Ringraziamo D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, r. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, r. Slade e Yescas E. per assistenza tecnica. Supporto parziale è stato fornito da USDA-agricole ricerca servizio, USDA Istituto nazionale per l'alimentazione e l'agricoltura estensione IPM programma e Pest Management alternative speciali progetti, Cotton Incorporated, Arizona Associazione dei coltivatori di cotone, cotone Fondazioni, USDA-cri, NAPIAP (regione occidentale) e progetti speciali regione occidentale IPM.

Nota: le tecniche descritte di seguito sono considerate parziale vita tabelle perché non includere in modo esplicito la riproduzione o la mortalità degli stadi adulti. La coorte di termine è equivalente a generazione perché esamina mortalità dall'uovo alla fase adulta.
 1. stabilire campo siti <ol><li>tabelle di vita condotta in qualsiasi momento durante la crescita del raccolto una volta che gli insetti sono presenti. La scelta di quando effettuare gli studi dipenderà di scopi e obiettivi della ricerca.</li>
	<li>Selezionare le due righe del raccolto vicino al centro della trama per minimizzare gli effetti di bordo dalle circostanti piazzole o aree incolte. Contrassegnare la testa di ogni riga con un flag di filo o un paletto di legno per facilitare la rilocazione facile una volta che il raccolto ottiene grande.</li>
	<li>Spostare 3-4 m dal bordo della trama parallela alla riga. Utilizzare una riga per stabilire coorti di uovo e il secondo per stabilire coorti ninfa</li></ol> 2. Stabilire uovo coorti <ol><li>usare una lente d'ingrandimento: 8x per cercare appena le uova deposte sul lato inferiore delle foglie nella parte superiore del gambo principale della pianta del cotone (in genere il secondo o terzo nodo dall'alto). 
	Nota: Fasi di vita di b. tabaci sono generalmente distribuiti verticalmente nel baldacchino pianta con le uova nella parte superiore della pianta e progressivamente più grandi fasi nymphal qui sotto. In questo modo perché la pianta aggiunge foglie sopra il sito di deposizione delle uova iniziale come cresce e 1 st instar ninfe trasferirsi sull'anta stessa con l'uovo.
	<ol><li>Uso un potere superiore 15 X lente per osservare uova fresche e verificare i dati prima di utilizzare l'obiettivo 8x per contrassegnare l'insetto. Uova fresche hanno una brillante colorazione bianca sotto la lente e si distinguono dalle uova che sono vecchio (figure 1A e 1B). Uova di scuriscono un colore tannish Man mano che maturano.</li>
	</ol></li> <li>Utilizzare un pennarello indelebile nero non tossico, ultra-fine-punto per disegnare un piccolo cerchio intorno all'uovo. Disegnare il cerchio piccolo abbastanza per minimizzare la probabilità di una donna che posa un altro uovo all'interno del cerchio più tardi.
	<ol><li>Tagliare un buco o fessura nel lato del 8 X lente d'ingrandimento con un seghetto o un trapano affinché la penna può essere inserita e visto attraverso la lente quando si disegna ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Ripetere questo processo sulla foglia stessa, se possibile, per contrassegnare altre uova, segnando un totale di non più di quattro uova su una singola foglia e non più di un uovo per settore di foglia. Per il cotone, la foglia è suddivisa in quattro settori da tre nervature principali ( Figura 3).</li>
	<li>Legare una piccola etichetta di cartone leggera intorno il picciolo della foglia contenenti uova contrassegnato. Numero del tag e includono notazione per il numero di trama o trattamento secondo il disegno sperimentale ( Figura 2B).</li>
	<li>Legare una lunghezza lunga di 1 m di nastro diminuente attorno al fusto principale nella parte superiore della pianta. Utilizzare un legame di arco-stile, in modo che il nastro può essere facilmente spostato come necessario tenerlo visibile per ripetute visite a questa posizione nel campo.</li>
	Numero di <li>foglia di record e informazioni posizionali su un notebook portatile analogico o elettronico (tabella 1). Informazioni posizionali utilizza i settori della foglia più finemente nota posizione (ad es., 1-1, 1-2, 1-4 denotano le uova nei settori 1, 2 e 4 sul foglio #1).</li>
	<li>Stabilire ogni coorte in un solo giorno. 
	Nota: Un gruppo in un determinato terreno è composto da un minimo di 50 uova totale.
	<ol><li>Non più di una foglia di uso per pianta per distribuire meglio i membri della coorte. 
