著者らは、機械加工とフローチャンバーを介して画像の細胞に技術で支援するためにライカマイクロシステムズからフローチャンバーの部品やマットモーズリーの組み立ての彼のたゆみない努力のための生体計測器とマシンショップでは、Joeオーウェンに感謝したいと思います。我々は、デュークの灌流サービスからケビンコリンズと流れの回路設計に関する有益な助言のための医用生体工学専攻の博士スティーブウォレス恩義があります。我々はまたRC1HL099863 - 01&quot;補助装置の循環の生体適合性を向上させるために自家EPCライニング&quot;グラントを通じて、支援のためにアレクサンドラジャンセンとNIHが支援する国立科学財団大学院研究フェローシッププログラムに感謝します。

<ol>
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私達の流れの回路とフローチャンバーは、私たちが定義されている流体のせん断応力への付着細胞、例えば、EPCを、服従することができます。チャンバーの上部と底部が透明なので、細胞接着と形態は、リアルタイムで、チャンバー自体を介して、または流れの実験の後と解体フローチャンバーのいずれかを評価することができます。その時点で、細胞は、無菌条件下で収穫することができると再メッキのどちらか、またはさらなる分析のために彼らのDNAまたはRNA等を、収集するために使用。 層流を実現するために、チャンバーの設計は、いくつかの条件が満たされているようにする必要があります。 最初に、流れは粘性力に対する慣性力の比である、そのレイノルズ数（Re）を 、計算することによって検証することができます層、である必要があります。 （粘性力が支配する場合、 日時は小さく、流れは層流または&quot;完全に開発された&quot;です-通常RE &lt;2300。慣性力が支配的であれば 、RE&gt; 4000の場合のようにそれは、乱流になるまで、流れはますますランダムになります。）我々は、式（3）8にしたがって再計算することができます。 <img alt="式（3）" src="/files/ftp_upload/3349/3349eq3.jpg" /> ρは流体密度、Qは流量である、μは粘度であり、wとhは、それぞれチャンバーの幅と高さ、であり、そしてD hは 、式（4）8によると定義され、水力直径です。 <img alt="式（4）" src="/files/ftp_upload/3349/3349eq4.jpg" /> 166からまでの高さと私たちの3つのフローチャンバーのレイノルズ数、 - 267μmの、13.9の範囲 - 流量で34.6℃15ダイン/ cm 2のせん断応力を得るためにalculated。 234から100ダイン/ cm 2のせん断応力について計算された流速で、チャンバーのレイノルズ数は90.4の範囲であった。これらのレイノルズ数のすべての2300よりはるかに低いものであり、層流のための基準を満たしている。 第二に、速度場と流路（すなわち、完全に開発された）に沿った距離とは無関係であることがせん断応力のため、流体入口からスライドへの距離は、入り口の長さ、LはEよりも長くなければなりません。これは、式5によれば、入り口の長さを計算することによって満たすことができます。 <img alt="式（5）" src="/files/ftp_upload/3349/3349eq5.jpg" />上記の値については、入り口の長さは0.01〜0.25 cmまでの範囲。 第三に、横方向の速度とせん断応力が変化しないことを確実にするために著しく一次元チャンネル流（Δ 中 、Ph / 2L）の値から、比はH / W 1よりもはるかに小さくする必要があります。一次元流れの下、壁面せん断応力の95％になるように二次元流れの条件下での平均壁面せん断応力の場合、H / Wは0.10以下である必要があります、そして二次元流れの条件下での壁面せん断応力のためになるために一次元流れの下の壁面せん断応力の97.5％は、H / Wは0.05以下である必要があります。私たちの設計したフローチャンバーの大きさ1.7幅のcmと166との - 高さ267μmの、これらの条件が満たされている。 入り口では横方向の圧力勾配がない場合、圧力は流れの方向にのみ変化します。これは、流路に染料または粒子を用いて評価することができる。さらに、定常流実験のために、パルスダンパーは、流路に挿入されます。パルスダンパーでは、PULSの大部分を取り出しatilityは、回路内のローラーポンプによって引き起こされ、私たちは定常流の近似仮定することができます。注目すべきは、利用パルスダンパーでは、それが効果的にローラーポンプの特定の周波数に対する出力の流れに脈動をなくすことができるように、回路で使用されているポンプとチューブと互換性があります。とI / P 26チューブ - どんなMasterflex L / Sシリーズポンプ（600 RPMは0）と排出ライン上で使用するときに私たちのデモではMasterflex L / Sパルスダンパーでは、層流を実現しています。拍動流の場合は、プログラム可能なポンプは、様々な波形を生成するために使用することができます。 拍動流の場合は、プログラム可能なポンプは、様々な波形を生成するために使用することができます。 さらに、回路は、灌流液のようにサンプルが容易に細胞や流れ媒体の汚染を危険にさらすことなく、異なるタイムポイントで収集することができるように設計されています。この例では、NO 2の濃度は、 -で化学発光によって測定したオニクス/ Sieversの一酸化窒素アナライザー（NOA 280、Sieversの楽器、ボールダー、CO）は、以前に10を説明した。亜硝酸の分析に使用される還元剤はNOに亜硝酸塩に変換しないように削減の可能性を秘めているが、そのような硝酸塩等の窒素のいずれか高い酸化物を減らすには不十分であるため、相対的にである酢酸のヨウ化カリウム（14.5 M酢酸と0.05 M KI）であった亜硝酸塩の特定。サンプル6をしながら失われたボリューム用に調整しながら生産総量の亜硝酸が生成される濃度と回路の総体積の積として算出した。 次の手順では、流れの実験の成功した実行のために重要です。 <ol class="lroman"><li>気泡がその表面から細胞をティアオフする可能性があるので、それは、フロー設定時に気泡の形成を避けることが望ましい。これは、最適な底の部分、上のフローチャンバーの上部に配置する際に世話をすることによって回避することができます。お互いに両方の平行を維持し、再調整せずに1つの動きの底にトップを下げることにより実現。そうすることで、流路内に存在および/またはフローティング可能性がある小さな気泡は、アルミニウム筐体のどちらかの端に泡のトラップに転送されます。 </li><li>貯水池の流出管がタンクの底に達することを保証することが重要です。そうでなければ、空気が灌流液レベルがわずかにチューブの端を下回った場合、タンクからチャンバーにつながるチューブに吸い込まれる可能性があります。 </li><li>研究者は、回路とチャンバーに吸い込まれる空気という結果になる、ポンプが誤ってフローの開始時に逆方向に実行されないようにポンプの流れの方向を理解しておく必要があります。 </li><li>泡の形成を（血清中に含まれる変性タンパク質に起因する）を避けるために、我々はperfusaより約1インチにチャンバーからタンクにつながるチューブを下げるアドバイス貯水池内のTEのレベル。しかし、流れ媒体のレベルを超えてそれ​​を維持することで、実験中に貯水池への流入を確認することができます。 </li><li>一緒にチャンバーの部品をねじ込む場合、それはもう片方の手で電動ドライバーを動作させながらしっかりと片手でハウジングを把握することが重要です。電動ドライバーの動きは、ネジが締まっている一度&#39;の周りにチャンバーを放り出す&quot;可能性を秘めているトルクに変換されることに注意してください。 </li><li>回路の形成とその表面から細胞を持ち上げてから、任意の圧力波を避けるために、すべてのストップコックは、フローを開始する前に、開いていることを確認してください。 </li><li>特に長期的な流れの研究のために（&gt; 48時間）我々は、より困難かつ弾力性のあるチューブを配管の破断を防ぐために、ポンプヘッドに挿入する使用することをお勧めします。 </li><li>それは、チューブが精神的に不安定なポンプヘッドの歯のために、ポンプヘッド内部に&quot;移行&quot;することが可能です。したがって、我々はどのように浴槽に細心の注意を払って提案しますINGは、ポンプヘッドに固定し、チューブは&quot;に引っ張ら&#39;や実験中に外れている場合、簡単に気づくことができるようなマーキングペンでチューブの両端をマーキングしています。 </li><li>常に慎重に接続不良が原因で実験中の灌流液の漏出を防ぐために灌流を開始する前に、回路とチャンバーのすべての単一のコネクタを確認してください。これは、パルスダンパーの流入と流出のコネクタのために特に重要です！ </li><li>あなたが蛍光標識を使用する場合、光の露出を制限するために覚えている。 </li></ol>私たちのフローチャンバーの可能な制限は、高さは、アルミニウムに加工チャネルの高さで固定されているということです。しかし、これは各実験の前にチャネルの高さの検証と調整する必要がないという利点があるため、単に所望の値にポンプの流量を調整することによって、せん断応力の計算を簡素化します。あなたの研究の目標に応じて、それはすることが望ましい場合がありますポンプの速度を増加させずにせん断応力を増加させる。このケースでは、例えば媒体11にデキストランを加える、灌流液の粘度を増やすことをお勧めします。 流回路の可能な制限は、細胞の代謝物の非常に低濃度を定量化しようとしたときに問題がある可能性がある使用される媒体の大ボリュームです。ここに示されていませんが、それは実質的に小さく貯水池及びパルスダンパーを使用して、回路量を削減し、チューブの長さと直径を小さくすることが可能です。 さらに、培養中の細胞に流体せん断応力を適用するために使用できるいくつかの他の市販のシステムがあります。マイクロ流体ベースのシステムでは、これらのチャネル12,13,14の入力と出力の貯水池として機能しているウェルプレートへの解決策でロードされる様々なマイクロ流路内のセルの同時分析を可能にする、流出からBioFluxシステムを例えば。しかし、これらおよびその他のマイクロ流体システムは、標準的な顕微鏡のスライドとは互換性がないので、そのようなRT - PCRやウエスタンブロットなどの更なる実験のための細胞が十分な数の回復のために許可されていません。さらに、彼らは、あまりユーザーフレンドリーは$ 40,000の最小のコストおよび付属機器に応じて、10万ドル以上の合計に到達する可能性があります。 Flexcellインターナショナル株式会社、FlexcellストリーマーとFlexFlowのシステムから使用可能な2つのマクロ流体のシステムが、うまく内皮細胞15,16,17、流体の流れの条件の下で人間のアニュラスのセル18と線維芽細胞19を研究するために使用されている。 GlycoTechを通じて利用可能なサードシステムは、腫瘍細胞の接着20および内皮単層への白血球接着21を研究するために利用されている。 ストリーマーのシステムは、複数のスライドを一度に同一のせん断応力条件の下で実行することができますが、表示ウィンドウを欠いていると - 私たちとは違って設計 - フロー下での細胞のリアルタイム可視化のために許可されていません。 FlexFlowシステムが表示するウィンドウを持っていますが、ほとんどの実験室で使用されている標準的な顕微鏡ではないかもしれない正立顕微鏡が必要です。さらに、FlexFlowシステムは、フローチャンバー内に配置するときに反転するセルでコーティングされたカバースリップを必要とします。これは、我々の研究で実証チタンでコーティングされたガラス、などの不透明な表面上に蛍光細胞の可視化を排除する。最後に、特殊なカバースリップは、マルチ千ドルの価格帯でFlexcell Streamerのシステムに似ているFlexFlowシステム、専用に購入する必要があります。 GlycoTechは、大幅に安価な、しかし、便利な私たちの部屋のようなオートクレーブ幹になることができないキャストアクリルの組み合わせにより製造されて円形と長方形の平行平板フローチャンバーを、提供しています。注、オートクレーブ可能なように記載されている他のフローチャンバーの彼らは特殊な顕微鏡レンズ22,23を必要とするため、非現実的に表示されます。 GlycoTechシステムは、繰り返し使用して厚さに変更するため、（メーカーは毎10使用後に新しいものを購入されることをお勧めします）時間の経過とともにチャンバーの高さを変更する上部と底板との間にシリコンゴムのガスケットを、利用しています。 O -リングを内蔵した当社のアルミチャンバーは、上部と底板の完全な反対を可能にし、実験の間に一定の室の高さを保証します。最後に、真空ポンプは、当社の設計では必要ではないGlycoTechチャンバー、を含む多くのフローチャンバー設計における漏れ防止のシールを、達成するために必要です。 ここに示されていないのに対し、フローチャンバーは細胞の接着及び/または動作のリアルタイムイメージングのための全体の流れの実験中に、顕微鏡下に保持することができます。これが望まれている場合、我々は37灌流液の温度を維持するために、加熱ランプまたはチャンバーの下で加熱パッドを使用することをお勧め℃を毛皮細胞や代謝物または治験薬またはエージェントのない&quot;再循環&quot;が24を希望されない場合がある、ローラーポンプは、シリンジポンプに置き換えることができます。 それは、流体せん断応力下で細胞間相互作用を評価するためにコンフルエントEPCの層上に接着細胞、例えば蛍光血小板（Achneckらによって記載された血小板アッセイを使用して。6,25）を介して異なる方法で標識された細胞を流すことも可能です。私たちのフローチャンバーは、灌流液サンプリングポートと表示ウィンドウなど、他の利用可能なフローチャンバー、の貴重な機能を組み合わせて、どちら倒立または正立顕微鏡との互換性の重要な利点があります。それは完全にオートクレーブ可能であり、一定の室の高さに漏れ止めシールを達成するために真空ポンプを必要とせずに繰り返し実験が可能になります。

