ニューロンの細胞培養用マイ​​クロ流体デバイスの準備 1）クリーンコーニング第2​​4ミリメートル× 40 mmのスライドガラス<ul><li> 30分間水浴の超音波処理のスライドガラスを超音波で分解する</li><li> 70％エタノールでガラススライドをすすぐ</li><li>ウォッシュはのdH 2 Oで三回スライド</li><li>望ましい一晩数時間のための組織培養フード、のドライスライド</li></ul> 注：我々はスライドを使ってロードされる特殊な金属のトレイを持っている。スライドを個別に分離し、この金属製のラックのスロットに配置されます。我々は、我々は、水で埋めることにガラス皿、水浴の超音波処理の場所にトレイをロードするこれらの金属を配置し、30分間超音波処理することができます。その後の洗浄は、この皿の中で行われている。 2）PDMSデバイスを準備する<ul><li>それを、シリコンウエハからPDMSモールドを切り取るPDSMキャストのパンチ穴と四半期</li><li>最初にそれらを介して不活性ガス（アルゴンまたは窒素）を吹き込むことでPDMSデバイスを清掃してください。その後、残りの破片をリフトオフ3Mスコッチブランド471テープを使用してください</li></ul> 注：デバイスを表向きに保つことが重要です。当初は、我々はシリコンウエハから離れてPDMSをカットするときに、ウェハに接触する側は、クリーンな側である：それは、マイクロ流体チャネルが含まれています。我々はプラズマボンディングのための準備が整うまで私達がようにデバイスを損傷し、きれいな側面を維持できないためにできる限り慎重にしてみてください。 <ul><li>プラスチック容器のオートクレーブ装置</li><li>オートクレーブ後、クリーンな1号コーニングのスライドガラスとHarrickブランドプラズマクリーナー、使用してプラズマトリートデバイス<a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.comを</a> </li><li>デバイスは、スライドガラス上側を下に清潔な場所。 </li></ul>デバイスはスライドガラスに結合プラズマです。 3）コーティングポリL -リジン（PLL）を持つデバイス<ul><li> PLLは、デバイスの各サイドにウエルに添加して、次の井戸に流れるように許可されています</li></ul> 大井戸と小さな井戸では30μリットルPLLのPLLの=&gt;150μlの 。それは、長い井戸が一杯なので正確である必要はありません。 注：デバイスを確認すると、4ウェルが表示されます：それぞれ2つが接続されています。あなたはよくので、次のウェルに、デバイスを流れることに一つにPLLを置きたいと思う。 <ul><li> PLLは、約10分間、デバイスを流れるし、それらを埋めるために井戸に多くのPLL追加することができます</li><li> （一晩が望ましい）4時間の最小値を37℃でインキュベーターでPLLを含むデバイスを配置</li><li>治療後に過剰なPLLを掃除しますが、デバイスからすべての液体を吸引しないように注意してください</li></ul> 注：チャネルまたはチャンバーに気泡を導入したくない。ちょうど井戸の過剰なPLLを掃除。 <ul><li>装置の両側に各ウェルにオートクレーブのdH 2 Oを追加し、毛細管現象により、他のウエルに流れることを可能に</li></ul>図1は、マイクロ流体デバイスの模式図である。ブルー（相馬側）が接続されている様子がわかりますし、赤は（軸索側）に接続されています。我々はデバイスの各サイドにもいずれかPLL、または水やメディアを、置くと言うとき、我々は何を意味するか、例えば、ですの注意：オートクレーブDHの一つブルーウェルし、正しい位置を150μlのオートクレーブのdH 2 O中の150μlをまあ1つのRedに2 0。水（またはPLL、またはメディア、またはセル）は、他の対応するウェルにデバイスを介して流れることになる。 <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="図1" width="362" height="216" /> 図1 注：今から、私は&quot;場所のメディア、細胞、水またはPLLがTOP井戸で&quot;と言うと、私は相馬の左にある場所を上の図を参考にしていますし、軸索はに成長する、注意してください右側。 <ul><li>水を（再び完全にデバイスからすべての液体を除去しないように注意しながら）オフ吸引、その後も接続されている各のいずれかにオートクレーブのdH 2 O中の別の150μlを追加し、対応するウェルに流れるよう。 </li><li> 37℃インキュベーターでのdH 2 Oを含むデバイスを配置° Cで1時間、その後再び洗浄ステップを繰り返します。合計である一時間ごとのdH 2 Oでデバイスを3回洗浄する。 </li></ul> 注：PLLからのホウ酸塩は、PDMSに吸収することができる、チョン研究室のいくつかは私のカップルの後にオートクレーブのdH 2 Oで一晩デバイスをインキュベート推奨されている可能性があるためnitial迅速なリンス。