Questo lavoro è stato supportato dalla ricerca di base JST 2022 (The Japanese Society for Transplantation).

Il protocollo sperimentale è stato approvato dal Comitato per la sperimentazione animale dell'Università di Kyoto. Lo studio ha utilizzato topi C57BL/6, di età superiore a 10 settimane e di peso compreso tra 25 g e 30 g, ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali). Tutti gli animali sono stati anestetizzati con isoflurano al 2,5% (seguendo protocolli approvati istituzionalmente), mantenuti in specifiche condizioni prive di agenti patogeni e tutte le procedure sperimentali sono state condotte in conformità con i regolamenti sulla sperimentazione animale dell'Università di Kyoto. Gli strumenti appropriati utilizzati per lo studio sono elencati nella Tabella dei materiali e illustrati nella Figura 1 e nella Figura 2.
1. Selezione degli animali
<ol><li>Usa topi con un peso corporeo di 25-30 g. NOTA: Mentre gli allotrapianti di fegato di topo2 sono generalmente accettati attraverso la barriera del complesso maggiore di istocompatibilità, in questo studio abbiamo optato per il modello MOLT singenico per concentrarci sul meccanismo dettagliato del danno da riperfusione da ischemia fredda10. I topi di peso inferiore a 25 g non sono raccomandati perché è impossibile inserire uno stent interno in un dotto biliare sottile. Allo stesso modo, i topi di peso superiore a 30 g non sono raccomandati a causa della presenza di una grande quantità di grasso intraaddominale intorno ai vasi.</li>
</ol>2. Fabbricazione del bracciale
<ol><li>Preparare cateteri endovenosi da 20 G e 16 G rispettivamente per PV e IHIVC.</li>
	<li>Usando un bisturi, tagliare il catetere per creare la cuffia. Il corpo principale del bracciale deve misurare 2 mm di lunghezza, con una maniglia di estensione di 1 mm (Figura 3A). NOTA: Se la maniglia è troppo grande, potrebbe diventare difficile inserire il bracciale.</li>
	<li>Sulla superficie del bracciale, creare una scanalatura poco profonda per il fissaggio del filo utilizzando il dorso della lama del bisturi. NOTA: Quando si applica la parte posteriore della lama del bisturi al bracciale, assicurarsi che la punta della lama sia ad un angolo di circa 60 gradi (come mostrato nella Figura 3B). Dopo aver praticato la prima scanalatura, fissare la lama del bisturi e ruotare il bracciale. Idealmente, si consigliano due scanalature, ma una singola scanalatura può essere sufficiente senza problemi.</li>
</ol>3. Attacco del bracciale
<ol><li>In un contenitore di plastica di forma rettangolare, posizionare dei piccoli cubetti di ghiaccio e posizionare sopra una piccola tazza di metallo (6 cm di diametro). Riempire la coppetta con liquido per la conservazione degli organi (vedere Tabella dei materiali) e posizionare l'innesto singenico all'interno.</li>
	<li>Arrotolare delicatamente l'innesto epatico singenico (estratto da un altro topo donatore) utilizzando un batuffolo di cotone, assicurandosi che la porta epatide sia rivolta verso l'alto. Rimuovere accuratamente il sangue immagazzinato nel lume dell'IVC con liquido per la conservazione degli organi.</li>
	<li>Infilare il PV attraverso il bracciale utilizzando un filo attaccato, ad esempio, alla vena splenica (vedere Figura 4A).</li>
	<li>Con l'impugnatura del bracciale a ore 12, fissare sia l'impugnatura che il bracciale con un bulldog clamp (vedi Tabella dei materiali), posizionandolo a 2-3 mm dal bordo PV.</li>
	<li>Fissare ulteriormente il morsetto bulldog utilizzando una grande pinza vascolare e uno stampo di fissaggio per stabilire il campo operatorio (vedere la Figura 4B).</li>
	<li>Ispezionare attentamente il lume fotovoltaico con un ingrandimento di circa 15-20x. Se necessario, l'acqua gocciolante può migliorare la visibilità del lume.</li>
	<li>Afferra delicatamente il lume fotovoltaico ed esternalo attraverso il bracciale.</li>