<table border="1"><tbody><tr><td> 製品/試薬 </td><td> 会社 </td><td> 製品＃ </td></tr><tr><td> 10mlのシリンジ</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 07940〜12 </td></tr><tr><td> 1ウェイStopcoks </td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 30600〜00 </td></tr><tr><td> 30mlのシリンジ</td><td> BDメディカル</td><td> 309650 </td></tr><tr><td> 4ウェイストップコック</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 30600〜04 </td></tr><tr><td>アルミ合金</td><td> N / </td><td> 6061 </td></tr><tr><td>細胞培養皿（4ウェル、長方形） </td><td>サーモサイエンティフィック、ヌンク</td><td> 267061 </td></tr><tr><td>細胞トラッカーオレンジ</td><td>インビトロジェン</td><td> C34551 </td></tr><tr><td> DMSO </td><td>研究オーガニック</td><td> 2162D </td></tr><tr><td> DPBS (-/-)</td><td>インビトロジェン</td><td> 14190-144 </td></tr><tr><td> EGM - 2 Singlequots </td><td>ロンザ</td><td> CC - 4176 </td></tr><tr><td>メス型ルアーアダプター</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> SI - 45500〜04 </td></tr><tr><td>フィブロネクチン</td><td>シグマ</td><td> F0895 - 2mgを</td></tr><tr><td>キャップ付きのガラスボトル（250ミリリットル） </td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 34594〜24 </td></tr><tr><td>ハードチューブ</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 06508〜16 </td></tr><tr><td> HBSS </td><td>シグマ</td><td> H8264 - 500ML </td></tr><tr><td> Histopaque </td><td>シグマ</td><td> H8889 - 500ML </td></tr><tr><td>ヘキストStain Solutionが</td><td>シグマ</td><td> H6024 </td></tr><tr><td> Hyclone FBS </td><td>サーモサイエンティフィック</td><td> SH30071.01 </td></tr><tr><td> L -グルタミン</td><td>ロンザ</td><td> 17 - 605E </td></tr><tr><td>男性のルアーアダプター</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> EW - 45505〜04 </td></tr><tr><td> MCDB - 131、1Xミディアム</td><td> Cellgro </td><td> 15から100 - CV </td></tr><tr><td>とげのあるポリプロピレン継手</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 06365〜90 </td></tr><tr><td> O -リング</td><td> N / </td><td> AS568A </td></tr><tr><td>パルスダンパー</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 07596〜20 </td></tr><tr><td>ポンプドライブ（Masterflex L / S可変速経済のドライブ） </td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 7524〜40 </td></tr><tr><td>ポンプヘッド（Masterflexイージーロードポンプヘッド） </td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 07518〜60 </td></tr><tr><td>スライド</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 48500〜00 </td></tr><tr><td>ソフトチューブ</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 96400〜16 </td> &lt;/ TR&gt; <tr><td>シリンジフィルタ</td><td>コー​​ルパーマーインストゥルメント（株） </td><td> 02915〜12 </td></tr><tr><td> SYTOXオレンジ核酸は染色</td><td>インビトロジェン</td><td> S - 11368 </td></tr><tr><td>トリプシンEDTA </td><td>ロンザ</td><td> CC - 5012 </td></tr><tr><td>トリプシン中和液</td><td>ロンザ</td><td> CC - 5002 </td></tr></tbody></table>

