サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

本プロトコルは、修正されたノータッチ技術を使用してウサギに動静脈瘻を作成することを提案しています。この技術は、静脈周囲組織の解剖または動脈の切断なしに、総頸動脈および外頸静脈の左右の吻合を含む。

要約

傍吻合狭窄症は、しばしば非成熟を引き起こし、動静脈瘻(AVF)の開存性を低下させる困難な問題です。手術中の静脈および動脈の損傷および血行動態変化は、内膜過形成を引き起こし、傍吻合狭窄症を引き起こす可能性がある。手術中の静脈と動脈の損傷を減らすために、この研究は、傍吻合狭窄の速度を減らし、AVF開存性を改善することができるAVF構築のための新しい修正ノータッチ技術(MNTT)を提案します。MNTTの血行動態変化とメカニズムを解明するために、この研究ではこの技術を使用したAVF手順を提示しました。この手順は技術的に困難ですが、適切なトレーニングの後、94.4%の手続き上の成功が達成されました。最終的に、34匹のウサギのうち13匹が手術後4週間で機能性AVFを示し、AVF開存率は38.2%でした。しかし、4週目の生存率は86.1%でした。超音波検査はAVF吻合による活発な血流を示した。さらに、吻合近傍の静脈と動脈にらせん状の層流が観察され、この手法がAVFの血行動態を改善する可能性があることが示唆されました。組織学的観察ではAVF吻合部で有意な静脈内膜過形成を認めたが,吻合近位外頸静脈(EJV)に有意な内膜過形成を認めなかった.この技術は、AVF構築のためのMNTTの使用の根底にあるメカニズムの理解を深め、AVF構築における外科的アプローチのさらなる最適化のための技術サポートを提供します。

概要

動静脈瘻(AVF)の構築は、維持血液透析(MHD)を受けている患者の臨床診療で広く使用されており、動静脈グラフト(AVG)またはトンネルカフカテーテル(TCC)よりも開存性が高く、合併症が少ない1,2。AVFは血管アクセスの好ましいモードですが、完全ではなく、固有の制限があります。1年間の一次AVF開存率はわずか60%〜65%であり、吻合部に近い領域で多くの障害が発生します3,4,5

血管は、従来の外科的アプローチ中にさまざまな程度の損傷を受け、最終的にはAVFの成熟に影響を与えます。Hörer et al.6が提案したノータッチ法(NTT)(補足図1)やSadaghianlooら提案した橈骨動脈エクスカーションおよび再移植(RADAR)などの新しい手術法は、手術手技を変更することで傍吻合狭窄率を低下させ、瘻孔開存性を改善するように設計されました。レーダーの効果はNTTよりも優れていたが、レーダーでは流入動脈狭窄がより顕著であることが認められた。手術中の静脈と動脈の損傷をさらに減らすために、2021年に、橈骨動脈を切断せずに橈側皮静脈周囲の静脈周囲組織を保存することにより、放射性頭蓋AVFを作成する新しい修正ノータッチ技術(MNTT)が提案されました(補足図1および補足図 2)。予備的な結果は、一次開存性の増加、傍吻合狭窄の減少、および動脈狭窄がないことを示しました10,11

MNTTを用いたAVFの動物モデルが現在不足していることを考慮し、AVF手術におけるMNTTのメカニズムをさらに探求するために、本研究ではMNTTを用いた総頸動脈(CCA)-外頸静脈(EJV)AVF手順を導入する。

プロトコル

実験動物を用いた実験手順は、南京医科大学の実験動物福祉倫理委員会によって承認されました。この研究には、生後10か月のニュージーランドのウサギ(男女とも、体重3.18 ± 0.24 kg)が使用されました。動物は商業的な供給源から入手した( 材料表を参照)。

1.動物の準備

  1. 塩酸チレタミンと塩酸ゾラゼパム(3 mg / kg)の混合静脈内注射を辺縁耳静脈に、スミアンキシンII(0.02 mL / kg)の筋肉内注射を使用してウサギを麻酔します( 材料の表を参照)後肢の筋肉。.
    注:約1〜3分後、麻酔効果は安定します。先に進む前に、首の後ろの皮膚をつまんで角膜反射を観察することによって麻酔のレベルをチェックする必要があります。必要に応じて、塩酸チレタミン、塩酸ゾラゼパム(0.5 mg / kg)、およびスミアンキシンII(0.01 mL / kg)を手術中に追加できます。.
  2. ウサギを仰臥位で固定テーブル( 資料表を参照)の上に置き、手足と切歯をバインドで結びます。
  3. 電気カミソリを使用して首と胸の上部を剃り、動物用脱毛クリームで脱毛します( 資料表を参照)。
  4. 手術器具をオートクレーブし、ポビドンヨード溶液で手術部位を洗浄することにより、手術中の無菌状態を維持します。