	<li>Una volta completamente esternalizzato, fissarlo con una doppia legatura usando 8-0 filo di seta lungo la scanalatura del bracciale (Figura 4C,D). NOTA: Assicurarsi che la legatura non sia allentata. Inoltre, fare attenzione che il punto di legatura non sia troppo grande, poiché potrebbe interferire con l'inserimento della cuffia. Il punto di legatura può essere posizionato in qualsiasi direzione.</li>
	<li>Fissare il bracciale all'IHIVC utilizzando una procedura simile a quella utilizzata per il PV (Figura 4E). NOTA: Quando si blocca l'IHIVC con il bracciale, evitare di mordere il parenchima epatico. Poiché il collo è più corto del PV, determinare attentamente la posizione di bloccaggio.</li>
	<li>Creare un nodo scorsoio facendo passare il filo attorno alla base dell'IHIVC per legare temporaneamente l'IHIVC (Figura 5). Questo filo verrà rimosso dopo la riperfusione.</li>
</ol>4. Ricostruzione della vena porta
<ol><li>Anestetizzare il topo ricevente inducendo l'anestesia con isoflurano al 2,5% e ridurlo allo 0,6% prima di estrarre il fegato nativo come descritto nella letteratura pubblicata2. Dinsinfettare l'area chirurgica almeno tre volte con cicli alternati di iodoforo ed etanolo al 70% prima della laparotomia.</li>
	<li>Assicurarsi che il lobo epatico sia posizionato correttamente e che il PV cuffiato sia privo di attorcigliamenti e torsioni.</li>
	<li>Afferrare delicatamente il bordo fotovoltaico del ricevente usando una pinza Pean e fissarlo con una morsa. NOTA: In questo articolo, una morsa si riferisce a un apparato meccanico utilizzato per fissare la pinza Pean sul tavolo. Per ulteriori informazioni sulla morsa, vedere Tabella dei materiali.</li>
	<li>Applicare un morsetto vascolare al PV del ricevente e passare un 8-0 filo di seta attorno ad esso.</li>
	<li>Creare una sezione circonferenziale di 1/4 a circa 0,5 mm dal bordo FV (Figura 6A). Ingrandire il foro facendo passare la soluzione salina attraverso il lume utilizzando uno strumento specializzato (un ago da 27 G con la punta tagliata e piegata a forma di L).</li>
	<li>Utilizzare una pinza dritta per afferrare l'impugnatura del bracciale e inserirla nel lume.</li>
	<li>Una volta completamente inserito, fissare il bracciale con un 8-0 filo di seta. Una singola legatura è sufficiente per la fissazione.</li>
	<li>Rimuovere il morsetto vascolare e riperfondere il fegato.</li>
	<li>Rilasciare con cautela la pinza di Pean e completare la ricostruzione della vena porta. L'intero processo di ricostruzione fotovoltaica dovrebbe richiedere circa 5 minuti.</li>
</ol>5. Ricostruzione infraepatica della vena cava inferiore
<ol><li>Posizionare il lobo del fegato in modo appropriato e spostare la pinza Pean attaccata alla dorsale IHIVC ricevente al lobo inferiore destro dell'innesto, fissandola con una morsa.</li>
	<li>Eliminare il tessuto epatico rimanente intorno all'IVIHC del ricevente strofinando delicatamente con un batuffolo di cotone.</li>
	<li>Passa un 8-0 filo di seta attorno all'IVIHC del destinatario.</li>
	<li>Creare una sezione circonferenziale di 1/4 a circa 0,5 mm dal bordo IVIHC del ricevente (Figura 6B).</li>
	<li>Dopo aver introdotto la normale soluzione salina nel lume, inserire il bracciale nel lume. NOTA: A causa del collo corto, il bracciale viene spesso inserito in modo più superficiale rispetto al PV.</li>
	<li>Fissare con cura il bracciale con un 8-0 filo di seta e quindi rimuovere il morsetto vascolare e la pinza Pean.</li>
</ol>6. Assistenza postoperatoria
<ol><li>Utilizzare un termoforo e una lampada riscaldante per facilitare il recupero postoperatorio.</li>
	<li>Monitora continuamente la pressione sanguigna, la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la temperatura corporea, nonché il consumo di cibo e acqua.</li>
	<li>Somministrazione di iniezione sottocutanea di carprofene (5 mg/kg, ogni 6 ore o fino al bisogno) per alleviare il dolore postoperatorio. Segui le linee guida istituzionali locali. NOTA: Se le condizioni dei topi peggiorano, l'esperimento verrà interrotto immediatamente e i topi sono stati soppressi per inalazione di anidride carbonica.</li>
	<li>Per raccogliere il campione di tessuto, anestetizzare nuovamente i topi e sopprimerli con un metodo approvato dall'IACUC.</li>
</ol>

