic factors.</a> Journal of Comparative Physiology A. 202 (1), 45-54 (2016).</li><li>Heal, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colour+patterns+of+Syrphidae:+1.+Genetic+Variation+in+the+dronefly+Eristalis+tenax.">Colour patterns of Syrphidae: 1. Genetic Variation in the dronefly Eristalis tenax.</a> Heredity. 42 (2), 223-236 (1979).</li><li>Ireland, S., Turner, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+larval+crowding+and+food+type+on+the+size+and+development+of+the+blowfly,+Calliphora+vomitoria.">The effects of larval crowding and food type on the size and development of the blowfly, Calliphora vomitoria.</a> Forensic Science International. 159, 175-181 (2006).</li><li>Dolley, W. L., Golden, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+sex+and+age+on+the+temperature+at+which+reversal+in+reaction+to+light+in+Eristalis+tenax+occurs.">The effect of sex and age on the temperature at which reversal in reaction to light in Eristalis tenax occurs.</a> Biology Bulletin. 92 (3), 178-186 (1947).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Mit unseren Techniken (Abbildung 1) wurden Schwebfliegen im Labor über einen Zeitraum von mehr als 1 Jahr aufrechterhalten und in Verhaltensexperimente nach 7 Monaten in Gefangenschaft39erfolgreich eingesetzt. In der Tat, auch wenn es eingängig, der Schwebfliegen in einer natürlichen Umgebung zu halten scheint unter 12 h Licht: 12 h Dunkeln bei Raumtemperatur wesentlich sinkt ihre Lebenserwartung auf ca. 2-3 Monate. Aufrechterhaltung der E. Tenax in unserer künstlichen Winterschlaf-Zyklus für über ein Jahr deutlich länger als bisherige versucht mit verschiedenen Protokollen (77 Tage33, 4 Monate9, 18 Wochen30). Der wichtigste Einflussfaktor für diese erhöhte Langlebigkeit ist wahrscheinlich die Verwendung von künstlichen Winterschlaf bei 8-10 ° C. Durch das zyklisch brechen den Ruhezustand, alle 3-4 Tage (Schritt2, Abbildung 1), wir Schwebfliegen sowohl feed und lassen selbst pflegen, damit die Aufrechterhaltung der Ernährungszustand und das Wohlergehen der Schwebfliegen, wie eine beobachtete Zunahme im Gewicht (belegt Abbildung ( 4) und keine Änderung der lokomotorischen Tätigkeit auch nach längerem in Gefangenschaft (Abbildung 3und s.39). In der Tat brechen Berichte in der Literatur der erfolglosen Versuche zur künstlichen Winterschlaf Winterschlaf Zyklus, was zu erhöhter Sterblichkeit und das Vorhandensein von Schimmel9nicht.
Darüber hinaus gibt es einige Kontroversen in der Literatur über die Bereitstellung von Pollen als Nahrungsquelle. Mehrere Veröffentlichungen besagen, dass Blütenpollen nicht ausreichend, insbesondere zur Eiablage ist, und nur die Bereitstellung von trockenen oder in der Tat frischer Pollen geeignet9,29. Unsere Ergebnisse zeigen, dass Blütenpollen mit Honig und Wasser ergänzen, wir sehen Langlebigkeit und Eiablage, auch nach langer Gefangenschaft, mit einer Zunahme von Gewicht in beide Geschlechter (Abbildung 4) und Eiablage noch vorkommenden gesehen Frauen nach mehr als 5 Monate in Gefangenschaft39. Diese erhöhte Langlebigkeit ermöglicht es uns, die Verhalten der Schwebfliegen in allen Lebensphasen zu studieren.
Im Feld weibliche Schwebfliegen vor der saisonalen Winterschlaf befruchtet werden und bleiben im reproduktiven Diapause, wo Spermien gespeichert und Eizellen bleiben unterentwickelt, bis zum Frühjahr28. Angesichts der Tatsache, dass eine typisch weibliche 3000 Eiablage in 60 Tagen29kann, ist die Aufzucht dieser Eier daher eine schnelle und effiziente Möglichkeit, unserer Gefangenschaft Bevölkerung zu erhöhen. Unser gegenwärtige Verständnis der Faktoren, die zur Entwicklung der Eizelle nach einer Zeit der Winterruhe sind jedoch beschränkt. Temperatur, Luftfeuchte, Lichtintensität und Ernährungszustand haben alle eine Rolle bei der Kontrolle der reproduktiven Diapause28,40vorgeschlagen worden. Experimentelle Manipulation solcher Faktoren führen zu einer größeren Governance der Eiablage Timing und Preise.
Ebenso haben wir erfolgreich die Entwicklung der Larven, sowie die bewegungsapparate der Puppen, durch Lagerung in der Dunkelheit bei 8-10 ° C für 2 Wochen verzögert, obwohl Tragfähigkeit wesentlich länger sein kann. In der Tat steigerte Heal30 ein pupal Dauer von bis zu 37 Tagen wenn die pupal Temperatur von 25 ° C bis 10 ° c gesunken war Diese Strategien und verzögern die Produktion von Eiern und/oder die Entwicklung der Puppen würde eine größere Manipulation die Demografie der Gefangenschaft Bevölkerung ermöglichen.
Während zeitliche Konsistenz des Angebots von viel größerer Bedeutung für unsere Anforderungen als hoher Ertrag, dies möglicherweise wichtiger für andere Verwendungen, wie z. B. Bestäubung in Gewächshäusern ist. Wir fanden, dass bei unserer Technik mit Kaninchen Kot, wir 163 ± 34 geschlüpften Schwebfliegen aus jedem Gelege (N = 3 haben). Angesichts der Tatsache, dass ein typisches Weibchen bis zu 200 Eiern40 legt, wir können diese Ausbeute durch entweder abnehmende Überbelegung und Essen Wettbewerb oder durch Einstellung der Temperatur zu erhöhen, da diese als deutlich die Larven Wachstum9 verwickelt waren möglicherweise ,31,40,41. Es gibt jedoch keinen Hinweis darauf, dass die Basis der Medien großen Einfluss auf Ertrag32. Darüber hinaus im Gegensatz zu Kot von anderen Wirbeltieren29,30,31,42, Kaninchen Kot ist relativ geruchsfrei, so dass die Kolonie unter normalen Laborbedingungen gehalten werden ohne die Notwendigkeit für zusätzliche Belüftung. Verringerung der Dichte der Larven in den Medien oder das Hinzufügen von ernährungsphysiologischen Ergänzungen wie Hefe, sowie halten eine Konstante Temperatur zwischen 20-25 ° C, ist wahrscheinlich ausreichend Ertrag31,32, voll zu optimieren 40.
Die praktischen Aspekte des Sammelns frei fliegen Schwebfliegen oder Aufrechterhaltung einer genetisch vielfältigen Gefangenschaft Bevölkerung in ausreichender Zahl sind sowohl unpraktisch und Zeit für kleinere Forschungsprojekte restriktiv. Deshalb erlauben Aufzucht der Nachkommen von wild begatteten Weibchen und Lieferungen durch Ernte Reife Larven7, ergänzen die meisten praktischen Optionen für den ganzjährigen Einsatz von E. Tenax inmitten der Forschung. Da diese Methoden begrenzt sind, durch die Jahreszeiten in der Sammlung auftreten können, besteht ein Bedarf für beide gewährleistet die Langlebigkeit der Erwachsenen Schwebfliegen und Aufzucht Eiern vorgesehenen erfasst trächtige Weibchen.