		Nota: A seconda della densità dell'insetto, questo può essere costituito da ovunque da 13 foglie con 3-4 uova ciascuno o 50 fogli con un uovo ogni. Le diverse piante sono selezionate per distribuire le foglie contrassegnate lungo tanto della riga possibile.</li>
	</ol></li></ol> 3. Stabilire la ninfa coorti <ol><li>uso un 8x lente d'ingrandimento per cercare appena depositato 1 st instar ninfe sulla parte inferiore delle foglie circa 3-5 foglie verso il basso dalla parte superiore del gambo principale della pianta del cotone. Utilizzare una lente X 15 per verificare identificazione prima marcatura utilizzando l'8x lente.</li>
	<li>Utilizzare un pennarello indelebile nero non tossico, ultra-fine-punto per disegnare un piccolo cerchio intorno la ninfa. Disegnare il cerchio piccolo abbastanza per minimizzare la probabilità di un crawler sedimentazione all'interno del cerchio più tardi. 
	Nota: Appena schiusi 1 st instar ninfe sono chiamate crawler, che può spostare diversi cm durante le prime ore dopo uova schiudono. Esso allora &#34; si deposita &#34; su un sito dove alimentano e muta senza mai muoversi nuovamente fino a quando l'adulto emerge. Questi depositati 1 st instar ninfe ( Figura 1) si distinguono dal crawler. In primo luogo, essi sono immobili e secondo, sono più 2-dimensionale e laici stretti e piatto sulla foglia e hanno un colore ambrato leggermente più traslucido.
	<ol><li>Tagliare un buco o fessura nel lato del 8 X lente d'ingrandimento con un seghetto o un trapano affinché la penna può essere inserita e visto attraverso la lente quando si disegna ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Ripetere questo processo sulla foglia stessa, se possibile, per contrassegnare altre ninfe, ninfe non più di quattro su un foglio singolo e non più di una ninfa per settore di foglia di marcatura. Per il cotone, la foglia è suddivisa in quattro settori da tre nervature principali ( Figura 3).</li>
	<li>Legare una piccola etichetta di cartone leggera intorno il picciolo della foglia contenenti contrassegnata Ninfa. Numero del tag e includono notazione per il numero di trama o trattamento secondo il disegno sperimentale ( Figura 2B).</li>
	<li>Legare una lunghezza lunga di 1 m di nastro diminuente attorno al fusto principale nella parte superiore della pianta. Utilizzare un legame di arco-stile, in modo che il nastro può essere facilmente spostato come necessario tenerlo visibile per ripetute visite a questa posizione nel campo.</li>
	Numero di <li>foglia di record e informazioni posizionali su un notebook portatile analogico o elettronico (tabella 1). Informazioni posizionali utilizza i settori della foglia più finemente nota posizione (ad es., 1-1, 1-2, 1-4 denotano ninfe nei settori 1, 2 e 4 sul foglio #1).</li>
	<li>Per garantire che si stabilirono 1 st instar ninfe e non crawler sono contrassegnati, tornare indietro per ogni foglia contrassegnato e osservare l'insetto contrassegnato circa 1-2 h dopo la configurazione iniziale. Sottolineando di depositato ninfe possono essere necessarie.</li>
	<li>Stabilire ogni coorte in un solo giorno. 
	Nota: Un gruppo in un determinato terreno è composto da un minimo di 50 ninfe totale. Non più di una foglia è utilizzata per pianta per distribuire meglio i membri della coorte. A seconda della densità dell'insetto, questo può essere costituito da ovunque da 13 foglie con 3-4 ninfe ogni o 50 fogli con una ninfa ogni. Le diverse piante sono selezionate per distribuire le foglie contrassegnate lungo tanto della riga come possibile. A causa di 1 ° instar crawler stadio, le uova contrassegnate nel protocollo 2 non sono gli stessi insetti che sono poi seguiti come ninfas. così, nessuna mortalità crawler è misurata e la tabella di vita è leggermente sconnesso in tempo perché uovo e ninfa coorti sono in genere stabiliti nello stesso giorno. La ricerca ha dimostrato il crawler mortalità è trascurabile e può essere essenzialmente ignorato 30.</li>
</ol> 4. Osservazione e registrazione di Egg Hatch e mortalità <ol><li>dopo 8-10 d (28-32 ° C; condizioni medie di estate Arizona) dopo l'istituzione delle coorti di uovo, raccogliere le foglie contenenti uova contrassegnate e tornare al laboratorio per l'osservazione sotto un microscopio per dissezione. Le uova sono troppo piccole per valutare chiaramente la mortalità e le cause di mortalità nel campo.</li>
