KOは、米国心臓協会からの助成金によってサポートされています。

あなたが始める前に大人の心<ol><li>新鮮な108mMのNa +、5mMのK +、2mMのCa 2 +は 、8MMのMgCl 2、1mMののNaH 2 PO 4、4mmの飽和NaHCO 3、10mMのスクロース、5mMのトレハロース、5mMのHEPES（pHは7.1、すべての試薬 ​​からを含む人工体液（AH）溶液を調製シグマケミカル）。スクロースおよびトレハロースは、細菌汚染を防ぐために、使用直前に冷蔵保存溶液からAHに追加する必要があります。 </li><li>室温および少なくとも15分間空気バブリングによって酸素を解決するためにAH持参。 </li><li>脂肪の除去に必要ないくつかの細かい毛細血管（例えばガラス管、100ul、VWR）を引き出します。 </li></ol>幼虫の心<ol><li> Sylgardコーティングされたカバースリップ：22x22mmカバースリップの上に、Sylgard溶液を50 -70μl程度の転送を爪楊枝を使って。 ° C一晩65℃Sylgard硬化をしましょう​​。 </li><li> Broadieとベイトのバッファを準備します（135mm幅のNaCl、5mMのKClを、4mmののMgCl 2、2mMのCaCl 2で 、5mMのTES、36mmのショ糖、pHは7.15 Broadieとベイト、1993を参照してください。）。 </li><li> histoacryl接着剤を適用するために必要なツールを準備します。最初に、いくつかの細かい毛細血管（例えば、科学製品GB100T8P）引き出します。チューブに小さい方の端を挿入することにより、小さなプラスチック製のチューブ（タイゴン、1 / 32&quot;）を1.5ミリリットルのピペットチップを接続する。もう一方の端に広い開口部とキャピラリを挿入します。プラスチック製の先端に接着剤と穏やかな吸引のドロップに毛細管を浸漬することによりHistoacryl接着剤でキャピラリーをロードする。接着剤を扱うとき一キャピラリー接着剤の先端から、過剰な接着剤を除去するために手でキャピラリー番目のグラスを持っている必要があります。それは数秒内にそうなる硬化緩衝生理食塩水と接触するまで、接着剤は液体です。しかし、それは通常、試料に印加しながら接着剤キャピラリー先端からまたはに削除されるのに十分な長さのプラスチックのままです。 </li></ol>アダルトフライから半無傷ショウジョウバエのハート<ol><li>大人ショウジョウバエのハエは、2〜5分間フライナップ（キャロライナ生物サプライ株式会社）で麻酔する。ケアは、長い露光のためのフライナップでハエを状態にならないようにご注意ください。寒さへの短期暴露はまた、ハエを麻酔するために使用することができますが、それはもはや心拍数とリズムに永続的な効果を持っているとしてCO 2が推奨されていません。 </li><li>麻酔ハエは、ワセリンの薄層でコーティングされたシャーレに、背側を下に、配置されます。疎水性のゼリーの翼と体可逆的に&quot;スティック&quot;のクチクラが、必要に応じその場を再配置することができます。これは、後続の操作時に特に重要になります。 </li><li>最初のカットは、春のはさみ（Roboz＃5611）の湾曲したペアを使用して行われます。はさみブレードは、足の下に置き、首の近くに胸部の背面に向かって傾斜している。頭、腹側神経索、および脚はシングルカットで削除されます。準備をして酸素、人工血リンパ（AH）溶液中に浸漬される。 </li><li>春のはさみを使用して、腹部（腹部セグメント7と8で構成される）の後部先端は、シングルカットで削除されます。これは腹部の両エッジに沿って横方向のカットを行うためのアクセスを提供し、後腸、腹部キューティクルの間の接続を切断するのに役立つ。腹側腹部キューティクルの解放されたフラップはその後削除されます。 </li><li>腹部の臓器は今だけtracheolsによって所定の位置に保持されているように手順3と4で腸の前部と後部の接続が切断されています。腸や他の腹部臓器は通常、宝石商の鉗子（Roboz、＃55）と揺さぶる優しいを使用して単一の塊として除去することができます。