2.皮膚切開

  1. ウサギの頭を外科医に向けて配置します。
  2. 外科用ハサミまたはメスの刃を使用して、下顎骨と胸鎖関節の間の縦方向の切開を~3cm行います。

3.外頸静脈(EJV)の準備

  1. 切開部を露出させ、右EJVを特定します。EJVとその血管周囲組織がはっきりと見え、解剖されていないことを確認してください。
    注:EJVは逆「Y」パターンを示しており、内側頸部に近い枝を吻合する必要があります。
  2. EJVに垂直な方向に沿って血管クランプを通過できるトンネルを作成します( 材料の表を参照)。トンネルの両側の開口部とEJVの間の距離が>1cmであることを確認します。
  3. トンネルに沿って血管クランプを配置します。
  4. 同じ方法を使用して、遠位 EJV に別のトンネル (手順 3.2 と同じ) を作成します。
    メモ: 2 つのトンネル間の距離が ≥2 cm であることを確認します。
  5. トンネルに沿って4-0縫合糸( 材料の表を参照)と血管クランプを適用して、血流を制御します(図1A)。

4.総頸動脈(CCA)の解剖と準備

  1. 鉗子( 資料表を参照)を使用して、気管の外側と胸鎖乳突筋の内側のCCAを探索します。
    注意: CCAは拍動感覚を持ち、頸神経と平行に走ります。
  2. CCAを約2 cmの長さに鈍く解剖します。
    注:深い動脈コースで迷走神経とその枝の損傷を避けてください。
  3. CCAの周りに4-0縫合糸を配置して、必要に応じて血流を制御します。
  4. 血管クランプ( 材料の表を参照)を可能な限り遠位および近位に適用します(図1B)。

5.吻合の準備

  1. 瀉血と吻合術の場合は、マイクロハサミ( 材料表を参照)を使用して、EJVの内部(長さ4 mm)を周囲の組織から解放して解剖します。
  2. 静脈の中央にマイクロハサミで長さ4 mmの縦切開を行います。血栓症を防ぐためにヘパリン溶液(100 IU / mL)で静脈をすすぎます。.
  3. 鋭利な刃とマイクロハサミを使用して、動脈の前壁に約4mmの縦方向の切開を行います。血管から血液がなくなるまで、100IU / mLのヘパリン溶液で動脈をすすぎます。.

6.左右の吻合

  1. EJV と CCA をできるだけ近づけて引きます。
  2. 8-0を使用して、CCAとEJVの左右の吻合にKunlinのテクニック12 を適用します非吸収性縫合糸( 材料表を参照)。最初に血管の後壁を縫合し(図1C)、続いて血管の前壁を縫合します。
    注:ウサギのEJV壁は薄いため、手術中は、後で吻合の開存性を損なう可能性のある血管の損傷を防ぐために注意する必要があります。血管吻合の過程で、血栓症を防ぐためにヘパリン溶液(100IU / mL)を繰り返し使用して内腔をすすぐ必要があります。

7.静脈の血管クランプの除去と結紮

  1. CCAの遠位血管クランプ、EJVの近位血管クランプ、およびCCAの近位血管クランプを順番に取り外します。吻合を通る活発な血流を観察します。
  2. 先ほど配置した4-0縫合糸を使用してEJVの遠位端を結紮します。EJVの遠位血管クランプを取り外します。
  3. CCAの周りに配置されていた縫合糸を取り外します(図1D)。

8.皮膚閉鎖と術後ケア

  1. 術野で重大な出血がないことを確認した後、中断された縫合糸を使用して首の皮膚を閉じます(4-0)。
  2. ウサギが完全に回復するまでケージに入れます。通常、これには30〜45分かかります。
    注:回復が不完全または遅れている場合は、ウサギが手術領域での出血による血行力学的ショックを受けないように注意する必要があります。必要に応じて、術後にスミアンキシンII(0.01 mL / kg)を投与してください。.