	<li>Determinare le cause di morte per le uova e registrare sul quaderno avviata presso stabilimento di coorte (tabella 1). 
	Nota: La morte è caratterizzato come dislocazione, predazione o inviability. Dislocazione: l'uovo è mancante a causa di eventi atmosferici (vento, che soffia polvere, pioggia) o masticare predazione. Predazione: predatori succhiare lasciano alle spalle un corion compresso ( Figura 4 K). Uova covate possono apparire crollate, ma ci sarà una fessura verticale in corion dell'uovo. Utilizzare un pin minuten per stuzzicare il corion sulla foglia sotto il microscopio per cercare questa fessura. Inviability: le uova non si schiudono dopo il periodo di 8-10 d e sono di un colore marrone scuro. Sotto Arizona estate condizioni (28-32 ° C) uova sarebbero normalmente schiudono in 5-7 giorni. Questo può essere diverso in altre regioni e potrà essere necessario in tempo di raccolta dal campo.</li>
</ol> 5. Osservazione e registrazione di sviluppo Ninfale e mortalità <ol><li>uno o due giorni dopo l'istituzione di coorte, utilizzare una lente X 15 per valutare lo sviluppo di ninfe e assegnare una causa di mortalità se morto. Formulare osservazioni almeno tre volte alla settimana (ogni altro giorno).
	Dimensione relativa <ol><li>uso ( Figura 1 -G) e il momento dopo l'istituzione di valutare instar. 
		Nota: Ci sono quattro postembrionale Ninfale e sviluppo è rapido in condizioni di estate di Arizona (28-32 ° C) con ciascuno dei primi tre stadi durano circa 2 d e lo stadio finale dura 3-5 p (totale sviluppo Ninfale 2 settimane o meno). Nuovi osservatori dovrebbero imparare instar dimensioni osservando insetti allevati in laboratorio o serra sulla pianta ospite di interesse. Il volume relativo nell'addome di bacteriosomes (organi harboring simbionte delle mosche bianche) rispetto alla dimensione complessiva di corpo è un indicatore utile di nymphal instar ( Figura 1 -G). Ninfe appena standard sono molto piatto e traslucido. Sono ninfe pronte a molt più turgida, a cupola nel profilo e opachi.</li>
		<li>Determinare le cause di morte per le ninfe e registrare sul quaderno avviata presso stabilimento di coorte (tabella 1). 
		Nota: La morte è caratterizzata come dislocazione, parassitismo, predazione o sconosciuto a seconda instar ( Figura 4). Dislocazione: ninfe di ogni fase sono mancanti a causa di eventi atmosferici (vento, che soffia polvere, pioggia) o masticare predazione. Stimare la fase delle ninfe sloggiate come la fase media di ninfe morte e dal vivo su una data di osservazione dato. Parassitismo: solo osservabile in 4 th instar ninfe. Il bacterisomes giallastro accoppiati sono spostati dalla larva parassitoide in via di sviluppo ( Figura 4A); la fase larvale è a volte visibile ( Figura 4). Fase di pupa del parassitoide è distintiva e generi specifici ( Figura 4B , 4D). Predazione: succhiare predatori sarà evacuare il contenuto della Ninfa e lasciarsi alle spalle un cadavere compresso ( Figura 4 -4I). Raramente, un predatore da masticare può lasciare prove ( Figura 4J). Sconosciuto: la morte che non può essere attribuita a una delle cause sopra. In ambienti umidi, malattia fungina può essere un'ulteriore causa di morte. Questa categoria può includere anche ninfe uccidere da host-alimentazione parassitoide. Ninfe che sopravvivono emergono come adulti lasciando un distintivo a forma di t slot in esuvie ( Figura 1 H)</li></ol></li> <li>registrare la fase di sviluppo (se vivo) e causa di morte e di fase nel quaderno iniziato alla coorte stabilimento (tabella 1).</li>
	<li>Una volta che tutte le ninfe osservate su una singola foglia hanno sia morto o è emerso come un adulto whitefly, raccogliere la foglia e tornare al laboratorio. Utilizzare il maggiore ingrandimento di un microscopio per dissezione per confermare che la causa della morte notato nel campo è preciso e apportare eventuali correzioni. 
	Nota: Non ogni insetto morto non sloggiato rimarrà sulla foglia sopra il periodo di osservazione di due settimane tipico e così alcune verifiche non sarà possibile.</li>
</ol> 6. Riepilogo dei dati e analisi <ol><li>Consult risorse disponibili per aiutare nella costruzione di tavole di sopravvivenza dai dati raccolti 2 , 8 , 11 , 31. Un esempio di tabella di vita si presenta come tabella 2. 
