Name: visualizing the beating heart in drosophila
Uploaded: 2009-09-28T21:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
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KO è sostenuto da un finanziamento della American Heart Association.

Prima di iniziare Cuori adulti <ol><li> Appena preparare emolinfa artificiale (AH) soluzione contenente 108mm Na +, 5mm K +, 2mm Ca 2 +, 8 mm MgCl 2, 1 mM NaH 2 PO 4, 4mm NaHCO 3, saccarosio 10mM, trealosio 5mm, HEPES 5mm (pH 7.1, tutti i reagenti da Prodotti chimici Sigma). Il saccarosio e trealosio dovrebbero essere aggiunti alla AH dalle soluzioni magazzino refrigerato al momento dell&#39;uso, al fine di prevenire la contaminazione batterica. </li><li> AH portare a temperatura ambiente e ossigenare la soluzione da bolle d&#39;aria per almeno 15 min. </li><li> Tirare diversi fini capillari (ad esempio vetro Capillari, 100ul, VWR) necessari per la rimozione di grasso. </li></ol> Cuori larvale <ol><li> Sylgard rivestita coprioggetto: usando una, trasferimento stuzzicadenti circa 50-70μl di soluzione Sylgard su un vetrino 22x22mm. Lasciate che i indurire Sylgard a 65 ° C durante la notte. </li><li> Preparare il Broadie e tampone del Bate (135mm NaCl, KCl 5mm, 4mm MgCl 2, 2mM CaCl 2, TES 5mm, Saccarosio 36mm;. PH 7,15 Vedi Broadie e Bate, 1993). </li><li> Preparare gli strumenti necessari per applicare la colla histoacryl. In primo luogo, tirare diversi fini capillari (ad esempio Science Prodotti GB100T8P). Collegare la punta della pipetta 1,5 ml con un tubo di plastica di piccole dimensioni (Tygon, 1 / 32 &quot;), inserendo l&#39;estremità più piccola nella provetta. Inserire un capillare con la sua ampia apertura verso l&#39;altra estremità. Caricare il capillare con colla Histoacryl immergendo il capillare in una goccia di colla e di aspirazione delicata nella punta di plastica. Quando si lavora con la colla si dovrebbe avere un secondo bicchiere capillare a portata di mano per rimuovere la colla eccessiva dalla punta della colla capillare. La colla è liquida fino a quando non entra in contatto con soluzione fisiologica tamponata dove si indurisce entro un paio di secondi. Tuttavia, rimane di solito in plastica abbastanza a lungo per essere rimossi dalla punta capillare colla o durante l&#39;applicazione al modello. </li></ol> Semi-intatta Cuore Drosophila dal Fly adulti <ol><li> Adulto vola Drosophila sono anestetizzati con Nap Fly (Carolina Biological Supply Co.) per 2-5 minuti. Bisogna fare attenzione a non lasciare le mosche nel Nap Fly per esposizioni più lunghe. Esposizione a breve termine al freddo può anche essere utilizzato per anestetizzare le mosche, ma di CO 2 non è raccomandato in quanto ha più effetti duraturi sulla frequenza cardiaca e ritmicità. </li><li> Vola anestetizzati sono posti, lato dorsale verso il basso, in una piastra di Petri rivestiti con un sottile strato di vaselina. La cuticola idrofobo nelle ali e il corpo reversibile &quot;bastone&quot; per la gelatina, ma il volo può essere riposizionato, se necessario. Questo diventa particolarmente importante durante le manipolazioni successive. </li><li> Un primo taglio è realizzato con un paio di forbici curve primavera (Roboz # 5611). Le lame a forbice sono posti sotto le gambe e angolati verso il basso verso la superficie dorsale del torace, vicino al collo. La testa, cordone nervoso ventrale, e le gambe vengono rimossi con un unico taglio. La preparazione viene poi immerso in un ossigenato, emolinfa artificiale (AH) soluzione. </li><li> Utilizzando le forbici molla la punta posteriore dell&#39;addome (formato da segmenti addominali 7 e 8) viene rimosso con un unico taglio. Questo consente l&#39;accesso di questi tagli, lungo entrambi i bordi laterali dell&#39;addome e serve a recidere il legame tra l&#39;intestino posteriore e la cuticola addominale. Il lembo libero della cuticola ventrale addominale viene quindi rimosso. </li><li> Nei passaggi 3 e 4 le connessioni anteriore e posteriore dell&#39;intestino sono così reciso gli organi addominali sono ora tenuti in posizione da solo tracheols. L&#39;intestino e altri organi addominali di solito può essere rimosso come una massa unica con pinze gioielleria (Roboz, # 55) e gentile strattoni. La rimozione degli organi interni rivela il tubo cuore pulsante ancora attaccato alla cuticola dorsale circondato da corpi