結果

この技術の成功した適用の結果は、ウサギの首の特許AVFです。この研究では、成功を評価するために次の基準を使用しました:(1)血管吻合が完了すると、AVFの静脈振戦に触れることができ、血管雑音を聞くことができます。(2)AVFが確立されてから4週間後、内瘻孔吻合を通る活発な血流は、カラードップラー超音波によって測定できます。(3)AVFが確定してから4週間後、ヘマトキシリン-エオジン...

ディスカッション

現在、AVFにはいくつかの動物モデルが利用可能です。このうち、ブタ、ヒツジ、イヌは、主に大型動物モデルとして使用されている131415。使用される小動物モデルには、ウサギ、ラット、およびマウスが含まれる161718。この研究ではニュージ?...

開示事項

著者らは、この手順で使用される薬物および材料に関連する潜在的な利益相反を持っていません。

謝辞

本研究は、蘇州科学技術計画プロジェクト(SYS2020077)、蘇州ハイテク区医療・健康科学技術計画プロジェクト(2020z001)、蘇州科学技術開発計画プロジェクト-医療・健康科学技術イノベーション(SYK2021030)、南京医科大学科学技術開発基金-一般プロジェクト(NMUB20210253)、蘇州科学技術局の基礎研究プロジェクト応用の助成金によって支援されました。 (No.SYSD2019205、No.SYS2020119)、江蘇省漢方薬科学技術開発計画プロジェクト(No.MS2021098)、文部省産学連携教育プロジェクト(No.202102242003)、江蘇省第6回「333高レベル人材育成」プロジェクト、蘇州科学技術都市病院2022病院レベルの事前研究基金プロジェクト(SZKJCYY2022014)、および蘇州「KeJiaoXingWei」青年科学技術プロジェクト (KJXW2022086)。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
Animal DepilatoryFuzhou Feijing Biotechnology Co., Ltd.PH1877
Curved hemostatic forcepsXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZH131R/RN
Dissecting forcepsXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZDO25R/RN
electrical razorShenbao Technology Co., LtdPGC-660
Fixed TableZhenhua Biomedical Instrument Co., LtdZH-DSB019
Halsey needleholderXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZM208R/RN
Heparin Dodium InjectionJiangsu Wanbang Biochemical Pharmaceutical Group Co., Ltd.H32020612
Medical gauze dressingNanchang Kangjie medical hygiene products Co., Ltd20172640135
Micro forceopsXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZD275RN/T
Micro needle holder forcepsXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZF2618RB/T
Micro scissorsXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZF022T
Non-silk sutures 4-0Kollsut Medical Instrument Co., Ltd.NMB020RRCN26C075-1
Non-absorbable sutures 8-0 (double needle)Yangzhou Yuankang Medical Instrument Co., Ltd.10299023602
Povidone iodine solutionShanghai Likang Disinfection High-tech Co., Ltd.310512
Rinse needleJiangsu Tonghui Medical Instrument Co., Ltd20180039
scalpel handleShanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments FactoryJ11030
Sharp bladeSuzhou Medical Products Factory Co., Ltd.TY21232001
Sodium Chloride Injection  (100 mL)Guangdong Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd.B21K0904
Sugical ScissorsXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZC120R/RN
Sumianxin IIJilin Dunhua Shengda Animal Pharmaceutical Co., Ltd.20180801
Syringe with needle(5 mL)BD medical devices (Shanghai) Co., Ltd2006116
Tiletamine Hydrochloride and Zolazepam Hydrochloride for InjectionVirbac Pet Health, France83888204
Triangle needleHangzhou Huawei medical supplies Co., Ltd7X17
Vascular clampXinhua Surgical Instrument Co., Ltd.ZF220RN
New Zealand rabbitsSuzhou Huqiao Biological Co., Ltd.SCXK2020-0001