	Nota: Robusta vita tabella analisi richiede più tabelle di vita indipendenti condotte su diversi siti e/o di tempo. Per un insetto multivoltine come b. tabaci questo potrebbe essere più tabelle di vita nel corso di una sola stagione e/o più stagioni e siti.
	<ol><li>Stima reale mortalità (d x/l 0) base al numero di insetti stabilito all'inizio della generazione. 
		Vera e propria mortalità = (d x/l 0) dove d x è il numero di morti durante fase x e l 0 è il numero di insetti all'inizio della generazione. Questi tassi di mortalità sono additivo e la somma di d x sopra le stime di fasi tasso di mortalità totale per la generazione (tabella 2).</li>
		<li>Stima apparente mortalità all'interno di una fase (q x) basato sul numero di insetti vivi all'inizio di una fase specifica (tabella 2). Stimare la fase-specifici q x o fattore interno stadio-specifico q x. Queste tariffe sono additivo solo all'interno di una fase.</li>
		<li>Determinare mortalità marginali utilizzando la formula: 
		M B = d B / (1-d A) dove M B è il tasso marginale di fattore di mortalità B, d B è l'apparente tasso di mortalità da fattore B e d A è l'apparente tasso di mortalità ha riassunto per tutti i fattori di mortalità che possono prevalere fattore B 13 , 32 (tabella 3). 
		Nota: Per sessili insetti come le mosche bianche e molti altri insetti, le cause multiple di morte all'interno di una fase di vita particolare non sono sequenziale. Invece agiscono contemporaneamente e quindi, per stimare in maniera accurata fase-specifici tassi di mortalità da uno causano 32 , 34, è necessaria la stima dei tassi marginali. Ad esempio, un parassitoide può attaccare una ninfa di mosche bianche. L'uovo parassitoide potrebbe si schiudono e le larve possono svilupparsi nell'ospite. Questa attività, inizialmente asintomatica all'osservatore,, o più probabilmente, uccidere l'insetto ospitante e dovrebbe essere accreditato come la causa della morte. Ma in alcuni casi, un predatore può attaccare questa ninfa stessa o la ninfa può essere sloggiata dalla foglia che porta l'osservatore a notare la causa della morte come predazione o dislocazione. Mortalità marginale corregge per questo.
		<ol><li>Convert tassi marginali di fase-specifici per valori di k 35 come k = - ln (1 - M), dove ln è il logaritmo naturale e M è il tasso di mortalità marginale di interesse. valori di k sono additivo e questo semplifica ulteriormente l'analisi. valori di k possono essere retro-convertiti ai tassi di mortalità proporzionale di 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Stimare insostituibile mortalità come [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{parlare - kvalue ho })]. 
		Nota: Questo dà la porzione di mortalità totale generazionale che non si sarebbe realizzata se un fattore particolare di mortalità è stato rimosso. Ad esempio, quanto generazionale mortalità potrebbe essere perso se predazione o parassitismo sono stati rimossi a causa di un insetticida spray? Insostituibile mortalità stimata in questo modo si presuppone che non esista nessuna densità-dipendenza nella mortalità.</li>
		Fattori di <li>chiave <ol><li>utilizzano una semplice analisi grafica per tracciare il k-valore per qualsiasi uno stadio, o qualsiasi un fattore di mortalità (o un fattore di mortalità all'interno di uno stadio) contro il valore totale-K per l'intera generazione (Totale K = somma di tutti i singoli valori di k). 
			Nota: Il fattore di mortalità che imita più da vicino il modello di totale-K il migliore è il fattore chiave, il fattore che contribuiscono maggiormente ai cambiamenti nella mortalità generazionale 35. Un metodo più quantitativo regredisce k-valori individuali sul totale-K e identifica il fattore chiave come quello con il più grande valore di pendenza 3.</li>
		</ol></li> <li>Dipendenza da densità di test di regressione valori di k per i fattori di interesse sul logaritmo naturale di densità di popolazione dell'insetto misurata in modo indipendente (ad es. 13). Suggerisce una pendenza positiva significativa densità diretta dipendenza e una dipendenza inversa pendenza negativa. 
		Nota: con informazioni di tabella di vita supplementare adulto sopravvivenza e riproduzione, molti parametri aggiuntivi (ad es., tempo di generazione, tasso netto di riproduzione, istantanei tassi di aumento, la speranza di vita a un dato stadio, ecc.) e analisi (modelli matrix ed elasticità analisi 36 , 37 può essere condotta.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