内臓を削除しても、まだ脂肪体に囲まれて背側クチクラに接続されている心臓の鼓動のチューブを明らかにする。 </li><li>脂肪体は、結果としてそれは明らかに心臓のチューブを確認するために、この脂肪の一部を削除する必要がしばしばある光学顕微鏡では非常に不透明です。これは、細かく描かれたガラスキャピラリーを用いた脂肪吸引の技術によって実現されます。毛細血管は、標準的なピペットプラー（例：サッターP - 97ピペットプラー）を使用して作られていますし、真空源に接続されているプラ​​スチック製のチューブ（タイゴン、1 / 16&quot;）に挿入されます。このシステムは、心臓の管の周りから余分な脂肪から吸引するために使用されます。直径40ミクロ​​ンよりも大きなヒントとピペットを使用するべきではありませんので、吸引力は、先端の直径に比例する。心臓の後方部分はこの地域を完全に回避する必要があることを非常に壊れやすいので細心の注意は、心臓自体に触れないように注意しておく必要があります。 </li><li>成体ショウジョウバエの心臓の管が、現在公開され、暴行されるべきである。必要に応じて、キューティクルと接続された心を穏やかにワセリンからキューティクルを持ち上げ、慎重に背部の下のそれを突き、再び心臓組織との接触を避けることによって再配置することができます。 tにおける彼のポイントは、準備の入浴ソリューションは、新鮮なAHLに置き換える必要があります。この調製物は、前の任意の操作に酸素20〜30分間平衡を許可する必要があります。準備が60分以上維持する場合、それは新鮮なAHLで灌流してください。 </li></ol>光記録のための固定化ショウジョウバエの幼虫<ol><li> Sylgardのカバーガラスの各コーナーに近いHistoacryl接着剤の滴を配置。接着剤の滴にB＆Bバッファー50μlのを追加している硬化が即座になります。 B＆Bで接着されたスポットの間にスペースを埋める - 接着剤は、スライド上にバッファを保持します。 </li><li>放浪L3の幼虫を取り、2分間氷上でウェットティッシュの紙の上に置きます。これは、その動きが遅くなります。その後、バッファと東洋背側を上に（これは歯状突起のベルトを欠いている幼虫の側面である）とそれに幼虫を移す。すぐに頭部とSylgardの間にいくつかの接着剤を適用する。接着剤は硬化が非常に速くなりますし、移動から幼虫の頭部を防ぐ。 </li><li>鉗子を使用すると、慎重に後部気門によって動物をつかみ、ゆっくりとストレッチ。後半では幼虫の両側に沿って接着剤を適用することによって、この位置で幼虫を修正。体壁の筋肉がキューティクルのさらなる動きを減らすために、動物の脇腹に多くの接着剤を追加。幼虫は、今この位置に固定されています。カバースリップは、AHLまたはPBSで満たされた小さなペトリ皿に配置することができます。心臓の拍動は、現在、体壁の動きからの干渉なしに記録することができます。 </li></ol>代表的な結果： 新鮮な、酸素AHで維持するときに半無傷の成体ショウジョウバエの心臓は（補足データを参照して、Ocorr、ら、2007）解剖以下の時間のためにリズミカルに負かす事になります。代表的な例は、ムービー1に示します。第3齢幼虫と若ハエ（1 - 3週間後に羽化）からハーツ- 3 Hzの一般的に1の間のレートでの定期的なハートビートを示す。古いより3週間ハエは、一般的に不整脈であり、それにもかかわらず、これらの心はまだ酸素AHLで何時間も自然に打ち負かすことができます。解剖の手順の結果として損傷を受けている成人ハエの心は、一般的にリラックスすることができない極端な収縮の局所領域を示しています。 1Hzよりも遅いビートのレートはほとんど3週齢未満のハエでは観察されない。従ってそのような準備が破損すると破棄されると考えられている。 <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">ムービー1をダウンロードするには、ここをクリック。</a> -露出腹部心管を示す一週間古い大人の野生型のハエ（W 1118実験室株）（左前方）。定期的な、リズミカルな収縮を注意してください。右上隅の不透明な領域が残っている腹部の脂肪体であり、心臓の両側に丸い細胞が心膜細胞である。