Schwebfliegen entstehen als nützliche Modelle für die Untersuchung einer Reihe von wissenschaftlichen Fragen, einschließlich Flug Verhalten1, neuronalen Mechanismen, die Bewegung Vision2, Bestäubung Effizienz3,4, 5 , 6 und mikrobielle Immunität7. Allerdings, im Gegensatz zu einigen anderen Dipteren Modelle wie Drosophila8, gibt es keine standardisierte Protokolle für Lab Aufzucht von Schwebfliegen für den Einsatz in der wissenschaftlichen Forschung. In der Tat, auch wenn die aktuelle Literatur Methoden beschreibt für die Zucht der Hoverfly Eristalis Tenax, sind viele davon für den massenhaften Anbau von Schwebfliegen Ernte Bestäubung, Bio-Abbau von organischen Abfällen oder anatomische Studien entwickelt 9 , 10 , 11. so befassen sie sich nicht die Notwendigkeit für eine einfache Protokoll, das eine dauerhafte Versorgung der gesunde robuste Schwebfliegen, bietet gleichzeitig die genetische Fitness der Bevölkerung.
Nach Bienen und Hummeln sind Schwebfliegen eines der wichtigsten wild, Generalist Bestäuber Gruppen12,13. Es gibt etwa 6000 Hoverfly Arten weltweit14,15, mit mehr als 300 Vogelarten in Schweden16 75 Gattungen und mehr als 300 Vogelarten in 69 Gattungen in Indien17,18,19. Beispielsweise befinden sich die landwirtschaftlich wichtigen Marmelade Hoverfly Episyrphus Balteatus und die Drohne fliegen, Eristalis Tenax, denen wir uns hier konzentrieren in ganz Europa, Amerika und Asien6,16, 17,18,19,20,21,22,23,24,25. Schwebfliegen sind nicht ebenso aktiv im Laufe des Jahres noch im Laufe des Tages. In der Tat, nicht nur die Jahreszeit und die Zeit des Tages, sondern auch Schwankungen der Lichtintensität, Temperatur, Luftfeuchtigkeit und Windgeschwindigkeit, beeinflussen die Aktivitätsmuster der Schwebfliegen26,27. Im Feld Eristalis finden Sie zu jeder Zeit des Jahres in mediterranem Klima11, aber die Zahl der aktiven Schwebfliegen sind im Winter viel niedriger. Im Gegensatz dazu in kalten gemäßigten Klimaten, Eristalis über Winter überwintern und findet man nicht aktiv auf dem Gebiet von etwa im Oktober durch März28Verhalten.
Frei fliegende Schwebfliegen kann durch Saldierung im Bereich gesammelt werden. In der Tat in den mäßigen Klimata findet sie in der größten Fülle in der Mitte, am späten Vormittag auf Ruhe sonnige Tage am Ende des Sommers und in der gesamten Herbst26,27. Alternativ Reifen E. Tenax Larven, zweite oder Dritte Instar identifiziert und von zerfallenden organischen Stoffen wie Gülle Haufen oder organisch verschmutzten Bächen10,11geerntet werden können. In der Tat veröffentlichten Techniken für Lab Aufzucht von E. Tenax basieren alle auf die Steigerung der Larven in organisch verschmutzten Wasser, entweder über irgendeine Form von vegetativen oder fäkale Angelegenheit9,10,29, 30 , 31 , 32 , 33. jedoch Larven Sammlung ist begrenzt durch die Saison, und nur eine tragfähige Datenerfassungs-Tool vom späten Frühling bis Anfang Herbst11. Darüber hinaus ist die Fülle der Larven lokalen Wetterlagen, betroffen, da die Änderungen der Umgebungstemperatur die Entstehung Eiablage und Larvalentwicklung Preise9,28beeinflussen können.
Daher brauchen wir Strategien, gesunde Bestände von Schwebfliegen durch Aufzucht Larven und Eiern innerhalb des Labors zu halten, um sicherzustellen, dass das ganze Jahr über, unabhängig von der Jahreszeit oder lokale Wetterereignisse Experimente können. Die hier beschriebene Technik züchtet vor allem Schwebfliegen aus nur Wild verpaart Weibchen. Dies ist wichtig, wie eine Studie von Francuski, Et al. 10 festgestellt, dass die genetische Vielfalt eines Labors Bevölkerung von Schwebfliegen gezüchtet, ursprünglich von 120 Reifen Larven gegründet, ging schnell verloren. Sie schlug daher vor, dass genetischen Vielfalt in Kolonien, zum Zwecke der kommerziellen Ernte Bestäubung betrifft, müssen diese wieder aufgefüllt werden, oder sogar vollständig wieder hergestellt, mit Feld gesammelt Einzelpersonen jedes Frühjahr10pflegen.
Bei der Arbeit an Vision oder anderen Sinne verwendet in Balz und Paarung empfehlen wir somit Erhaltung genetischen Vielfalt, Wiederherstellung der Kolonie oder durch Auffüllen der Kolonie mit Feld erfasst Personen regelmäßig. Dies ist wichtig, da sexuelle Selektion die Gendrift der Bevölkerung betrifft. In der Tat, in die wilden, männliche Schwebfliegen müssen Sie zu identifizieren und geeignete Verknüpfungen abzufangen sowie konkurrieren mit anderen Männchen zur Paarung Rechte verteidigen ihre Territorien34. Dieser Prozess stellt sicher, dass Männer mit dem besten Vision und räumliche Aufmerksamkeit die erfolgreichsten dürften in der Paarung, und daher werden diese Eigenschaften an die nächste Generation weitergegeben. Der resultierende Effekt dieser laufenden Prozesse ist, teilweise durch die Anwesenheit von sexuellen Dimorphisms in den visuellen Weg von Schwebfliegen35,36nachgewiesen. In Gefangenschaft Männer haben nicht die gleichen Hindernisse für erfolgreiche Paarung im Bereich: Erstens Weibchen sind leicht zugänglich, und zweitens die kleinen, geschlossene Gehäuse negiert die Wirkung der territoriale Verhaltensweisen, die zur Abschreckung des Paarung Zugriff des anderen zu handeln wettbewerbsfähige Männchen. Die experimentelle Beseitigung der sexuellen Selektion in Drosophila Melanogaster, nachweislich haben erhebliche Auswirkungen auf die Gefangenschaft Populationen mit einer Abnahme der Körper Gesamtgröße, Hoden-Größe und Sperma Produktion37und ermäßigten männlich Balz Verhaltensweisen38. So kann ein Gefangener Zuchtprogramm, ohne Rücksicht auf die sexuelle Selektion, einen profunden Effekt auf beiden visuellen und Verhaltensstörungen anschließend durchgeführten Studien haben.
Hier beschreiben wir eine einfache und kostengünstige Lösung liefert eine konsistente Lieferung von gesunden Schwebfliegen. Das Protokoll ist flexibel und einfach neu starten und/oder gehobene, je nach den Anforderungen der Forschung.