grassi. </li><li> I corpi grassi sono abbastanza opachi al microscopio ottico, di conseguenza è spesso necessario per rimuovere una parte di questo grasso per vedere il tubo di cuore in modo chiaro. Questo si ottiene utilizzando una tecnica di liposuzione finemente disegnate vetro capillari. Capillari sono realizzati con uno standard pipetta estrattore (Es. Sutter P-97 pipette Puller) e vengono poi inseriti in tubi in plastica (Tygon, 1 / 16 &quot;) collegato a una fonte di vuoto. Questo sistema è utilizzato per aspirazione il grasso in eccesso attorno al tubo cuore. Forza di aspirazione è proporzionale al diametro della punta in modo pipette con le punte maggiori di 40 micron di diametro non deve essere utilizzato. Estrema cura deve essere presa per evitare di toccare il cuore stesso e perché la parte posteriore del cuore è molto fragile, che la regione dovrebbe essere evitato del tutto. </li><li> L&#39;adulto tubo cuore Drosophila è ora esposta e va a battere. Se necessario, il cuore della cuticola e allegata possono essere riposizionati da sollevando delicatamente la cuticola fuori la vaselina e con attenzione pigiatura indietro, sempre evitando ogni contatto con il tessuto cardiaco. Til suo punto la soluzione balneari la preparazione deve essere sostituita con AHL fresca. Questa preparazione deve essere lasciato equilibrare per 20-30 minuti con l&#39;ossigenazione prima di qualsiasi manipolazione. Se la preparazione deve essere mantenuta per più di 60 minuti dovrebbe essere perfusi con AHL fresca. </li></ol> Immobilizzare le larve di Drosophila per la registrazione ottica <ol><li> Mettere una goccia di colla Histoacryl vicino a ogni angolo del coprioggetto Sylgard. Aggiungere 50μl di B &amp; B buffer per le gocce di colla che si indurisce immediatamente. Riempire lo spazio tra i punti incollati con B &amp; B - la colla non mancherà di tenere il tampone sul vetrino. </li><li> Prendete una larva L3 errante e mettetelo su un foglio di carta velina bagnata in ghiaccio per 2 minuti. Questo rallenterà il suo movimento. Poi trasferire la larva nel buffer e orientarlo con la parte dorsale verso l&#39;alto (questo è il lato della larva che non ha le cinture dentino). Applicare rapidamente po &#39;di colla tra la regione della testa e del Sylgard. La colla si indurisce molto rapidamente e prevenire il capo della larva di muoversi. </li><li> Utilizzando pinze attentamente afferrare l&#39;animale dal spiracoli posteriori e delicatamente stretch. Fissare la larva in questa posizione applicando la colla lungo entrambi i lati della larva a metà posteriore. Per ridurre ulteriormente il movimento della cuticola dalla muscoli della parete del corpo, aggiungere la colla per i fianchi dell&#39;animale. La larva è ora fissato in questa posizione. Il coprioggetto può essere collocato in una piccola scatola di Petri piena di AHL o PBS. Battiti cardiaci possono essere registrati senza interferenze da parte dei movimenti parete del corpo. </li></ol> Rappresentante dei risultati: Il semi-intatti cuore adulto Drosophila batterà ritmicamente per ore seguenti dissezione quando mantenuto in fresco, AH ossigenata (vedi Dati supplementari, Ocorr, et al., 2007). Un esempio rappresentativo è mostrato in Movie 1. Cuori da 3 larva ° instar e vola giovani (1 - 3 settimane dopo eclosion) in genere mostrano un ritmo regolare cuore a tassi tra l&#39;1 - 3 Hz. Vola più di 3 settimane in genere sono più aritmici, tuttavia, questi cuori sono ancora in grado di battere spontaneamente per ore in AHL ossigenato. Cuori in mosche adulte che sono danneggiati come conseguenza della procedura di dissezione mostrano tipicamente le regioni localizzate di costrizione estrema, che non sono in grado di rilassarsi. Tassi di battito cardiaco più lento di 1 Hz sono raramente osservati nelle mosche meno di 3 settimane di età, di conseguenza tali preparati sono considerati danneggiati e vengono scartati. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">Clicca qui per scaricare film 1.</a> - Una settimana quella vecchia volare tipo selvatico adulto (ceppo di laboratorio w 1118) che mostra il tubo esposto cuore addominale (anteriore a sinistra). Nota regolare, contrazioni ritmiche. Regioni opache nell&#39;angolo in alto a destra ci sono i restanti corpi grasso addominale; cellule rotonde su entrambi i lati del cuore sono cellule del pericardio.