これは、すべて無料のホウ酸塩は細胞の読み込み前にPDMSから浸出されることを保証します。これが行われない場合、細胞毒性につながる可能性が時間の経過とともに、メディアへのホウ酸塩の放出、があるかもしれません。 <ul><li>トップウェルに必要な要因（グルタミン、B27、PenStrep）とニューラル基礎培地（NBM）を追加</li></ul> 注：デバイスが一晩と翌日の細胞とメッキインキュベート、または細胞を播種する前にNMB +要因で3時間の最小値をインキュベートすることができます。 デバイスにロードするのニューロンの準備我々はどちら脳ビットまたは私たちのためにキャンパスでここに準備されるという会社から購入することが18日間の古い胎児ラットの大脳皮質を使用してください。我々は、組織が、新鮮な取得することを好む。 <ol><li> HibernateはEに格納される1胎児の脳の皮質（組織の2個）を入手する</li><li> 3つの長いガラスピペットを取ると、アルコールランプを使用して連続的に小さなサイズにそれらをそれぞれ起動</li><li>滅菌15 mlのチューブにNMB +要因の2mlのガラスピペットと場所で、HibernateのEから採取した組織を削除します。 </li><li> 粉砕：皮質は約5〜10回上下に渡されたとされる電球とガラスピペットを使用する。その後、次に小さいピペットは、組織の上下にピペッティングとするために使用されます。最後に、最小のピペットは、組織の上下にピペッティングとするために使用されます。私たちは、目に見える塊がないことを確認したい。 注：最近、チョンラボは、当初50％に0.125％トリプシンで処理組織から調製された細胞にHibernateがEに保存されている組織からの細胞を比較し始めたのCa + +フリーおよびMg + +無料の解剖バッファー。コンセンサスは、トリプシンはすぐに組織を使用する予定がない場合は、その後、休止状態E.で組織を格納する必要があるHibernateのE.に最初に置かれた組織よりも多くの生細胞を得る使用して調製したもの組織です すぐにティッシュを使おうとしていると増加する可能性をご希望の場合は次のように、その後、前の機械的粉砕にトリプシンと組織を扱う：1）Ca + +のフリーMg + +のフリーの1mlで1ミリリットル0.25％トリプシン（Gibco社、Invitrogen）を希釈解剖のバッファは、15 mlのチューブ（氷の寒さを保つ）に（最後のトリプシン= 0.125％）、2）場所バッファ内の組織と8分37℃で直ちに培養、3）を停止する10ミリリットルDMEM/10％FBSを追加するトリプシンの反応と、下記のプロトコールを続ける。 </li><li> 1分間1100 rpmで遠心細胞</li><li>慎重に細胞ペレットを吸引メディア</li><li>ピペッティングしてペレットと再懸それにNMB +要因の1 mlを添加し、ダウン</li><li> （BDファルコンセルストレーナー40 UMナイロン）し、細胞塊を除去するフィルタを介して重力流によって再懸濁した細胞を渡す</li><li>数とプレートの細胞： <ul><li>マイクロ遠心チューブに、60μlのNMBを追加する+要因は、細胞懸濁液20μl、およびトリパンブルー液20μlにして混ぜる</li><li>血球計算板にこのソリューションの約10μlを加え、生細胞を（ではない青）カウント</li><li> 2.5に濃度を調整します- 4.5 × 10 6細胞/ ml 注：我々は一般的に約2.5の濃度を得る- 4.5 × 106細胞/ mlを。ボリュームに応じて細胞が（通常は1ミリリットルNBM + B27/Glutamax/PenStrep percortex）に再懸濁する。組織をトリプシンを用いて調製されている場合、収量は可能性が増加します。 </li></ul></li></ol>デバイスのめっき<ol><li>デバイスの1つのウェルに細胞を（一次ニューロン）を読み込みます</li><li>プレート小さなデバイスあたり5μlと大きなデバイスあたり20μlの 注：トップソマリ族も（トップソマリ族の5μlをウェルに装置の上部と装置の底部（半数ボリューム）上に10μlの上に細胞を10μl、または直接のすべてのセル20μlをロードすることができます小型デバイス用）。 </li><li> 37℃インキュベーターで10分間インキュベートするので、細胞は、アタッチを開始することができます</li><li>よくデバイスのサイズに応じてそれぞれにNMB +要因の約30分の150μlを加え 注：ボリュームは、PDMSの厚さによって異なります。大切なことは、井戸が一杯であるということです。 </li></ol>プラズマボンディングなしでデバイスを使用する方法の補足プラズマなしで毎週成功し、それを行うプラズマ処理し、クリスティーナ火、技術者、なしで、ちょうどすぐに細胞をロードするために述べています。 ソーマ側の両方の井戸（あなたのメディアを残す場合、軸索側は関係ないでしょう）からメディアを削除してください。それは細胞が主要なチャネルを入力するための流体の流れです。あなたが井戸内のメディアがあれば、流体の流れを取得することはありません。