parallel-plate flow chamber and continuous flow circuit to evaluate endothelial progenitor cells under laminar flow shear stress

この方法の全体的な目標は、層流の条件に接着細胞をさらすとよく定量化流体のせん断1ストレスへの応答を評価する手法を説明することです。 私たちのフローチャンバーの設計とフローの回路（ 図1）は 、フロー中の様々な時点（ 図11C）で、フロー（ 図11A、B）の直前に細胞の形態の細胞接着とイメージングのテストを可能にする透過的な表示領域が含まれています、そして後のフロー（ 図11D）。これらの実験は、ヒト臍帯血由来内皮前駆細胞（EPC）とブタEPCは2,3に図示されている。 また、このメソッドは、他の接着細胞タイプ、例えば平滑筋細胞（平滑筋細胞）または線維芽細胞に適用可能である。 チャンバーと回路のすべての部分が容易に蒸気オートクレーブで滅菌されています。他のとは対照的にチャンバは、例えば、マイクロ流体チャンバー、セル（セルサイズに応じて&gt; 1万円）の多数は、細胞培養や他の実験で、例えば、DNAまたはRNAの抽出、または免疫組織化学（ 図11E）のための無菌条件下での流動実験後に回収することができますまたは電子顕微鏡5をスキャン。せん断応力は、灌流液の流量、流体の粘度、またはチャネルの高さと幅を変えることによって調整することができます。一次元の流れが維持されることを確保しながら、後者は流体の体積やセルのニーズを減らすことができます。チャンバーの高さが大きく、複数の実験のしやすさを増大させるガスケットの使用、に依存しないので、それは、実験の間にチャンバーの高さを測定する必要はありません。さらに、回路設計が簡単に解析および/ ​​または流体せん断応力の曝露で細胞から分泌される代謝物の定量、例えば、一酸化窒素（ 図12）6灌流液サンプルの収集を可能にします</suP&gt;。

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Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress

我々は、無菌連続流回路における層流のせん断応力を受ける接着細胞への方法を記述しています。細胞の接着、形態は、透明なチャンバーを通過代謝物の分析と将来の実験や培養のためのせん断曝露後に細胞を回収するための回路から得られた試​​料を研究することができる。

層流のせん断応力下の内皮前駆細胞を評価するために、平行平板フローチャンバーと定常流回路

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well ...

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Differential Analysis of Fluid Flow

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43.2K ビュー.  Duke University Medical Center. 我々は、無菌連続流回路における層流のせん断応力を受ける接着細胞への方法を記述しています。細胞の接着、形態は、透明なチャンバーを通過代謝物の分析と将来の実験や培養のためのせん断曝露後に細胞を回収するための回路から得られた試​​料を研究することができる。

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Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting and counting cells. However, manipulating the cell within the fluidic domain remains a challenge and requires complicated fabrication protocols for forming valves and electrodes, or demands specialty equipment like optical tweezers. Here, we demonstrate that conventional printed circuit boards (PCB) can be used for the non-contact manipulation of cells by employing dielectrophoresis (DEP) for bead and cell manipulation in laminar flow fields for bioactuation, and for cell and bead separation in multichannel microfluidic devices. First, we present the protocol for assembling the DEP electrodes and microfluidic devices, and preparing the cells for DEP. Then, we characterize the DEP operation with polystyrene beads. Lastly, we show representative results of bead and cell separation in a multichannel microfluidic device. In summary, DEP is an effective method for manipulating particles (beads or cells) within microfluidic devices.

Dielectrophoresis (DEP) is an effective method to manipulate cells. Printed circuit boards (PCB) can provide inexpensive, reusable and effective electrodes for contact-free cell manipulation within microfluidic devices. By combining PDMS-based microfluidic channels with coverslips on PCBs, we demonstrate bead and cell manipulation and separation within multichannel microfluidic devices.

誘電泳動と層流を用いたマルチチャネルマイクロ流体デバイスの分離ビーズと細胞

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

生物工学

A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell homing and tumor metastasis. The three-dimensional flow chamber device (hereafter the 3D device) is a novel in vitro technology that recreates physiological shear stress and allows each step of the cell extravasation cascade to be quantified. The 3D device consists of an upper compartment in which the cells of interest circulate under shear stress, and a lower compartment of static wells that contain the chemoattractants of interest. The two compartments are separated by porous inserts coated with a monolayer of endothelial cells (EC). An optional second insert with microenvironmental cells of interest can be placed immediately beneath the EC layer. A gas exchange unit allows the optimal CO2 tension to be maintained and provides an access point to add or withdraw cells or compounds during the experiment. The test cells circulate in the upper compartment at the desired shear stress (flow rate) controlled by a peristaltic pump. At the end of the experiment, the circulating and migrated cells are collected for further analyses. The 3D device can be used to examine cell rolling on and adhesion to EC under shear stress, transmigration in response to chemokine gradients, resistance to shear stress, cluster formation, and cell survival. In addition, the optional second insert allows the effects of crosstalk between EC and microenvironmental cells to be examined. The translational applications of the 3D device include testing of drug candidates that target cell migration and predicting the in vivo behavior of cells after intravenous injection. Thus, the novel 3D device is a versatile and inexpensive tool to study the molecular mechanisms that mediate cellular extravasation.

The three-dimensional flow chamber device is a novel in vitro technology for the quantitative and step-wise evaluation of the extravasation cascade of cells circulating under conditions of physiological shear stress. The device therefore fills a critical need for basic, preclinical, and clinical studies of cell migration.

生理フローの状況の下で循環細胞のケモカイン指向溢出を研究する新規三次元フローチャンバーデバイス

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell ...

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell phenotype after printing, poor organization and distribution of desired cells, and the inability to deliver drugs and/or nutrients to targeted areas in the array. Our 3D microfluidic printing technology is uniquely capable of sealing and printing arrays of cells onto submerged surfaces in an automated and multiplexed manner. The design of the microfluidic cell array (MFCA) 3D fluidics enables the printhead tip to be lowered into a liquid-filled well or dish and compressed against a surface to form a seal. The soft silicone tip of the printhead behaves like a gasket and is able to form a reversible seal by applying pressure or backing away. Other cells printing technologies such as pin or ink-jet printers are unable to print in submerged applications. Submerged surface printing is essential to maintain phenotypes of cells and to monitor these cells on a surface without disturbing the material surface characteristics. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays are produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas including cancer, diabetes, inflammation, infections, and cardiovascular disease.

This 3D microfluidic printing technology prints arrays of cells onto submerged surfaces. We describe how arrays of cells are delivered microfluidically in 3D flow cells onto submerged surfaces. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays were produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas.

連続フローMicrospotterを使用して変更表面に細胞のサブマージ印刷

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

Assessing Leukocyte-endothelial Interactions Under Flow Conditions in an Ex Vivo Autoperfused Microflow Chamber Assay

Leukocyte-endothelial interactions are early and critical events in acute and chronic inflammation and can, when dysregulated, mediate tissue injury leading to permanent pathological damage. Existing conventional assays allow the analysis of leukocyte adhesion molecules only after the extraction of leukocytes from the blood. This requires the blood to undergo several steps before peripheral blood leukocytes (PBLs) can be ready for analysis, which in turn can stimulate PBLs influencing the research findings. The autoperfused micro flow chamber assay, however, allows scientists to study early leukocytes functional dysregulation using the systemic flow of a live mouse while having the freedom of manipulating a coated chamber. Through a disease model, the functional expression of leukocyte adhesion molecules can be assessed and quantified in a micro-glass chamber coated with immobilized endothelial adhesion molecules ex vivo. In this model, the blood flows between the right common carotid artery and left external jugular vein of a live mouse under anesthesia, allowing the interaction of native PBLs in the chamber. Real-time experimental analysis is achieved with the assistance of an intravital microscope as well as a Harvard Apparatus pressure device. The application of a flow regulator at the input point of the glass chamber allows comparable physiological flow conditions amongst the experiments. Leukocyte rolling velocity is the main outcome and is measured using the National Institutes of Health open-access software ImageJ. In summary, the autoperfused micro flow chamber assay provides an optimal physiological environment to study leukocytes endothelial interaction and allows researchers to draw accurate conclusions when studying inflammation.

Assessing Leukocyte-endothelial Interactions Under Flow Conditions in an Ex Vivo Autoperfused Microflow Chamber Assay

Here, we present a protocol that allows the investigator to assess leukocyte recruitment dynamics ex vivo by connecting a chamber coated with endothelial-derived adhesion molecules to the circulatory system of a mouse. This method offers significant advantages since it allows for leukocyte assessment under relative biological conditions.

におけるフローの状況の下で白血球 - 内皮相互作用を評価する<em&gt;エクスビボ</em&gt; Autoperfusedマイクロフローチャンバーアッセイ

Leukocyte-endothelial interactions are early and critical events in acute and chronic inflammation and can, when dysregulated, mediate tissue injury ...

A Microfluidic Flow Chamber Model for Platelet Transfusion and Hemostasis Measures Platelet Deposition and Fibrin Formation in Real-time

Microfluidic models of hemostasis assess platelet function under conditions of hydrodynamic shear, but in the presence of anticoagulants, this analysis is restricted to platelet deposition only. The intricate relationship between Ca2+-dependent coagulation and platelet function requires careful and controlled recalcification of blood prior to analysis. Our setup uses a Y-shaped mixing channel, which supplies concentrated Ca2+/Mg2+ buffer to flowing blood just prior to perfusion, enabling rapid recalcification without sample stasis. A ten-fold difference in flow velocity between both reservoirs minimizes dilution. The recalcified blood is then perfused in a collagen-coated analysis chamber, and differential labeling permits real-time imaging of both platelet and fibrin deposition using fluorescence video microscopy. The system uses only commercially available tools, increasing the chances of standardization. Reconstitution of thrombocytopenic blood with platelets from banked concentrates furthermore models platelet transfusion, proving its use in this research domain. Exemplary data demonstrated that coagulation onset and fibrin deposition were linearly dependent on the platelet concentration, confirming the relationship between primary and secondary hemostasis in our model. In a timeframe of 16 perfusion min, contact activation did not take place, despite recalcification to normal Ca2+ and Mg2+ levels. When coagulation factor XIIa was inhibited by corn trypsin inhibitor, this time frame was even longer, indicating a considerable dynamic range in which the changes in the procoagulant nature of the platelets can be assessed. Co-immobilization of tissue factor with collagen significantly reduced the time to onset of coagulation, but not its rate. The option to study the tissue factor and/or the contact pathway increases the versatility and utility of the assay.

This paper describes an experimental model of hemostasis that simultaneously measures platelet function and coagulation. Platelet and fibrin fluorescence is measured in real-time, and platelet adhesion rate, coagulation rate, and onset of coagulation are determined. The model is used to determine platelet procoagulant properties under flow in concentrates for transfusion.