参考文献

  1. Lok, C. E., et al. KDOQI Clinical Practice Guideline for Vascular Access: 2019 update. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 (2020).
  2. Schmidli, J., et al. Editor's choice - Vascular access: 2018 Clinical Practice Guidelines of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 55 (6), 757-818 (2018).
  3. Grogan, J., et al. Frequency of critical stenosis in primary arteriovenous fistulae before hemodialysis access: Should duplex ultrasound surveillance be the standard of care. Journal of Vascular Surgery. 41 (6), 1000-1006 (2005).
  4. Swinnen, J., Lean, T. K., Allen, R., Burgess, D., Mohan, I. V. Juxta-anastomotic stenting with aggressive angioplasty will salvage the native radiocephalic fistula for dialysis. Journal of Vascular Surgery. 61 (2), 436-442 (2015).
  5. Bharat, A., Jaenicke, M., Shenoy, S. A novel technique of vascular anastomosis to prevent juxta-anastomotic stenosis following arteriovenous fistula creation. Journal of Vascular Surgery. 55 (1), 274-280 (2012).
  6. Hörer, T. M., et al. No-touch technique for radiocephalic arteriovenous fistula--Surgical technique and preliminary results. The Journal of Vascular Access. 17 (1), 6-12 (2016).
  7. Sadaghianloo, N., et al. Salvage of early-failing radiocephalic fistulae with techniques that minimize venous dissection. Annals of Vascular Surgery. 29 (7), 1475-1479 (2015).
  8. Sadaghianloo, N., et al. Radial artery deviation and reimplantation inhibits venous juxta-anastomotic stenosis and increases primary patency of radial-cephalic fistulas for hemodialysis. Journal of Vascular Surgery. 64 (3), 698-706 (2016).
  9. Bai, H., et al. Artery to vein configuration of arteriovenous fistula improves hemodynamics to increase maturation and patency. Science Translational Medicine. 12 (557), (2020).
  10. Zhang, Y. Y., Wang, X. H., Liu, Z., Hou, G. C. Creating radio-cephalic arteriovenous fistula in the forearm with a modified no-touch technique. Journal of Visualized Experiments. (182), e62784 (2022).
  11. Hou, G. C., et al. Modified no-touch technique for radio-cephalic arteriovenous fistula increases primary patency and decreases juxta-anastomotic stenosis. The Journal of Vascular Access. , (2022).
  12. Kunlin, J. Long vein transplantation in treatment of ischemia caused by arteritis. Revue de Chirurgie. 70 (7-8), 206-235 (1951).
  13. Wang, Y., et al. Venous stenosis in a pig arteriovenous fistula model--Anatomy, mechanisms and cellular phenotypes. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 23 (2), 525-533 (2008).
  14. Marius, C. F., et al. Sheep model of hemodialysis arteriovenous fistula using superficial veins. Seminars in Dialysis. 28 (6), 687-691 (2015).
  15. Ramacciotti, E., et al. Fistula size and hemodynamics: An experimental model in canine femoral arteriovenous fistulas. The Journal of Vascular Access. 8 (1), 33-43 (2008).
  16. Eiketsu, S., et al. Arterial enlargement, tortuosity, and intimal thickening in response to sequential exposure to high and low wall shear stress. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 601-612 (2004).
  17. Eddie, M., et al. A new arteriovenous fistula model to study the development of neointimal hyperplasia. Journal of Vascular Research. 49 (2), 123-131 (2012).
  18. Karl, A. N., et al. The murine dialysis fistula model exhibits a senescence phenotype: pathobiological mechanisms and therapeutic potential. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 315 (5), 1493-1499 (2018).
  19. Hong, S. Y., et al. Clinical analysis of radiocephalic fistula using side-to-side anastomosis with distal cephalic vein ligation. The Korean Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 46 (6), 439-443 (2013).
  20. Tang, W. G., et al. A meta-analysis of traditional and functional end-to-side anastomosis in radiocephalic fistula for dialysis access. International Urology and Nephrology. 53 (7), 1373-1382 (2021).
  21. Marie, Y., et al. Patterns of blood flow as a predictor of maturation of arteriovenous fistula for haemodialysis. The Journal of Vascular Access. 15 (3), 169-174 (2014).
  22. Srivastava, A., et al. Spiral laminar flow, the earliest predictor for maturation of arteriovenous fistula for hemodialysis access. Indian Journal of Urology. 31 (3), 240-244 (2015).
  23. Loveland-Jones, C. E., et al. A new model of arteriovenous fistula to study hemodialysis access complications. The Journal of Vascular Access. 15 (5), 351-357 (2014).
  24. Wong, C. Y., et al. Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure. Journal of Vascular Surgery. 59 (1), 192-201 (2014).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

192

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

研究

教育

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved