Collection of Blood from the Tail Vein of Rats During EEG Recordings

まず、バタフライニードルとそのチューブを1%カリウムEDTA溶液でコーティングします。針のすぐ後ろのチューブを切断して、血液を滴下します。麻酔をかけたラットを脳定位固定装置フレームに置き、フェイスマスクを通して麻酔を維持します。

動物の下に加熱パッドを置き、尻尾の一部をパッドに直接接触させます。動物が横を向くように後ろに動かし、外側の尾静脈が上部に見えるようにします。尾をぬるま湯に浸して側静脈を拡張します。

次に、尾を70%エタノールで拭きます。通常の白熱電球を使用して尾に暖かい光を当てます。21Gバタフライニードルを外側尾静脈に20度の角度から5ミリメートルの深さで挿入します。

次に、抗凝固剤として5ミリグラムのEDTAカリウムを含む500マイクロリットルの真空収集チューブに血液を採取します。針を外し、穿刺部位に圧力をかけて血液の流れを止めます。ネズミをホームケージに戻します。

次に、チューブを10回静かに反転させて、血液中の抗凝固剤を混合します。氷に1.5センチの深さの穴を開け、チューブを垂直に置きます。採取後1時間以内に、冷蔵遠心分離機で血液サンプルを遠心分離し、血漿を分離します。

次に、赤血球層と白血球層を避けて、約200マイクロリットルの血漿を吸引します。回収した血漿を0.2ミリリットルの滅菌マイクロチューブに入れます。品質管理のために5マイクロリットルのサンプルを取っておき、残りのサンプルは分析まで摂氏マイナス80度で保管します。

ラットから5つの時点で、52日目の真空法、55日目の尾部搾乳、58日目から64日目の滴下法など、異なる方法を用いて血液を採取した。紫外分光光度法を用いて評価したプラズマ試料の品質は、真空法を用いた場合、プラズマがピンク色で平均吸光度が0.647であることを示しました。同様に、尾部搾乳技術では、平均吸光度が 0.620 のピンク色の血漿が得られました。

対照的に、重力を利用した液滴回収システムでは、平均血漿吸光度値が有意に低下した透明な血漿サンプルが得られ、この手順が分析用の高品質のサンプルを得るのに最適であることが示唆されました。