血小板輸血や止血のためのマイクロ流体フローチャンバーモデルは、リアルタイムでの血小板沈着およびフィブリン形成を測定します

Microfluidic models of hemostasis assess platelet function under conditions of hydrodynamic shear, but in the presence of anticoagulants, this analysis is ...

Isolation of Primary Murine Retinal Ganglion Cells (RGCs) by Flow Cytometry

Neurodegenerative diseases often have a devastating impact on those affected. Retinal ganglion cell (RGC) loss is implicated in an array of diseases, including diabetic retinopathy and glaucoma, in addition to normal aging. Despite their importance, RGCs have been extremely difficult to study until now due in part to the fact that they comprise only a small percentage of the wide variety of cells in the retina. In addition, current isolation methods use intracellular markers to identify RGCs, which produce non-viable cells. These techniques also involve lengthy isolation protocols, so there is a lack of practical, standardized, and dependable methods to obtain and isolate RGCs. This work describes an efficient, comprehensive, and reliable method to isolate primary RGCs from mice retinae using a protocol based on both positive and negative selection criteria. The presented methods allow for the future study of RGCs, with the goal of better understanding the major decline in visual acuity that results from the loss of functional RGCs in neurodegenerative diseases.

Isolation of Primary Murine Retinal Ganglion Cells RGCs by Flow Cytometry

Millions of people suffer from retinal degenerative diseases that result in irreversible blindness. A common element of many of these diseases is the loss of retinal ganglion cells (RGCs). This detailed protocol describes the isolation of primary murine RGCs by positive and negative selection with flow cytometry.

フローサイトメトリーによる一次マウス網膜神経節細胞（RGCs）の単離

Neurodegenerative diseases often have a devastating impact on those affected. Retinal ganglion cell (RGC) loss is implicated in an array of diseases, ...

Gene Expression Analysis of Endothelial Cells Exposed to Shear Stress Using Multiple Parallel-plate Flow Chambers

We describe a workflow for the analysis of gene expression from endothelial cells subject to a steady laminar flow using multiple monitored parallel-plate flow chambers. Endothelial cells form the inner cellular lining of blood vessels and are chronically exposed to the frictional force of blood flow called shear stress. Under physiological conditions, endothelial cells function in the presence of various shear stress conditions. Thus, the application of shear stress conditions in in vitro models can provide greater insight into endothelial responses in vivo. The parallel-plate flow chamber previously published by Lane et al.9 is adapted to study endothelial gene regulation in the presence and absence of steady (non-pulsatile) laminar flow. Key adaptations in the set-up for laminar flow as presented here include a large, dedicated environment to house concurrent flow circuits, the monitoring of flow rates in real-time, and the inclusion of an exogenous reference RNA for the normalization of quantitative real-time PCR data. To assess multiple treatments/conditions with the application of shear stress, multiple flow circuits and pumps are used simultaneously within the same heated and humidified incubator. The flow rate of each flow circuit is measured continuously in real-time to standardize shear stress conditions throughout the experiments. Because these experiments have multiple conditions, we also use an exogenous reference RNA that is spiked-in at the time of RNA extraction for the normalization of RNA extraction and first-strand cDNA synthesis efficiencies. These steps minimize the variability between samples. This strategy is employed in our pipeline for the gene expression analysis with shear stress experiments using the parallel-plate flow chamber, but parts of this strategy, such as the exogenous reference RNA spike-in, can easily and cost-effectively be used for other applications.

Here, a workflow for the culture and gene expression analysis of endothelial cells under fluid shear stress is presented. Included is a physical arrangement for simultaneously housing and monitoring multiple flow chambers in a controlled environment and the use of an exogenous reference RNA for quantitative PCR.

剪断応力の複数の平行平板流チャンバーを使用して内皮細胞の遺伝子発現解析

We describe a workflow for the analysis of gene expression from endothelial cells subject to a steady laminar flow using multiple monitored parallel-plate ...

Characterizing Single-Molecule Conformational Changes Under Shear Flow with Fluorescence Microscopy

Single-molecule behavior under mechanical perturbation has been characterized widely to understand many biological processes. However, methods such as atomic force microscopy have limited temporal resolution, while F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) only allow conformations to be inferred. Fluorescence microscopy, on the other hand, allows real-time in situ visualization of single molecules in various flow conditions. Our protocol describes the steps to capture conformational changes of single biomolecules under different shear flow environments using fluorescence microscopy. The shear flow is created inside microfluidic channels and controlled by a syringe pump. As demonstrations of the method, von Willebrand factor (VWF) and lambda DNA are labeled with biotin and fluorophore and then immobilized on the channel surface. Their conformations are continuously monitored under variable shear flow using total internal reflection (TIRF) and confocal fluorescence microscopy. The reversible unraveling dynamics of VWF are useful for understanding how its function is regulated in human blood, while the conformation of lambda DNA offers insights into the biophysics of macromolecules. The protocol can also be widely applied to study the behavior of polymers, especially biopolymers, in varying flow conditions and to investigate the rheology of complex fluids.