<ol>
	<li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -. S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging.">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li><li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster.">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li></ol>

Il modello Drosophila ha dimostrato di essere un potente strumento genetico che è stato usato per affrontare una serie di quesiti scientifici che spaziano dallo sviluppo embrionale all&#39;apprendimento e alla memoria. Di recente questo organismo modello versatile è stato utilizzato per studiare la genetica della funzione cardiaca in tempo reale. Un certo numero di tentativi di quantificare fisiologia cardiaca in adulti Drosophila si sono basati sulle osservazioni fatte nei moscerini intatta attraverso la cuticola add...

<table><tbody><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (curved)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Good for gross cuts (Step 3)</td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (straight)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, fine</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Both horizontal and vertical pipette pullers will work</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; inner diameter</td><td>for 100&amp;#x03BC;l capillaries</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; inner diameter</td><td>for small capillaries</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; tissue adhesive</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing the beating heart in drosophila

Il<em&gt; Drosophila</emCuore&gt; è recentemente emerso come un sistema di buon modello per l&#39;esame dei meccanismi genetici, cellulari e molecolari alla base della funzione nei cuori miogenico. Un passo fondamentale per esaminare la funzione cardiaca in tempo reale è trovare un modo per accedere al cuore in un modo che conserva la sua funzione miogenici pur consentendo l&#39;organo cuore pulsante di essere osservato e registrato. Due diversi metodi per osservare e registrare il cuore pulsante in entrambe le larve e adulti<em&gt; Drosophila</em&gt; Sono descritte qui. Il nostro semi-intatta la preparazione con le mosche adulte consente la visualizzazione chiara del cuore addominali senza interferenze da parte cuticola pigmentate e sovrastanti corpi grassi. Per registrare il cuore batte larvale è necessario immobilizzare la larva, che riduce al minimo i movimenti parete del corpo in modo da ridurre i movimenti cuore che non sono associati a contrazioni del miocardio. Le nostre metodologie di produzione stabile adulti e preparati cuore larvale che può battere per ore a tassi di Hz 1-3.

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Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Tecnica necessaria per visualizzare il cuore pulsante di larve e adulti<em&gt; Drosophila</em&gt; Sono presentati. Ogni fase della vita richiede una metodologia diversa.

Visualizzare il cuore pulsante di Drosophila</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

18.6K Views.  The Sanford Burnham Institute for Medical Research. Tecnica necessaria per visualizzare il cuore pulsante di larve e adulti Drosophila Sono presentati. Ogni fase della vita richiede una metodologia diversa.