In genere, lo sviluppo della vita tabelle per multivoltine insetti con ampiamente sovrapposti generazioni sono vincolate a un approccio verticale dove una popolazione viene campionata ripetutamente nel tempo e varie tecniche grafiche e matematiche vengono quindi utilizzati per reclutamento per le varie fasi di stima e dedurre i tassi di mortalità da cambiare la densità delle varie fasi vita2. La forza dell'approccio qui è che naviga questa limitazione isolando un gruppo di insetti di pari età ...

Tavole di mortalità sono uno strumento comune con una lunga storia in ecologia1,2. Tavole di sopravvivenza sono che essenzialmente una pianificazione delle nascite e morti in una popolazione nel tempo e tali dati possa essere utilizzata per quantificare un numero di parametri importanti per la comprensione e la previsione dinamica di popolazione. Tabelle di vita possono anche fornire informazioni sulle cause di morte che sono importanti per comprendere le interazioni trofiche e nello sviluppo di strategie di controllo per la gestione dei parassiti nei sistemi agricoli e naturali. Numerose tavole di sopravvivenza sul campo sono stati costruiti per insetti3,4,5, e analisi hanno fornito importanti intuizioni dinamiche, regolamento e previsione delle popolazioni di insetti in molti gestiti e sistemi naturali6,7,8,9,10,11,12,13,14. La tabella dei termini di vita viene anche spesso utilizzato per descrivere le ricerche di laboratorio basato che esaminano in gran parte pianificazioni di nascite e morti, ma in condizioni artificiali che non espongono l'insetto a forze di mortalità naturale e realistiche variabili ambientali. Generalmente, l'obiettivo delle ricerche di laboratorio è quello di stimare il potenziale biotico comparativo di una specie. La messa a fuoco dei metodi descritti qui è per campo basata di indagini che definiscono realizzata potenziale relativo all'ambiente.
Tabelle di vita possono essere caratterizzate come orizzontale, in cui un gruppo reale di uguali individui invecchiati sono seguito dall'inizio della loro vita fino alla morte, o verticale, dove vengono prelevati campioni frequenti attraverso il tempo di una popolazione con una struttura della presunta età stabile e quindi vitale tariffe vengono dedotti dalle coorti matematicamente costruito2,15. Il tipo di tabella di vita che può essere distribuito dipende dalla natura dell'insetto. Tabelle di vita orizzontale spesso possono essere sviluppate per gli insetti univoltine (una generazione all'anno), mentre tale approccio può essere molto impegnativo per un insetto multivoltine con multiplo e ampiamente sovrapposti generazioni ogni anno. Alcuni dei metodi analitici sono state proposte e utilizzato per sviluppare tabelle di vita verticale per le popolazioni di insetti (Vedi Southwood2 per esempi). La metodologia ha dimostrata qui consente lo sviluppo di tabelle di vita basati su coorte, orizzontale nel campo per gli insetti multivoltine con caratteristiche di storia di vita specifica, in particolare, la presenza di fasi di vita sessile. Il metodo è dimostrato per un chiave dei parassiti in cotone come sistema modello.
Le mosche bianche, Bemisia tabaci biotipo B (= Bemisia argentifolii, Medio Oriente-Asia minore 116) è un parassita globale dell'agricoltura che impatti negativamente la resa e la qualità in molte colture agronomici ed orticoli, tra cui protetto da sistemi agricoli in regioni temperate17. Gli impatti dovuti a floema alimentazione che interrompe il flusso dei nutrienti, disordini dell'eziologia sconosciuta causata dall'alimentazione ninfale, trasmissione di numerosi virus vegetali e raccolto tra gli effetti di qualità dovuto il deposito di melata18,19 . L'insetto ha una gamma vasta ed è multivoltine, avendo come il 12-13 generazioni all'anno a seconda della regione e di risorse di cibo disponibili20. Sfide di gestione sono anche aggravate dal suo alto potenziale riproduttivo, la capacità di disperdere e migrare all'interno e tra sistemi agricoli, la mancanza di una fase di quiescenza (diapausa o estivazione) e la sua disposizione di sviluppare rapidamente una resistenza agli insetticidi utilizzati per soppressione21,22.
Notevoli progressi compiuti in via di sviluppo strategie di lotta integrata (IPM) gestire efficacemente ed economicamente le popolazioni di questo parassita in colture colpite23,24,25. Questi sistemi di gestione sono stati fondati su una solida comprensione fondamentale della dinamica delle popolazioni di b. tabaci e tabelle di vita sono state una tecnica chiave che hanno permesso questa comprensione. In Arizona, tavole di sopravvivenza hanno consentito la stima e l'identificazione delle forze di mortalità importante per b. tabaci in più raccolto sistemi13,26, hanno permesso la misurazione delle dinamiche di mortalità relativi a strategie di gestione, compresi gli effetti non bersaglio di insetticidi14, hanno fornito un mezzo di stima potenziali funzionali non bersaglio effetti di cotone transgenico producendo proteine insetticide27, hanno sostenuto rigorose valutazione di un programma di controllo biologico classico28 (Naranjo, dati non pubblicati) e ci ha aiutato a esplorare gli effetti comparativi di top-down e bottom-up effetti su pest dinamiche29. Tutte queste applicazioni hanno distribuito la metodologia descritta qui. L'approccio potrebbe essere utile per lo studio dell'ecologia della popolazione degli insetti in un certo numero di sistemi naturali e gestiti.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Flagging tape</td>
			<td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td>
			<td>52273</td>
			<td>Five colors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manila merchandise tags</td>
			<td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td>
			<td>12-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra fine point marker</td>
			<td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td>
			<td>451898</td>
			<td>Available at Office Max, Amazon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 8X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>2018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 15X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>19621</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Tabelle di vita forniscono un mezzo per misurare le pianificazioni di nascita e di morte da popolazioni nel corso del tempo. Inoltre può essere utilizzati per quantificare le fonti e i tassi di mortalità nelle popolazioni, che ha una varietà di applicazioni in ecologia, compresi gli ecosistemi agricoli. Orizzontale, o basati su coorte, vita tabelle forniscono per il metodo più diretto e preciso di quantificare i tassi di popolazione vitale perché seguire un gruppo di individui in una popolazione dalla nascita alla morte. Qui, i protocolli sono presentati per lo svolgimento e l'analisi di tabelle di vita basate su coorte nel campo che si avvale della natura sessile l'immaturo di fasi della vita di un insetto parassita globale, Bemisia tabaci. Individuali degli insetti si trovano sul lato inferiore delle foglie di cotone e sono contrassegnati da un piccolo cerchio intorno l'insetto di disegno con una penna non tossico. Questo insetto possa allora essere osservato ripetutamente nel tempo con l'ausilio di lenti a mano per misurare lo sviluppo da uno stadio a altro e per identificare le cause di fase-specifici della morte connesso con mortalità naturale e introdotto le forze. Analisi spiegano come misurare correttamente la mortalità più forze che agiscono contemporaneamente all'interno di ogni fase e come utilizzare tali dati per fornire metriche dinamiche di popolazione significativa. Il metodo non tiene direttamente conto per adulto sopravvivenza e riproduzione, che limita l'inferenza alla dinamica delle fasi acerbe. Un esempio è presentato incentrata sulla misurazione dell'impatto del bottom-up (qualità della pianta) e discendente (nemici naturali) effetti sulla mortalità dinamica di b. tabaci nel sistema di cotone.