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ここでは、プラズマクリーナーを必要とせずにニューロンマイクロ流体デバイスを使用する方法を示しました。我々はこのような非プラズマボンディングを参照してください。

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

このビデオでは、我々はプラズマ接合することなくニューロンマイクロ流体デバイスを使用する方法を示します。いくつかのケースでは、コーニング第1カバーガラスへの可逆的結合デバイスに望ましいかもしれない。これは利用できないプラズマクリーナーに、おそらく、原因である可能性があります。それは神経細胞がデバイスで染色することができるので、免疫染色のためにデバイスを削除する必要がないのに他の例では、それは、顕微鏡の特定の型の場合や、免疫染色のための神経細胞の培養の後にガラスからデバイスを削除することが望ましい場合があります。一部の研究者は、しかし、それでもデバイスを削除することを好む。このケースでは、カバーガラスへのデバイスの可逆的結合は、それが可能になります。シールのようにタイトではないが形成されその内のデバイスの非血漿結合にはいくつかの短所があります。いくつかのケースでは軸索は、溝の下ではなく、それらを通して成長することがあります。また、ガラスとPDMSは疎水性であるため、液体は容易にデバイスにメディアや他の試薬を強制的に常にそれが必要なことデバイスを入力しないでください。液体は毛管現象を介してデバイスに入力されますが、プラズマ結合をされているデバイスと比較して、それはかなり時間がかかります。プラズマクリーナーは、数秒以内にボンディングした後、デバイスを介して液体の流れを促進ガラスやデバイス上で一時的な親水性の電荷を作成します。非プラズマ結合デバイスの場合、デバイスを介して液体の流れには数分かかります。プラズマクリーナーは、それらを殺菌するため、プラズマ処理装置は使用前に滅菌する必要がないのに対し、最初に滅菌する必要があるデバイスは、非プラズマ貼り合わせで使用することに注意することも重要です。

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Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

このビデオでは、プラズマの結合なしニューロンマイクロ流体デバイスを使用する方法を示します。

マイクロ流体デバイスの低コスト作製のためのPDMSの非プラズマボンディング

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K ビュー.  University of California, Irvine (UCI). このビデオでは、プラズマの結合なしニューロンマイクロ流体デバイスを使用する方法を示します。

ビデオ: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

ニューロン相馬と軸索のコンパートメントのためのマイクロ流体デバイスの作製

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

生物学

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

細胞生物学の勾配を生むマイクロ流体デバイス

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMSデバイスの作製と表面改質

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

熱可塑性マイクロ流体チャネルの作製

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

使い捨て診断用マイクロ流体アプリケーション

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

アンペロメトリー電極の作製

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

筋原培養組織コンストラクトの作製

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

マイクロ流体デバイスでパッシブポンピング用高速液滴ベースのデリバリーシステム

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

有核細胞を循環の濃縮のための自動化されたマイクロ流体血液溶解プロトコル

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

接着細胞培養用の酸素挿入の作製と動作

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...