Strategie per un'efficiente anastomosi vascolare nel trapianto di fegato di topo

<ol>
	<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse.">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li><li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance.">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li><li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation.">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li><li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation:+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury.">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li><li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model.">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li><li>Tian, Y., R&#252;diger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice:+Prowess+or+relevant+model.">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li><li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation.">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation.">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li><li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans.">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li><li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+mouse:+Insights+into+liver+immunobiology,+tissue+injury,+and+allograft+tolerance.">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li></ol>

Nessun autore ha conflitti di interesse da rivelare.

L'apprendimento della ricostruzione vascolare è l'aspetto più impegnativo per ottenere una MUT di successo. La qualità del bracciale influenza in modo significativo la difficoltà della ricostruzione, date le piccole dimensioni dei topi5. Questo articolo fornisce un protocollo dettagliato per la preparazione, il fissaggio e la ricostruzione della cuffia.
Sebbene non ci siano grandi differenze rispetto ai rapporti precedenti per quanto riguarda la preparazione e la co...

Il trapianto di fegato ortotopico di topo (MOLT) è un metodo sperimentale efficace riportato per la prima volta nel 19911. Questo modello sperimentale, che utilizza topi geneticamente modificati e vari reagenti di ricerca, ha svolto un ruolo fondamentale nello studio delle lesioni da ischemia calda e fredda e da riperfusione. Tuttavia, l'elevata complessità tecnica del modello ha ostacolato lo sviluppo della medicina di base per il trapianto di fegato2. La MOLT prevede tre fasi principali: (1) recupero del fegato dal topo donatore, (2) intervento chirurgico sul retro e (3) impianto del fegato nel ricevente. Tra queste procedure riceventi, l'anastomosi vascolare rappresenta la sfida più grande. Mentre l'anastomosi della vena cava inferiore sopraepatica è tipicamente completata dalla cucitura a mano2, la vena cava inferiore infraepatica (IHIVC) e la vena porta (PV) possono essere ricostruite in modo più efficiente utilizzando polsini di plastica al posto di suture cucite a mano.
Il periodo anepatico indica l'intervallo tra la rimozione del fegato nativo del ricevente e l'impianto dell'innesto. Per garantire risultati coerenti, è imperativo limitare il tempo anepatico a meno di 20 minuti. Di conseguenza, gli studi che utilizzano questo modello sono stati limitati a istituzioni specifiche 3,4,5,6,7,8,9. Tra le varie fasi della MOLT, ottenere una ricostruzione fluida di PV e IHIVC è fondamentale per ridurre al minimo il tempo anepatico e garantire il successo del trapianto.
La ricostruzione PV e IVC viene generalmente eseguita utilizzando bracciali vascolari poiché la tecnica del bracciale semplifica l'anastomosi vascolare rispetto alle suture cucite a mano 2,5,8. La tecnica coinvolta nella preparazione della cuffia vascolare e nell'attacco sicuro della cuffia ha un impatto significativo sulla complessità della ricostruzione vascolare ricevente. Il nostro obiettivo è fornire una guida visiva dettagliata per numerosi suggerimenti tecnici relativi al metodo del bracciale, riducendo così la curva di apprendimento. Questi video clip forniranno una chiara comprensione di come attaccare la cuffia ai vasi e ricostruire il PV e l'IHIVC durante l'intervento chirurgico del ricevente.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF2032</td>
			<td>IHIVC cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF1651</td>
			<td>PV cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braid silk</td>
			<td>Natsume Seisakusho</td>
			<td>CR9-80B2</td>
			<td>8-0 silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold Storage Solution&#160;</td>
			<td>Astellas</td>
			<td></td>
			<td>Organ preservation fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FB329R</td>
			<td>Bulldog clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice&#160;&#160;</td>
			<td>Oriental Bio Service</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane inhalation solution</td>
			<td>Viatris</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Blunted Tips 0.1 mm x 0.06 mm&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11253-20</td>
			<td>Straight microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine Clamp Applicator with Lock</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>Vessel clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18055-4</td>
			<td>Vessel clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 Spare Blades</td>
			<td>FEATHER Safety Razor</td>
			<td>11</td>
			<td>Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor, round handle</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FD103R</td>
			<td>Microscissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic rectangular-shaped container&#160;&#160;</td>
			<td>Daiso</td>
			<td></td>
			<td>10 cm long, 15 cm wide and 6 cm high</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperGrip Tips</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>00649-11&#160;</td>
			<td>Curved microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SZX7</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation

Il trapianto ortotopico di fegato di topo è una metodologia efficace per studiare i meccanismi alla base dell'ischemia epatica e del danno da riperfusione. Tuttavia, le sfide tecniche rappresentano un ostacolo all'utilizzo di questo prezioso modello sperimentale e alla trasmissione di queste competenze alla generazione successiva. L'aspetto più impegnativo di questa procedura è la ricostruzione vascolare, compresa la vena porta (PV), la vena cava inferiore infraepatica (IHIVC) e la vena cava inferiore sopraepatica. L'uso di bracciali in plastica, piuttosto che di suture, consente una ricostruzione PV e IHIVC più agevole. I vasi vengono ricostruiti attaccando una cuffia costituita da un catetere endovenoso alla punta del vaso dell'innesto e interponendo la cuffia nel vaso ricevente. I due aspetti più cruciali sono la corretta visualizzazione del lume interno del vaso ed evitare l'uso di una forza eccessiva. Il nostro obiettivo è fornire una panoramica tecnica delle ricostruzioni vascolari utilizzando la tecnica della cuffia nella chirurgia del ricevente. Questi suggerimenti tecnici per la tecnica del bracciale dovrebbero aiutare i microchirurghi a facilitare la ricostruzione vascolare e far progredire la loro ricerca.

Mouse orthotopic liver transplantation (MOLT) is an effective experimental method first reported in 19911. This experimental model, which utilizes genetically modified mice and various research reagents, has played a pivotal role in investigating warm and cold ischemia and reperfusion injuries. However, the model&#39;s high technical complexity has hindered the development of basic medicine for liver transplantation2. MOLT involves three major steps: (1) retrieval of the liver from the donor mouse, (2) back table surgery, and (3) implantation of the liver into the recipient. Among these recipient procedures, vascular anastomosis poses the greatest challenge. While the suprahepatic inferior vena cava anastomosis is typically completed by hand stitching2, the infrahepatic inferior vena cava (IHIVC) and portal vein (PV) can be reconstructed more efficiently using plastic cuffs in place of hand-sewn sutures.
The anhepatic period signifies the interval between the removal of the recipient&#39;s native liver and the graft implantation. To ensure consistent results, it is imperative to limit the anhepatic time to less than 20 min. Consequently, studies employing this model have been confined to specific institutions3,4,5,6,7,8,9. Among the various stages of MOLT, achieving smooth PV and IHIVC reconstruction is crucial for minimizing anhepatic time and ensuring successful transplantation.
PV and IVC reconstruction is generally carried out using vascular cuffs since the cuff technique simplifies vascular anastomosis compared to hand-sewn sutures2,5,8. The technique involved in vascular cuff preparation and secure attachment of the cuff significantly impacts the complexity of recipient vascular reconstruction. Our objective is to provide detailed visual guidance for numerous technical tips related to the cuff method, thereby reducing the learning curve. These video clips will provide a clear understanding of how to attach the cuff to the vessels and reconstruct the PV and IHIVC during recipient surgery.

Autore in primo piano: Esplorazione dell'ischemia fredda e del danno da riperfusione calda nel trapianto di fegato grasso

Ricostruzione vascolare con la tecnica della cuffia nel trapianto di fegato ortotopico di topo

We focus our research on liver transplantation, in particular on cold ischemia and warm reperfusion injury. We use mouse liver transplantation model as a research tool for this purpose. Because the technique is difficult, so it can take a long time to learn and to achieve consistent results.In the future, we'd like to conduct research on fatty liver transplantation. This is still a problem to overcome on clinical liver transplantation.

La ricostruzione PV ha successo quando, dopo aver sbloccato la vena porta, non c'è tortuosità e il fegato è uniformemente perfuso. Il tempo anepatico deve essere inferiore a 20 minuti, poiché i tempi anepatici superiori a 25 minuti aumentano il rischio di mortalità dei topi. La ricostruzione IHIVC è considerata efficace se non vi è rigurgito di sangue dall'innesto.
La conservazione dell'innesto a basse temperature per 1 ora utilizzando una soluzione di conservazione dell'organo determin...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Exploring Cold Ischemia and Warm Reperfusion Injury in Fatty Liver Transplantation at JoVE.com

Questo protocollo fornisce informazioni tecniche per la ricostruzione dei vasi utilizzando la tecnica della cuffia nel trapianto di fegato ortotopico di topo.