Video: Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

Visualizzazione di Live Drosophila Gliali-giunzione neuromuscolare con tinture fluorescenti

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

Ricerca

Biologia

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

Etichette fluorescenti di Drosophila Cuore Strutture

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

Semiautomatici Analisi Heartbeat ottica di piccoli cuori

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

Il monitoraggio delle funzioni cardiaca in larvali Drosophila melanogaster Per gli Studi fisiologici

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Preparazione di embrioni per la microscopia elettronica del Drosophila Tubo cuore embrionale

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

Metodo nuovo ed efficiente per la colorazione a fluorescenza cardiaca di Drosophila con criosezione

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Genetica

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular organization and genomic investigations to behavioral studies. Due to the accumulated scientific knowledge, in recent years, Drosophila was brought to the field of modeling human diseases, including heart disorders. The presented work describes the experimental system for monitoring and manipulating the heart function in the context of a whole live organism using red light (617 nm) and without invasive procedures. Control over the heart was achieved using optogenetic tools. Optogenetics combines the expression of light-sensitive transgenic opsins and their optical activation to regulate the biological tissue of interest. In this work, a custom integrated optical coherence tomography (OCT) imaging and optogenetic stimulation system was used to visualize and modulate the functioning D. melanogaster heart at the 3rd instar larval and early pupal developmental stages. The UAS/GAL4 dual genetic system was employed to express halorhodopsin (eNpHR2.0) and red-shifted channelrhodopsin (ReaChR), specifically in the fly heart. Details on preparing D. melanogaster for live OCT imaging and optogenetic pacing are provided. A lab-developed integration software processed the imaging data to create visual presentations and quantitative characteristics of Drosophila heart function. The results demonstrate the feasibility of initiating cardiac arrest and bradycardia caused by eNpHR2.0 activation and performing heart pacing upon ReaChR activation.

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

The present protocol describes the generation of Drosophila melanogaster expressing eNpHR2.0 or ReaChR opsins in the heart for OCT imaging and optogenetic heart pacing. Detailed instructions for Drosophila OCT imaging and heart beating modulation, including the simulation of restorable heart arrest, bradycardia, and tachycardia in live animals at different developmental stages, are reported.

Sviluppo di modelli di Drosophila melanogaster per l'imaging e il controllo optogenetico della funzione cardiaca

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular ...

Bioingegneria

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila preparazione e imaging longitudinale della funzione cardiaca in vivo utilizzando Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Light Sheet Microscopy of Fast Cardiac Dynamics in Zebrafish Embryos

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid external development, tractable genetics, and translucency of the zebrafish, Danio rerio, LSFM has delivered insights into cardiac form and function at high spatial and temporal resolution without significant phototoxicity or photobleaching. Imaging of beating hearts challenges existing sample preparation and microscopy techniques. One needs to maintain a healthy sample in a constricted field of view and acquire ultrafast images to resolve the heartbeat. Here we describe optimized tools and solutions to study the zebrafish heart in vivo. We demonstrate the applications of bright transgenic lines for labeling the cardiac constituents and present novel gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental defects and changes in heart rate. We also propose a data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging. The entire workflow presented here focuses on zebrafish embryonic heart imaging but can also be applied to various other samples and experiments.

We describe optimized tools to study the zebrafish heart in vivo with light sheet fluorescence microscopy. Specifically, we suggest bright cardiac transgenic lines and present new gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental and heart defects. A possible data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging is also provided.

Microscopia light sheet di dinamiche cardiache veloci in embrioni zebrafish

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid ...

Preparation of Drosophila Heart: A Technique to Study Heart Physiology in the Adult Fly

Source: Vogler, G., Ocorr, K. <a href="https://www.jove.com/video/1425/" target="_blank">Visualizing the Beating Heart in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2009).
This video describes the fly&#39;s adult heart, or otherwise called the Drosophila dorsal vessel. The featured protocol demonstrates a dissection procedure for live heart preparations.

Visualizzare il cuore pulsante di Drosophila

Riepilogo

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