Una coorte di esempio è presentata nella tabella 2 per visualizzare una presentazione tipica e calcolo dei risultati della tabella di vita. I dati più utili vengono acquisiti i tassi di mortalità marginale per ogni fattore all'interno di ogni fase. Mediante la conversione di queste tariffe per valori di k (protocollo sezione 6), fase-specifici mortalità sopra tutti i fattori e fattore di mortalità su tutte le fasi possono facilmente stimare, come possibile totale mor...

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tabelle di vita consentono la quantificazione delle fonti e dei tassi di mortalità in popolazioni di insetti e contribuiscano alla comprensione, la predizione e la manipolazione dinamica di popolazione negli agroecosistemi. Metodi per lo svolgimento e l'analisi di tabelle di vita basate su coorte nel campo per un insetto con stadi immaturi sessili sono presentati.

Metodologia per lo sviluppo di tavole di sopravvivenza per insetti Sessile nel campo utilizzando la Whitefly, Bemisia tabaci, in cotone come un modello di sistema

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

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Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Statistics

Environment

Unit 1

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.7K Views.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Tabelle di vita consentono la quantificazione delle fonti e dei tassi di mortalità in popolazioni di insetti e contribuiscano alla comprensione, la predizione e la manipolazione dinamica di popolazione negli agroecosistemi. Metodi per lo svolgimento e l'analisi di tabelle di vita basate su coorte nel campo per un insetto con stadi immaturi sessili sono presentati.

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Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail millet. Recently, the 510 Mb genome of foxtail millet, S. italica, has been sequenced 1,2 and a 25x coverage genome sequence of the weedy relative S. viridis is in progress. S. viridis has a number of characteristics that make it a potentially excellent model genetic system including a rapid generation time, small stature, simple growth requirements, prolific seed production 3 and developed systems for both transient and stable transformation 4. However, the genetics of S. viridis is largely unexplored, in part, due to the lack of detailed methods for performing crosses. To date, no standard protocol has been adopted that will permit rapid production of seeds from controlled crosses.
The protocol presented here is optimized for performing genetic crosses in S. viridis, accession A10.1. We have employed a simple heat treatment with warm water for emasculation after pruning the panicle to retain 20-30 florets and labeling of flowers to eliminate seeds resulting from newly developed flowers after emasculation. After testing a series of heat treatments at permissive temperatures and varying the duration of dipping, we have established an optimum temperature and time range of 48 &deg;C for 3-6 min. By using this method, a minimum of 15 crosses can be performed by a single worker per day and an average of 3-5 outcross progeny per panicle can be recovered. Therefore, an average of 45-75 outcross progeny can be produced by one person in a single day. Broad implementation of this technique will facilitate the development of recombinant inbred line populations of S. viridis X S. viridis or S. viridis X S. italica, mapping mutations through bulk segregant analysis and creating higher order mutants for genetic analysis.