<ol><li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li>
<li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li>
</ol>

ショウジョウバエモデルでは、胎生発育から学習や記憶に至るまで、科学的なさまざまな質問に対処するために使用されている強力な遺伝学的ツールであることが証明されている。最近この多目的なモデル生物はハエの心機能の遺伝学を調査するために使用されています。成体ショウジョウバエで心臓生理学を定量化するための試行回数は、腹部のクチクラを通してそのままハエで行った観測に頼ってきた。これらのアプローチのほとんどは、単一のパラメータ、心拍数を定量化するために腹部を介して目視観察や光強度の送信機の変更の記録に頼ってきた。これらのメソッドはいくつかの制限があります：通常、心臓の前端を観察することができる、何が観察されていると、心臓の収縮に二次脂肪体の動きであり、心臓への神経入力はそのままです。成人半無傷準備は心拍数に加えて、パラメータの数の定量化を可能にする機能の心臓の大部分のより詳細なビューを提供します。それは録音の手順（Joveの記事を参照、1435）電気生理学的または光学的に使用することができます。さらに、この調製物は、組織学的操作（Joveの記事を参照、1435）に適しています。また、PCRのための比較的きれいな心臓の組織サンプル、ウェスタンブロッティング、マイクロアレイ解析、等として抽出することができますショウジョウバエの成体の心臓は、この解剖の目的のために、便利な翼形の筋肉のネットワークにより、腹部の背側クチクラに固定されています。このように頭と腹側に横たわっ神経索を離れて分析する、とし心を傷つけることなく、内臓を除去することができる。しかし、心臓は腹部の体節5月6日に拡張し、ペースメーカー細胞または細胞がこの地域では間違いなく存在している腹部の唯一の非常に先端をカットするために、ステップ3で極端な注意が必要です。 ケアは、解剖時に心臓に触れないように注意する必要があります。心との接触が疑われる場合の準備は破棄されるべきである。適度な吸引は通常、心臓の管のよりよい視覚化のために心臓を囲むが、過剰な吸引はまた、心臓に損傷を与える可能性脂肪とtracheolsの一部を削除すればよい。吸引力は、主に脂肪吸引のために使用されるピペットチップの大きさによって制御され、約40ミクロ​​ンよりも大きなヒントは避けるべきである。 成人とは異なり、ショウジョウバエの幼虫の心臓チューブは体腔内を移動するのは比較的自由です。このように半無傷の幼虫の心の準備は、光記録技術の難しさを示す。外皮の半透明のため、それは、明視野顕微鏡を使用して無傷の幼虫に心臓を視覚化することが可能です。ここで説明する接着剤技術は、あらゆる発達段階の幼虫を固定化し、固定位置に心を保つ。これは、比較的静止した心臓の管の録音を可能にします。このような固定された幼虫によって記録された心臓の収縮が続いてJoveの1435で説明されている光記録技術によって分析することができます。

<table><tbody><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (curved)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Good for gross cuts (Step 3)</td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (straight)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, fine</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Both horizontal and vertical pipette pullers will work</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; inner diameter</td><td>for 100&amp;#x03BC;l capillaries</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; inner diameter</td><td>for small capillaries</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; tissue adhesive</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing the beating heart in drosophila

市販<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;心臓は最近、遺伝子、細胞、および筋原性心内分子メカニズムの基礎となる機能を調べるための良いモデル系として注目されています。ハエで心機能を調べる上で重要なステップは、まだ心臓の鼓動の臓器を観察し、記録されることを可能にしながら、その筋の機能を維持する方法で、心臓にアクセスする方法を見つけることです。幼虫と成人の両方で心臓の鼓動を観察し、記録するための2つの異なった方法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;ここで説明されています。大人のハエを使って私たちの半無傷の準備は、色素性クチクラからの干渉と脂肪体を覆うことなく、腹部、心臓の明確な可視化が可能になります。幼虫の心臓を記録するには、それにより心筋の収縮に関連付けられていない心の動きを減らし体壁の動きを最小化する幼虫を、固定化する必要が打つ。私たちの方法論は1-3 Hzのレートでの時間のために打つことができる安定した大人と幼虫の心の準備を生成する。

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Visualizing the Beating Heart in Drosophila

幼虫および成体での心臓の鼓動を可視化するために必要なテクニック<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;提示されます。各ライフステージでは、異なる方法論が必要になります。

の心臓の鼓動の可視化ショウジョウバエ</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

visualizing-the-beating-heart-in-drosophila

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

18.7K ビュー.  The Sanford Burnham Institute for Medical Research. 幼虫および成体での心臓の鼓動を可視化するために必要なテクニックショウジョウバエ提示されます。各ライフステージでは、異なる方法論が必要になります。