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

Concentriamo la nostra ricerca sul trapianto di fegato, in particolare sull'ischemia fredda e sul danno da riperfusione calda. Utilizziamo il modello di trapianto di fegato di topo come strumento di ricerca per questo scopo. Perché la tecnica è difficile, quindi può richiedere molto tempo per imparare e ottenere risultati coerenti.In futuro, vorremmo condurre ricerche sul trapianto di fegato grasso. Questo è ancora un problema da superare nel trapianto di fegato clinico.

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

833 Views.  Kyoto University. Concentriamo la nostra ricerca sul trapianto di fegato, in particolare sull'ischemia fredda e sul danno da riperfusione calda. Utilizziamo il modello di trapianto di fegato di topo come strumento di ricerca per questo scopo. Perché la tecnica è difficile, quindi può richiedere molto tempo per imparare e ottenere risultati coerenti.In futuro, vorremmo condurre ricerche sul trapianto di fegato grasso. Questo è ancora un problema da superare nel trapianto di fegato clinico.

Video: Autore in primo piano: Esplorazione dell'ischemia fredda e del danno da riperfusione calda nel trapianto di fegato grasso

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

Ricerca

Medicina

Preparation and Attachment of Vascular Cuffs for Syngeneic Liver Grafting

To begin, prepare 16-gauge and 20-gauge intravenous catheters for the portal vein, or PV, and the infra hepatic inferior vena cava, or IHIVC, respectively. Using a scalpel, cut the catheter to create the cuff. Then with the back of the scalpel, create a shallow groove on the cuff's surface for thread fixation.Place small ice cubes in a rectangular-shaped plastic container, and position a small metal cup on top of the container. Fill the cup with organ preservation fluid and place the syngeneic liver graft in it. Under eight to 10 X magnification, gently roll the liver graft using a cotton swab, ensuring that the porta hepatis faces upwards.Thread the PV through the cuff, using a thread attached to the splenic vein. With the cuff handle at the 12:00 position, secure the handle and cuff with a bulldog clamp, positioning it two to three millimeters from the PV edge. Further secure the bulldog clamp using large vascular forceps and a fixation mold to establish the operative field.Next, increase the magnification to 15 to 20 X and carefully inspect the PV lumen. After grasping the PV lumen, externalize the thin wall of PV through the inner lumen of the cuff. Secure the fully externalized PV lumen with a double ligation using 8-O silk thread along the cuff's groove, and then cut the string.Similarly, attach the cuff to the IHIVC lumen, and fix it using 8-O silk thread. Then, to create a slipknot, pass the thread around the base of the IHIVC to temporarily ligate it.

Preparazione e fissaggio di bracciali vascolari per innesto epatico singenico

Portal Vein and Infrahepatic Inferior Vena Cava Reconstruction in Mouse Liver Transplantation

After extracting the native liver from the anesthetized recipient mouse, gently grasp the recipient's liver portal vein or PV edge using pen forceps and secure it with a vice. Pass an eight oh silk thread around the PV and place a vascular clamp on it. Create a one fourth circumferential section approximately 0.5 millimeters from the PV edge.While passing saline through the hole, use a specialized instrument to enlarge the hole. Grip the cuff handle using straight forceps and insert it into the lumen. Then secure the cuff with an 8.0 silk thread.Remove the vascular clamp from PV to allow reperfusion of the liver. Finally, carefully release the pen forceps to complete the PV reconstruction. After positioning the liver lobe, Move the pen forceps attached to the recipient IHIVC dorsal to the graft's right lower lobe.Then secure the IHIVC with a vice. Rub away any remaining liver tissue around the recipient's IHIVC with a cotton swab. Pass an 8.0 silk thread around the recipient's IHIVC.Create a one fourth circumferential section, approximately 0.5 millimeters from the recipient's IHIVC edge. After flushing the lumen with saline, insert the cuff into the IHIVC lumen. Carefully secure the cuff with an 8.0 silk thread.Finally, remove the vascular clamp and pen forceps. The preservation of the graft at cold temperatures for one hour resulted in serum alanine aminotransferase levels, averaging approximately 2000 units per liter at six hours post reperfusion. A survival rate of 100%was observed at seven days following transplantation.