<table><tbody><tr><td>Bee Pollen</td><td>Forest Super Foods</td><td></td><td>any brand of bee pollen is suitable</td></tr><tr><td>Honey</td><td>Bramwells</td><td></td><td>any brand of liquid honey is suitable</td></tr><tr><td>Rabbit Faeces</td><td></td><td></td><td>can be substituted with cow or pig manure made into a slurry</td></tr><tr><td>BugDome</td><td>Australia Entomological Supplies</td><td>EM42222</td><td></td></tr><tr><td>Plastic Bags</td><td>Woolworths Homebrand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mosquito netting</td><td>Clas Ohlson</td><td>34-1113</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Balls</td><td>Woolworths Select</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fridge</td><td>Hisense</td><td></td><td>fridge needs to maintain a stable 8-10&amp;deg;C&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Buckets (2-3L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Large plastic tubs (30L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wood shavings</td><td>Pollards Sawdust Supplies</td><td>MaxiFlake (75)&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Bag clips</td><td>IKEA</td><td>Bevara 303.391.70</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish (100mm x 20mm)</td><td>Corning</td><td>430167</td><td></td></tr></tbody></table>

rearing and long-term maintenance of eristalis tenax hoverflies for research studies

Mit circa 6000 Arten weltweit sind Schwebfliegen ökologisch wichtiger als alternative Bestäuber zu domestizierten Honigbienen. Allerdings sind sie auch eine nützliche wissenschaftsmodell Bewegung Vision und Flug-Dynamik in einer kontrollierten Laborumgebung zu studieren. Die Larven entwickeln sich in organisch verschmutzten Wassers, sind nützliche Modelle für die Untersuchung von Investitionen in mikrobiellen Immunität. Während groß angelegte kommerzielle Zucht für die Landwirtschaft bereits der Fall ist, gibt es keine standardisierte Protokolle für die Aufrechterhaltung der Gefangenschaft Bevölkerung für wissenschaftliche Studien. Dies ist wichtig als kommerzielle Erhaltungszucht-Programme mit Schwerpunkt auf Masse Ausgang während Peak Bestäubung Perioden fehlschlagen eine Bevölkerung bereitstellen, die konsequente, stabil und robust das ganze Jahr wie oft für andere Zwecke benötigt wird. Daher ist eine Methode aufzubauen, zu pflegen und aktualisieren eine Gefangenschaft Forschung Bevölkerung erforderlich. Hier beschreiben wir die Nutzung eines künstlichen Winterschlaf-Zyklus, neben Ernährungs- und Gehäuse Vorgaben für die langfristige Erhaltung von Eristalis Tenax. Mit diesen Methoden haben wir deutlich erhöht, die Gesundheit und Langlebigkeit der Gefangenschaft Populationen von E. Tenax im Vergleich zu früheren Berichten. Wir diskutieren darüber hinaus kleine Aufzucht Methoden und Möglichkeiten zur Optimierung der Erträge und Manipulation Bevölkerung Demographie.

Wir haben eine drei-Wege-Strategie entwickelt, die eine gesunde Bevölkerung für visuelle und Verhaltensstörungen Studien (in Abbildung 1zusammengefasst) verwaltet. Unsere Methode beginnt mit der Sammlung von Schwebfliegen aus der Natur (Schritt 1, Abbildung 1). In unserem Labor Schwebfliegen sind untergebracht im Insekt Käfige oder Plastiktüten, unter einem künstlichen Winterschlaf-Zyklus (Schritt2, Abbildung 1), erheblich verlängern ihre Lebensdauer. Für erhöhte Zahlen können Nachkommen von Wild verpaart Weibchen (Schritt 3, Abbildung 1) aufgezogen werden.
Wir haben festgestellt, dass fangen eine große Zahl von wilden Schwebfliegen ist eine Zeit intensiver bemühen, auch wenn ökologische Bedingungen günstig sind. Im Gegensatz dazu geerntet die erfolgreiche Aufzucht von Reife Larven aus den Gruben der Gülle von Rindern Farms ist eine weit effizientere Möglichkeit, Quelle zahlreicher wild Schwebfliegen (Schritt 1, Abbildung 1), bei uns sammeln bis zu 700 Larven in 0,03 m3 dung. Darüber hinaus haben unsere Techniken zur hinteren Eiablage erfassten trächtige Weibchen erwies sich als erfolgreich (Schritt 3, Abbildung 1). Weibchen gefangen in einem mediterranen Klima (Adelaide) im Herbst und Wintermonaten legte mehrere Chargen von Eiern, mit 24 Clustern von 19 Frauen in einem Zeitraum von 20 Wochen beobachtet. Diese Ei-Chargen wurden 10 ins Wasser, platziert, die alle fruchtbar und führte zu das Schlüpfen der Larven waren. 3 Gruppen von Larven wurden dann über diesen Punkt hinaus, und in den Kaninchen Kot Gülle platziert, wodurch 163 ± 34 (Mittelwert ± SD, N = 3) entstanden Schwebfliegen, mit keine beobachteten Gender-Bias (Abbildung 2).
Der Zustand dieser Schwebfliegen Labor aufgezogen wurde durch einen Vergleich des Gewichts und Bewegungsorgane Aktivität des weiblichen Schwebfliegen im Vergleich zu Feld erfasst Personen bestimmt. Allgemeiner lokomotorischer Aktivität wurde anhand einer Bewegungsorgane Activity Monitoring System (LAMS), wie zuvor beschrieben39. Keine signifikanten Unterschiede in Gewicht(Abbildung 3)oder eine Aktivität (Abb. 3B) wurden zwischen Labor aufgezogen und wild Gefangenen Schwebfliegen beobachtet, nach 4 Monaten in Gefangenschaft unter unseren künstlichen Winterschlaf Zyklus. Als E. Tenax im Labor ohne den Einsatz eines künstlichen Winterschlaf-Zyklus beibehalten wurden, sahen wir eine signifikante Abnahme der Langlebigkeit, mit einer Lebensdauer von 2,5 bis 3 Monate (73 ± 7 Tage für 5 Hündinnen) und 79 ± 4 Tage für 11 Männer. Wenn die Schwebfliegen in künstlichen Winterschlaf gehalten wurden, konnten sie mehr als 12 Monate leben.
Darüber hinaus wurde die Wirkung der langfristige Wartung, mit unseren beschriebenen Methoden weiter durch einen Vergleich der Gewichte im Laufe der Zeit für beide Geschlechter Labor aufgezogen Schwebfliegen bewertet. Wir beobachten eine deutliche Zunahme von Gewicht über einen Zeitraum von 4 Monaten für beide Geschlechter, mit Frauen, die konsequent mit einem Gewicht von mehr als ihre männlichen Kollegen (p < 0,0001, zwei-Wege-ANOVA, N = 12, Abbildung 4).