ビデオ: Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

ライブの視覚化ショウジョウバエ</em蛍光色素で>グリア - 神経筋接合部

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

生物学

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

の蛍光標識ショウジョウバエハートの構造

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

スモールハーツの半自動光ビート解析

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

幼虫のモニタリングの心機能キイロショウジョウバエ生理学的研究のための

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

の電子顕微鏡のための胚の調製ショウジョウバエ胎児心臓の管

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

クライオ切片による ショウジョウバエ の心臓蛍光染色のための新規で効率的な方法

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

遺伝学

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular organization and genomic investigations to behavioral studies. Due to the accumulated scientific knowledge, in recent years, Drosophila was brought to the field of modeling human diseases, including heart disorders. The presented work describes the experimental system for monitoring and manipulating the heart function in the context of a whole live organism using red light (617 nm) and without invasive procedures. Control over the heart was achieved using optogenetic tools. Optogenetics combines the expression of light-sensitive transgenic opsins and their optical activation to regulate the biological tissue of interest. In this work, a custom integrated optical coherence tomography (OCT) imaging and optogenetic stimulation system was used to visualize and modulate the functioning D. melanogaster heart at the 3rd instar larval and early pupal developmental stages. The UAS/GAL4 dual genetic system was employed to express halorhodopsin (eNpHR2.0) and red-shifted channelrhodopsin (ReaChR), specifically in the fly heart. Details on preparing D. melanogaster for live OCT imaging and optogenetic pacing are provided. A lab-developed integration software processed the imaging data to create visual presentations and quantitative characteristics of Drosophila heart function. The results demonstrate the feasibility of initiating cardiac arrest and bradycardia caused by eNpHR2.0 activation and performing heart pacing upon ReaChR activation.

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

The present protocol describes the generation of Drosophila melanogaster expressing eNpHR2.0 or ReaChR opsins in the heart for OCT imaging and optogenetic heart pacing. Detailed instructions for Drosophila OCT imaging and heart beating modulation, including the simulation of restorable heart arrest, bradycardia, and tachycardia in live animals at different developmental stages, are reported.

ショウ ジョウバエのメラノガスター モデルの開発による心機能のイメージングと光遺伝学的制御

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular ...

生物工学

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

ショウジョウバエの調製と光コヒーレンス顕微鏡を用いてin vivoで心機能の縦イメージング（OCM）

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Light Sheet Microscopy of Fast Cardiac Dynamics in Zebrafish Embryos

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid external development, tractable genetics, and translucency of the zebrafish, Danio rerio, LSFM has delivered insights into cardiac form and function at high spatial and temporal resolution without significant phototoxicity or photobleaching. Imaging of beating hearts challenges existing sample preparation and microscopy techniques. One needs to maintain a healthy sample in a constricted field of view and acquire ultrafast images to resolve the heartbeat. Here we describe optimized tools and solutions to study the zebrafish heart in vivo. We demonstrate the applications of bright transgenic lines for labeling the cardiac constituents and present novel gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental defects and changes in heart rate. We also propose a data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging. The entire workflow presented here focuses on zebrafish embryonic heart imaging but can also be applied to various other samples and experiments.

We describe optimized tools to study the zebrafish heart in vivo with light sheet fluorescence microscopy. Specifically, we suggest bright cardiac transgenic lines and present new gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental and heart defects. A possible data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging is also provided.

ゼブラフィッシュ胚における高速心臓ダイナミクスの光シート顕微鏡

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid ...

Preparation of Drosophila Heart: A Technique to Study Heart Physiology in the Adult Fly

Source: Vogler, G., Ocorr, K. <a href="https://www.jove.com/video/1425/" target="_blank">Visualizing the Beating Heart in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2009).
This video describes the fly&#39;s adult heart, or otherwise called the Drosophila dorsal vessel. The featured protocol demonstrates a dissection procedure for live heart preparations.

の心臓の鼓動の可視化ショウジョウバエ

要約

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ライブの視覚化ショウジョウバエグリア - 神経筋接合部

の蛍光標識ショウジョウバエハートの構造

スモールハーツの半自動光ビート解析

幼虫のモニタリングの心機能キイロショウジョウバエ生理学的研究のための

の電子顕微鏡のための胚の調製ショウジョウバエ胎児心臓の管

クライオ切片によるショウジョウバエの心臓蛍光染色のための新規で効率的な方法

ショウジョウバエのメラノガスターモデルの開発による心機能のイメージングと光遺伝学的制御

ショウジョウバエの調製と光コヒーレンス顕微鏡を用いてin vivoで心機能の縦イメージング（OCM）

ゼブラフィッシュ胚における高速心臓ダイナミクスの光シート顕微鏡

ショウジョウバエの心臓の準備:成虫のハエの心臓生理学を研究する技術

の心臓の鼓動の可視化ショウジョウバエ

要約

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の電子顕微鏡のための胚の調製ショウジョウバエ胎児心臓の管

クライオ切片による ショウジョウバエ の心臓蛍光染色のための新規で効率的な方法

ショウ ジョウバエのメラノガスター モデルの開発による心機能のイメージングと光遺伝学的制御

ショウジョウバエの調製と光コヒーレンス顕微鏡を用いてin vivoで心機能の縦イメージング（OCM）

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