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

We have developed a methodology for performing crosses in Setaria viridis (S. viridis). The method involves pruning the panicle prior to a hot water treatment to kill viable pollen. Crosses are performed following a well-controlled growth regime and typically result in the recovery of 1 to 7 cross-pollinated seed/s per panicle.

Metodi per l&#39;esecuzione di Croci nel<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Un nuovo sistema Modello per le Erbe

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail ...

Ricerca

Ambiente

A Flow-through Exposure System for Evaluating Suspended Sediments Effects on Aquatic Life

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory by using pumps and automating delivery of sediment and water to simulate suspension of sediment. FLEES data are used to develop exposure-response curves between the effects on aquatic organisms and suspended sediment concentrations at the desired exposure duration. The effects data are used to evaluate management practices used to reduce the interactions between aquatic organisms and anthropogenic causes of suspended sediments. The FLEES is capable of generating total suspended solids (TSS) concentrations as low as 30 to as high as 800 mg/L, making this system an ideal choice for evaluating the effects of TSS resulting from many activities including simulating low ambient levels of TSS to evaluating sources of suspended sediments from dredging operations, vessel traffic, freshets, and storms.

A robust and flexible flow-through exposure system designed to maintain sediment in suspension is presented. The system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory.

Un sistema di esposizione di flusso-through per valutare sospeso Sedimenti Effetti sulla vita acquatica

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended ...

Controlled-release of Chlorine Dioxide in a Perforated Packaging System to Extend the Storage Life and Improve the Safety of Grape Tomatoes

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties of the pouch were monitored in containers with or without fruit. The pouch was affixed to the inside of a perforated clamshell containing grape tomatoes, and the effect on microbial population, firmness, and weight loss was evaluated during a 14 day storage period at 20 &#176;C. Within 3 days, the ClO2 concentration in the clamshells reached 3.5 ppm and remained constant until day 10. Thereafter, it decreased to 2 ppm by day 14. The ClO2 pouch exhibited strong antimicrobial activity, reducing Escherichia coli populations by 3.08 log CFU/g and Alternaria alternata populations by 2.85 log CFU/g after 14 days of storage. The ClO2 treatment also reduced softening and weight loss and extended the overall shelf life of the tomatoes. Our results suggest that ClO2 treatment is useful for extending the shelf life and improving the microbial safety of tomatoes during storage without impairing their quality.

Here, we describe a protocol for the application of a novel, slow-release ClO2 product that reduces spoilage and extends the shelf life of fresh fruit. The slow-release ClO2 product was added to standard commercial grape tomato packaging and tested against Escherichia coli and Alternaria alternata.

A rilascio di biossido di cloro in un sistema di imballaggio forato per prolungare la durata di conservazione e migliorare la sicurezza dei Pomodori

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties ...

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye anatomy of insects. These include traditional histological techniques optimized for work on ant eyes and adapted to work in concert with other techniques such as transmission electron microscopy (TEM) and scanning electron microscopy (SEM). These techniques, although vastly useful, can be difficult for the novice microscopist, so great emphasis has been placed in this article on troubleshooting and optimization for different specimens. We provide information on imaging techniques for the entire specimen (photo-microscopy and SEM) and discuss their advantages and disadvantages. We highlight the technique used in determining lens diameters for the entire eye and discuss new techniques for improvement. Lastly, we discuss techniques involved in preparing samples for LM and TEM, sectioning, staining, and imaging these samples. We discuss the hurdles that one might come across when preparing samples and how best to navigate around them.

This article outlines a suite of techniques in light and electron microscopy to study the internal and external eye anatomy of insects. These include several traditional techniques optimized for work on ant eyes, detailed troubleshooting, and suggestions for optimization for different specimens and regions of interest.

Tecniche per lo studio dell'anatomia del sistema visivo Ant

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

Raccolta le tossine veleno da Assassin Bugs e altri insetti Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

A Precise and Autonomous System for the Detection of Insect Emergence Patterns

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of emerging insects they can detect. In order to obtain precise measurement of insect emergence, it is necessary for systems to be semi-automated and able to measure large numbers of emerging insects. We addressed these issues by designing and building a system that is automated and can measure emergence of up to 1200 insects. We modified the existing &#34;falling-ball&#34; system using Arduino microcontrollers to automate data collection and expand the sample size through multiple data channels. Multiple data channels enable the user to not only increase their sample size, but also allows for multiple treatments to be run simultaneously in a single experiment. Furthermore, we created an R script to automatically visualize the data as a bubble plot, while also calculating the median day and time of emergence. The current system was designed using 3D printing so the user can modify the system to be adjusted for different species of insects. The goal of this protocol is to investigate important questions in chronobiology and stress physiology, using this precise and automated system to measure insect emergence patterns.