We present a protocol for immobilizing single macromolecules in microfluidic devices and quantifying changes in their conformations under shear flow. This protocol is useful for characterizing the biomechanical and functional properties of biomolecules such as proteins and DNA in a flow environment.

蛍光顕微鏡によるせん断流下の単分子の立体構造変化の特徴

Single-molecule behavior under mechanical perturbation has been characterized widely to understand many biological processes. However, methods such as ...

Asymmetrical Flow Field-Flow Fractionation for Sizing of Gold Nanoparticles in Suspension

Particle size is arguably the most important physico-chemical parameter associated with the notion of a nanoparticle. Precise knowledge of the size and size distribution of nanoparticles is of utmost importance for various applications. The size range is also important, as it defines the most &#8220;active&#8221; component of a nanoparticle dose.
Asymmetrical Flow Field-Flow Fractionation (AF4) is a powerful technique for sizing of particles in suspension in the size range of approximately 1&#8211;1000 nm. There are several ways to derive size information from an AF4 experiment. Besides coupling AF4 online with size-sensitive detectors based on the principles of Multi-Angle Light Scattering or Dynamic Light Scattering, there is also the possibility to correlate the size of a sample with its retention time using a well-established theoretical approach (FFF theory) or by comparing it with the retention times of well-defined particle size standards (external size calibration).
We here describe the development and in-house validation of a standard operating procedure (SOP) for sizing of an unknown gold nanoparticle sample by AF4 coupled with UV-vis detection using external size calibration with gold nanoparticle standards in the size range of 20&#8211;100 nm. This procedure provides a detailed description of the developed workflow including sample preparation, AF4 instrument setup and qualification, AF4 method development and fractionation of the unknown gold nanoparticle sample, as well as the correlation of the obtained results with the established external size calibration. The SOP described here was eventually successfully validated in the frame of an interlaboratory comparison study highlighting the excellent robustness and reliability of AF4 for sizing of nanoparticulate samples in suspension.

This protocol describes the use of Asymmetrical Flow Field-Flow Fractionation coupled with UV-vis detection for the determination of the size of an unknown gold nanoparticle sample.

懸濁液中の金ナノ粒子のサイズに対する非対称流量場流分画

Particle size is arguably the most important physico-chemical parameter associated with the notion of a nanoparticle. Precise knowledge of the size and ...

Blood Flow Imaging with Ultrafast Doppler

The pulsed-Doppler effect is the main technique used in clinical echography to assess blood flow. Applied with conventional focused ultrasound Doppler modes, it has several limits. Firstly, a finely tuned signal filtering operation is needed to distinguish blood flows from surrounding moving tissues. Secondly, the operator must choose between localizing the blood flows or quantifying them. In the last two decades, ultrasound imaging has undergone a paradigm shift with the emergence of ultrafast ultrasound using unfocused waves. In addition to a hundredfold increase in framerate (up to 10000 Hz), this new technique also breaks the conventional quantification/localization trade-off, offering a complete blood flow mapping of the field of view and a simultaneous access to fine velocities measurements at the single-pixel level (down to 50 &#181;m). This data continuity in both spatial and temporal dimensions strongly improves the tissue/blood filtering process, which results in an increase sensitivity to small blood flow velocities (down to 1 mm/s). In this method paper, we aim to introduce the concept of ultrafast Doppler as well as its main parameters. Firstly, we summarize the physical principles of unfocused wave imaging. Then, we present the Doppler signal processing main steps. Particularly, we explain the practical implementation of the critical tissue/blood flow separation algorithms and on the extraction of velocities from these filtered data. This theoretical description is supplemented by in vitro experiences. A tissue phantom embedding a canal with flowing blood-mimicking fluid is imaged with a research programmable ultrasound system. A blood flow image is obtained and the flow characteristics are displayed for several pixels in the canal. Finally, a review of in vivo applications is proposed, showing examples in several organs such as carotids, kidney, thyroid, brain and heart.

This protocol shows how to apply ultrafast ultrasound Doppler imaging to quantify blood flows. After a 1 s long acquisition, the experimenter has access to a movie of the full field of view with axial velocity values for each pixel every &#8776;0.3 ms (depending on the ultrasound time of flight).

超高速ドップラーによる血流イメージング

The pulsed-Doppler effect is the main technique used in clinical echography to assess blood flow. Applied with conventional focused ultrasound Doppler ...