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig1.jpg"> Abbildung 1: Flussdiagramm umreißt die Methoden zur Aufrechterhaltung der gesunden Gefangenschaft Bevölkerung der E. Tenax. (1) beginnt die hier beschriebene Vorgehensweise mit Sammlung von beiden Reife Larven aus Kuhmist (Schritt 1.2) oder frei fliegenden Schwebfliegen (Schritt 1.3). (2) die Schwebfliegen in Insekt Käfige oder Plastiktüten, abhängig von Zahl untergebracht sind. Sie sind in einem künstlichen Winterschlaf-Zyklus bei 8-10 ° C, die gebrochen alle 3-4 Tage gehalten. (3) erfasste Larven bleiben in ihrer Kuhdung (Schritt 3.2). Eiablage im Labor befinden sich in einem Kaninchen Kot Gülle (Schritt 3.3). Wenn Sie Reife erreichen, kriechen 3rd Instar Larven in die umliegenden Sägemehl wo verpuppen sie. Bewegungsapparate tritt nach 6-10 Tage, und die geschlüpften Schwebfliegen befinden sich im Gehäuse (Schritt2). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57711/57711fig1large.jpg">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterladen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig2v3.jpg"> Abbildung 2:   Zahl und Geschlechterverhältnis, E. Tenax erfolgreich aufgezogen aus einzelnen Ei Chargen. Die Daten zeigen die Zahlen von E. Tenax die geschlüpften von Puppen aus 3 Chargen von Eiern entwickelt gelegt in unserem Labor. Die Eiablage wurden von Wildfang Weibchen. Die Daten sind farblich kodiert für das Geschlecht der fliegen. Es gibt keinen signifikanten Unterschied im Verhältnis.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig3v3.jpg"> Abbildung 3:   Beurteilung der Gesundheit der Bevölkerung im Labor gezüchtet und Feld weibliche Schwebfliegen nach langfristig Gefangenschaft gesammelt. (A) Gewichtsvergleich zwischen Labor aufgezogen und Feld erfasst weibliche Schwebfliegen nach 4 Monaten in Gefangenschaft unter künstlichen Winterschlaf (N = 12). (B) Aktivität der Labor aufgezogen und Feld erfasst weibliche Schwebfliegen nach 4 Monaten in Gefangenschaft unter künstlichen Winterschlaf. Die Schwebfliegen lokomotorische Aktivität wurde in ein Bewegungsapparat Tätigkeit von ihnen brechen einen Infrarot-Strahl während Bewegung gemessen. Wie zuvor, wir die Aktivität über 6,7 Stunden mitten am Tag, am zweiten vollen Tag in der Activity Monitor Bewegungsapparat39 gemittelt (NFeld gefangen= 9, NLabor aufgezogen= 12). Die zentrale Marke von jedem Boxplot zeigt den Median, erstrecken sich die Kanten des Quaders 25th zu 75th Perzentile der Daten und die barthaare vom Minimum auf das Maximum der Daten.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig4v3.jpg"> Abbildung 4:   Vergleich der Wirkung von langfristigen Wartung auf das Gewicht der Labor aufgezogen Schwebfliegen beiderlei Geschlechts. Die Daten zeigen die Hoverfly Gewicht als Funktion der Zeit in Gefangenschaft unter künstlichen Winterschlaf gehalten. Wie alle Schwebfliegen, von der Eiablage in unserem Labor (N = 12 an jeder Datenpunkt) und t aufgezogen wurden = 0 gleich mal von pupal Schraffuren, die Zeit in Gefangenschaft ist identisch mit dem Alter der Tiere. Die zentrale Marke von jedem Boxplot zeigt den Median, erstrecken sich die Kanten des Quaders 25th zu 75thPerzentile der Daten und die barthaare vom Minimum auf das Maximum der Daten.

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Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

Aufzucht und langfristige Wartung von Schwebfliegen Eristalis Tenax für Forschungsstudien

Das übergeordnete Ziel dieser Verfahren ist aufzubauen, zu pflegen und aktualisieren eine Gefangenschaft Bevölkerung von Eristalis Tenax inmitten der Forschung.

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are ...

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Research

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Environment

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

13.4K Aufrufe.  Flinders University. Das übergeordnete Ziel dieser Verfahren ist aufzubauen, zu pflegen und aktualisieren eine Gefangenschaft Bevölkerung von Eristalis Tenax inmitten der Forschung.

Serie: Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on insects during their metamorphic development. Here, the implants are fused within the structure and function of the neuromuscular system as a result of metamorphic tissue remaking. The implants emerge with the insect where the development of tissue around the electronics during pupal development results in a bioelectrically and biomechanically enhanced tissue interface. This relatively more reliable and stable interface would be beneficial for many researchers exploring the neural basis of the insect locomotion with alleviated traumatic effects caused during adult stage insertions. In this article, we implant our electrodes into the indirect flight muscles of Manduca sexta. Located in the dorsal-thorax, these main flight powering dorsoventral and dorsolongitudinal muscles actuate the wings and supply the mechanical power for up and down strokes. Relative contraction of these two muscle groups has been under investigation to explore how the yaw maneuver is neurophysiologically coordinated. To characterize the flight dynamics, insects are often tethered with wires and their flight is recorded with digital cameras. We also developed a novel way to tether Manduca sexta on a magnetically levitating frame where the insect is connected to a commercially available wireless neural amplifier. This set up can be used to limit the degree of freedom to yawing &#8220;only&#8221; while transmitting the related electromyography signals from dorsoventral and dorsolongitudinal muscle groups.

We present a novel surgical procedure to implant electrodes in Manduca sexta during its early metamorphic stages. This technique allows mechanically stable and electrically reliable coupling with the neuromuscular tissue to study flight neurophysiology dynamics. We also present a novel magnetic levitation platform for tethered studies of insect yaw.

Frühe Metamorphic Insertion Technologie für Fluginsektenverhaltensüberwachung

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Forschung

Verhalten

Flying Insect Detection and Classification with Inexpensive Sensors

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow for the development of many useful applications in vector and pest control for both medical and agricultural entomology. Given this, the last sixty years have seen many research efforts devoted to this task. To date, however, none of this research has had a lasting impact. In this work, we show that pseudo-acoustic optical sensors can produce superior data; that additional features, both intrinsic and extrinsic to the insect&#8217;s flight behavior, can be exploited to improve insect classification; that a Bayesian classification approach allows to efficiently learn classification models that are very robust to over-fitting, and a general classification framework allows to easily incorporate arbitrary number of features. We demonstrate the findings with large-scale experiments that dwarf all previous works combined, as measured by the number of insects and the number of species considered.

We proposed a system that uses inexpensive, noninvasive pseudo-acoustic optical sensors to automatically and accurately detect, count, and classify flying insects based on their flying sound.

Fliegen-Insekt Erkennung und Klassifizierung mit preiswerten Sensoren

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow ...

Biotechnik

Mass-Rearing and Molecular Studies in Tortricidae Pest Insects

Tortricidae (Lepidoptera), commonly known as tortrix or leafroller moths, comprises many agricultural and forestry pests, which cause serious agricultural losses. To understand the biology of such pest moths, fundamental techniques have been in high demand. Here, methods for mass-rearing, observations, and molecular studies are developed using two tea tortrix, Homona magnanima and Adoxophyes honmai (Lepidoptera: Tortricidae). Insects were mass-reared with sliced artificial diet and maintained by inbreeding for over 100 generations by considering their biological characteristics. Insects have various sex dimorphisms; hence it is difficult to distinguish the sex during the developing stages, which have prevented subsequent assays. The present work highlighted that the sex of tortricids larvae could be determined by observing testes or lactic-acetic orcein staining to visualize the female-specific W chromosome. Moreover, using the sex determination methods, the present study enabled nucleic acid extractions from sex determined embryos and application toward high throughput sequencing. These tips are applicable for other pest insects and will facilitate further morphological and genetic studies.

The present protocol describes the rearing method of tortricid pest insects in the laboratories. The procedures to distinguish insects' sex and extract nucleic acids for high throughput sequencing are established using two tortricid pests.

Massenaufzucht und molekulare Studien an Tortricidae-Schädlingen

Tortricidae (Lepidoptera), commonly known as tortrix or leafroller moths, comprises many agricultural and forestry pests, which cause serious agricultural ...

Umwelt

A Proboscis Extension Response Protocol for Investigating Behavioral Plasticity in Insects: Application to Basic, Biomedical, and Agricultural Research

Insects modify their responses to stimuli through experience of associating those stimuli with events important for survival (e.g., food, mates, threats). There are several behavioral mechanisms through which an insect learns salient associations and relates them to these events. It is important to understand this behavioral plasticity for programs aimed toward assisting insects that are beneficial for agriculture. This understanding can also be used for discovering solutions to biomedical and agricultural problems created by insects that act as disease vectors and pests. The Proboscis Extension Response (PER) conditioning protocol was developed for honey bees (Apis mellifera) over 50 years ago to study how they perceive and learn about floral odors, which signal the nectar and pollen resources a colony needs for survival. The PER procedure provides a robust and easy-to-employ framework for studying several different ecologically relevant mechanisms of behavioral plasticity. It is easily adaptable for use with several other insect species and other behavioral reflexes. These protocols can be readily employed in conjunction with various means for monitoring neural activity in the CNS via electrophysiology or bioimaging, or for manipulating targeted neuromodulatory pathways. It is a robust assay for rapidly detecting sub-lethal effects on behavior caused by environmental stressors, toxins or pesticides.
We show how the PER protocol is straightforward to implement using two procedures. One is suitable as a laboratory exercise for students or for quick assays of the effect of an experimental treatment. The other provides more thorough control of variables, which is important for studies of behavioral conditioning. We show how several measures for the behavioral response ranging from binary yes/no to more continuous variable like latency and duration of proboscis extension can be used to test hypotheses. And, we discuss some pitfalls that researchers commonly encounter when they use the procedure for the first time.

The Proboscis Extension Response (PER) conditioning protocol, developed for the honey bee (Apis mellifera), provides an ecologically-relevant and easily quantifiable means for studying several different mechanisms of learning in many insect species.

Eine Nasennebenschutz-Protokoll für die Untersuchung Verhaltensplastizität bei Insekten: Anwendung auf Grund, Biomedizinische und Agrarforschung

Insects modify their responses to stimuli through experience of associating those stimuli with events important for survival (e.g., food, mates, threats). ...

Neurowissenschaften

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, chikungunya and Zika. Wolbachia-infected mosquitoes can be released into the field to either reduce population sizes through incompatible matings or to transform populations with mosquitoes that are refractory to virus transmission. For these strategies to succeed, the mosquitoes released into the field from the laboratory must be competitive with native mosquitoes. However, maintaining mosquitoes in the laboratory can result in inbreeding, genetic drift and laboratory adaptation which can reduce their fitness in the field and may confound the results of experiments. To test the suitability of different Wolbachia infections for deployment in the field, it is necessary to maintain mosquitoes in a controlled laboratory environment across multiple generations. We describe a simple protocol for maintaining Ae. aegypti mosquitoes in the laboratory, which is suitable for both Wolbachia-infected and wild-type mosquitoes. The methods minimize laboratory adaptation and implement outcrossing to increase the relevance of experiments to field mosquitoes. Additionally, colonies are maintained under optimal conditions to maximize their fitness for open field releases.

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes infected with Wolbachia are being released into natural populations to suppress the transmission of arboviruses. We describe methods to rear Ae. aegypti with Wolbachia infections in the laboratory for experiments and field release, taking precautions to minimize laboratory adaptation and selection.

Pflege, Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infizierte

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

Biologie

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Labor Aufzucht von stabil fliegen und andere moosigen Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

At-Risk Butterfly Captive Propagation Programs to Enhance Life History Knowledge and Effective Ex Situ Conservation Techniques

Improving knowledge of ex situ best practices for at-risk butterflies is important for generating successful conservation and recovery program outcomes. Research on such captive populations can also yield valuable data to address key information gaps about the behavior, life history, and ecology of the target taxa. We describe a protocol for captive propagation of the federally endangered Cyclargus thomasi bethunebakeri that can be used as a model for other at-risk butterfly ex situ programs, especially those in the family Lycaenidae. We further provide a simple and straightforward protocol for recording various life history metrics that can be useful for informing ex situ methodologies as well as adapted for laboratory studies of other lepidoptera.

Here, we present protocols for 1) the laboratory captive propagation of the federally endangered Miami blue butterfly (Cyclargus thomasi bethunebakeri), and 2) assessing basic life history information such as immature development time and number of larval stadia. Both methods can be adapted for use with other ex situ conservation programs.

Risikogefährdete Programme zur Vermehrung von Schmetterlingen, um das Wissen um die Lebensgeschichte und effektive Ex-Situ-Konservierungstechniken zu verbessern

Improving knowledge of ex situ best practices for at-risk butterflies is important for generating successful conservation and recovery program outcomes. ...

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human food. Outside its native range, culturing G. bimaculatus is feasible due to its dietary plasticity, rapid reproductive cycle, lack of diapause requirement, tolerance for high-density rearing, and robustness against pathogens. Thus, G. bimaculatus can be&#160;a versatile model for studies of insect physiology, behavior, embryology, or genetics.
Cultural parameters, such as stocking density, within-cage refugia, photoperiod, temperature, relative humidity, and diet, all impact cricket growth, behavior, and gene expression and should be standardized. In the burgeoning literature on farming insects for human consumption, these crickets are frequently employed to evaluate candidate feed admixtures derived from crop residues, food-processing byproducts, and other low-cost waste streams.
To support ongoing experiments evaluating G. bimaculatus growth performance and nutritional quality in response to variable feed substrates, a comprehensive set of standard protocols for breeding, upkeep, handling, measurement, and euthanasia in the laboratory was developed and is presented here. An industry-standard cricket feed has proven nutritionally adequate and functionally appropriate for the long-term maintenance of cricket breeding stocks, as well as for use as an experimental control feed. Rearing these crickets at a density of 0.005 crickets/cm3 in screen-topped 29.3 L polyethylene cages at an average temperature of 27 &#176;C on a 12 light (L)/12 dark (D) photoperiod, with moistened coconut coir serving both as hydration source and oviposition medium has successfully sustained healthy crickets over a 2-year span. Following these methods, crickets in a controlled experiment yielded an average mass of 0.724 g 0.190 g at harvest, with 89% survivorship and 68.2% sexual maturation between stocking (22 days) and harvest (65 days).

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

This paper outlines basic methods to standardize important factors such as density, feed availability, hydration source, and environmental controls for the long-term rearing of laboratory cultures of the edible cricket, Gryllus bimaculatus.

Erhaltung von Laborkulturen von Gryllus bimaculatus, einem vielseitigen Orthopteran-Modell für die Insektenzucht und die Physiologie wirbelloser Tiere

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human ...

Künstliche Aufzucht und Schwermetalltoleranz bei Kohl-Weißschmetterlingen

Rearing the Cabbage White Butterfly (Pieris rapae) in Controlled Conditions: A Case Study with Heavy Metal Tolerance

The cabbage white butterfly (Pieris rapae) is an important system for applied pest control research and basic research in behavioral and nutritional ecology. Cabbage whites can be easily reared in controlled conditions on an artificial diet, making them a model organism of the butterfly world. In this paper, a manipulation of heavy metal exposure is used to illustrate basic methods for rearing this species. The general protocol illustrates how butterflies can be caught in the field, induced to lay eggs in greenhouse cages, and transferred as larvae to artificial diets. The methods show how butterflies can be marked, measured, and studied for a variety of research questions. The representative results give an idea of how artificial diets that vary in components can be used to assess butterfly performance relative to a control diet. More specifically, butterflies were most tolerant to nickel and least tolerant to copper, with a tolerance of zinc somewhere in the middle. Possible explanations for these results are discussed, including nickel hyper-accumulation in some mustard host plants and recent evidence in insects that copper may be more toxic than previously appreciated. Finally, the discussion first reviews variations to the protocol and directions for troubleshooting these methods, before considering how future research might further optimize the artificial diet used in this study. Overall, by providing a detailed video overview of the rearing and measurement of cabbage whites on artificial diets, this protocol provides a resource for using this system across a wide range of studies.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Toleranz von Kohlschmetterlingen gegenüber städtischen Schadstoffen 

This paper presents a detailed protocol for rearing the cabbage white butterfly in controlled lab conditions with an artificial diet, which allows precise manipulations of early-life nutrition and toxin exposure. The representative results show how heavy metal toxicity can be assayed with this protocol.

Aufzucht des Kohlweißlings (Pieris rapae) unter kontrollierten Bedingungen: Eine Fallstudie mit Schwermetalltoleranz

The cabbage white butterfly (Pieris rapae) is an important system for applied pest control research and basic research in behavioral and nutritional ...

Aufzucht und langfristige Wartung von Schwebfliegen Eristalis Tenax für Forschungsstudien

Zusammenfassung

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Frühe Metamorphic Insertion Technologie für Fluginsektenverhaltensüberwachung

Fliegen-Insekt Erkennung und Klassifizierung mit preiswerten Sensoren

Massenaufzucht und molekulare Studien an Tortricidae-Schädlingen

Eine Nasennebenschutz-Protokoll für die Untersuchung Verhaltensplastizität bei Insekten: Anwendung auf Grund, Biomedizinische und Agrarforschung

Pflege, Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infizierte

Labor Aufzucht von stabil fliegen und andere moosigen Diptera

Risikogefährdete Programme zur Vermehrung von Schmetterlingen, um das Wissen um die Lebensgeschichte und effektive Ex-Situ-Konservierungstechniken zu verbessern

Erhaltung von Laborkulturen von Gryllus bimaculatus, einem vielseitigen Orthopteran-Modell für die Insektenzucht und die Physiologie wirbelloser Tiere

Aufzucht des Kohlweißlings (Pieris rapae) unter kontrollierten Bedingungen: Eine Fallstudie mit Schwermetalltoleranz

Aufzucht des Kohlweißlings (Pieris rapae) unter kontrollierten Bedingungen: Eine Fallstudie mit Schwermetalltoleranz