Measurement of insect emergence patterns requires precision. Existing systems are only semi-automated and sample size is limited. We addressed these issues by designing a system using microcontrollers to precisely measure the time of emergence of large numbers of emerging insects.

Un sistema preciso ed autonomo per l'individuazione di modelli di emersione degli insetti

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of ...

Visualizing Efficacy of Pesticides Against Disease Vector Mosquitoes in the Field

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform across ecological zones. To best protect public and veterinary health from these insects, the environmental limitations of pesticides need to be investigated to inform effective use of the most appropriate pesticide formulations and techniques. We have developed a research program to evaluate combinations of pesticides, pesticide application equipment, and application techniques in hot-arid desert, hot-humid tropical, warm and cool temperate, and urban locations to derive pesticide use guidelines specific to target insect and environment. To these ends we designed a system of protocols to support efficient, cost-effective, portable, and standardized evaluation of a diverse range of pesticides and equipment across multiple environments. At the core of these protocols is the use of an array of small cages with colony-reared sentinel mosquitoes (adults and immatures) and sand flies (adults), strategically arranged in natural habitats and exposed to pesticide spray. Spatial and temporal patterns of pesticide efficacy are derived from percent mortality in sentinel cages, then mapped and visualized in a geographic information system. Maps of sentinel mortality data may be statistically compared to evaluate relative efficacy of a pesticide across multiple environments, or to study multiple pesticides in a single environment. Protocols may be modified to accommodate a variety of scenarios, including, for example, the vertical orientation of sentinels in canopy habitats or simultaneous testing of ground and aerial application methods.

The efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects is not uniform across different ecological zones. Here we present a system of techniques using captive vector insects as sentinels for pesticide efficacy to derive electronic maps supporting the standard evaluation of pesticides across multiple environments.

Efficacia dei pesticidi contro le zanzare vettore di malattia nel campo di visualizzazione

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform ...

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Un'analisi di amplificazione isotermica (lampada) mediata da Loop per la rapida identificazione di Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a significant increase and decrease in guard cell volume, respectively. Because shuttle transport of ions and water occurs between guard cells and larger neighboring epidermal cells during stomatal movement, the spaced distribution of plant stomata is considered an optimal distribution for stomatal movement. Experimental systems for perturbing the spaced pattern of stomata are useful to examine the spacing pattern's significance. Several key genes associated with the spaced stomatal distribution have been identified, and clustered stomata can be experimentally induced by altering these genes. Alternatively, clustered stomata can be also induced by exogenous treatments without genetic modification. In this article, we describe a simple induction system for clustered stomata in Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sucrose-containing medium solution. Our method is easy and directly applicable to transgenic or mutant lines. Larger chloroplasts are presented as a cell biological hallmark of sucrose-induced clustered guard cells. In addition, a representative confocal microscopic image of cortical microtubules is shown as an example of intracellular observation of clustered guard cells. The radial orientation of cortical microtubules is maintained in clustered guard cells as in spaced guard cells in control conditions.

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

The goal of this protocol is to demonstrate how to induce clustered stomata in cotyledons of Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sugar-containing medium solution and how to observe intracellular structures such as chloroplasts and microtubules in the clustered guard cells using confocal laser microscopy.

Un sistema di induzione per cluster stomi da trattamento di immersione di soluzione di zucchero nei semenzali di Arabidopsis thaliana

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a ...

A Gnotobiotic System for Studying Microbiome Assembly in the Phyllosphere and in Vegetable Fermentation

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial community assembly. This protocol outlines a system for studying microbial community dynamics in the phyllosphere of Napa cabbage plants. It describes how to grow germ-free plants in test tubes with a calcined clay and nutrient broth substrate. Inoculation of germ-free plants with specific microbial cultures provides opportunities to measure microbial growth and community dynamics in the phyllosphere. Through the use of sterile vegetable extract produced from cabbages shifts in microbial communities that occur during fermentation can also be assessed. This system is relatively simple and inexpensive to set up in the lab and can be used to address key ecological questions in microbial community assembly. It also provides opportunities to understand how phyllosphere community composition can impact the microbial diversity and quality of vegetable fermentations. This approach for developing gnotobiotic cabbage phyllosphere communities could be applied to other wild and agricultural plant species.

A method of growing germ-free Napa cabbages has been developed which enables researchers to evaluate how single microbial species or multispecies microbial communities interact on cabbage leaf surfaces. A sterile vegetable extract is also presented which can be used to measure shifts in community composition during vegetable fermentation.

Un sistema gnotobiotico per studiare l'assemblaggio del microbioma nella Phyllosphere e nella fermentazione vegetale

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial ...