著者は技術のために低温蛍光試料ステージ、中国科学技術大学のChangluタオとチェン徐の建設のためにトラビスウィーラーと細胞生物学科機械工場や生理学、ピッツバーグ大学に感謝したいと思います案内、原稿の重要な読書のための博士テレサBrosenitsch。この作品は、国立衛生研究所（GM082251＆GM085043）によってサポートされていました。

1。カーボンコーティングされた上でのHeLa細胞培養、ゴールドEMファインダーグリッド<ol><li>グロー放電25秒25ミリアンペア下200メッシュR2 / 2 Quantifoil金EMファインダーグリッドの炭素側。 </li><li>コー​​トフィブロネクチンとEMグリッドは、カーボン側、それを下に浮かんで、50μgの/ mlのフィブロネクチン溶液を40μlの液滴にし、組織培養フード内で2時間、UV光の下でそれを消毒。 </li><li>プレートのHeLaグラスボトム培養皿で2×10 4細胞/ ml（合計2 mlの培養液）の密度でグリッド上のセルとDMEM中で、5％CO 2、37℃で細胞を成長させるには、4.5で補充約18時間グラム/ L L-グルタミンおよびグルコース、10％熱不活性化ウシ胎児血清、100単位/ mlのペニシリン、および100μg/ml/ mlのストレプトマイシン、。 HeLa細胞は、O / N培養後に感染している。 </li></ol> 2。 HIV-1感染症とライブセルイメージング<ol><li>グラスボトム文化に蛍光細胞トラッカー（赤CMTPX、1μlの/ 2 ml）を追加ディッシュ（ステップ1.3から）と蛍光色素のアップテイクできるように、10分間37℃で皿をインキュベート。 </li><li> PBSで細胞を洗浄し、50μlの予め温めておいた新鮮な培地を追加します。 </li><li> 37°C、スウェプトフィールド共焦点スキャナ顕微鏡でライブセルチャンバー上に皿を置きます。低温電子顕微鏡は、比較的薄い領域を必要とするので、彼らはほとんどの、フラットに広げている2つの有糸分裂の相の間の細胞と1-3のセルを含む/平方複数のフィールド（10-15位置）、（ 図2c及び2dを参照） を選択するサンプル。将来のイメージング（ステップ2.5）のためにこれらの位置を保存します。 </li><li> （我々はP24の40 ngの/ mlのを含むサンプル40μlのを使用してください）​​GFP-Vprにを含むVSV-GシュードタイプされたHIV-1粒子を細胞に感染。皿の底にウイルス粒子を追加する場合は、イメージングのための位置がすでに選択して保存されているため、EMグリッドを邪魔しないように注意してください。 </li><li>直ちにビリオンの添加後、チタニウムを集める20-40分間、前に選択した位置での高速3D共焦点画像を、（ステップ2.3から）私タイムラプス。 </li><li>共焦点画像は変形者を使用して取得し、Imarisソフトウェア（ 図1を参照）を使用して、単一粒子のダイナミクスのための自動3D粒子追跡によって分析した。我々は、回折限界のHIV-1細胞の超微細構造を有する粒子の動的挙動を相関しているので、時間経過の生細胞イメージングと3Dパーティクルトラッキングは結果に重要です。しかし、大規模な静的構造のために、シンプルな蛍光画像（ライブセルなし）相関分析のための十分であろう。 </li></ol> 3。冷凍水和EMサンプル調製サンプルの最後の共焦点画像とクライオ固定のコレクションの間の時間遅延を最小限に抑えるために、FEI Vitrobot（または他のガラス固化装置）蛍光共焦点ライブセルイメージのコレクションの間に開始され、プランジ凍結のために準備されるべきである。<ol><li>ガラス固化装置の電源をオンにし、22にその気候温度を設定°C、100％に目標湿度、7秒にブロッティング時間、待機して1秒までの時間をドレイン。 </li><li>プランジ​​ャーデュワーのグリッドストレージボックスを置き、冷たい液体エタンを準備します。ガラス化デバイスにデュワーをマウントします。 </li><li>直ちに共焦点ライブセルイメージング（セクション2）の後、氷冷した銅ブロック上に培養皿を配置し、低温電子顕微鏡の試料準備室に転送します。専門のピンセットにEMグリッドをロードし、迅速グリッド上の任意のメディアを離れてしみ。ブロッティングを0.2μm、蛍光ミクロスは直ちにグリッドに配置され、15 nmの金ビーズ溶液4μlのを混合した後、濾紙で、手作業で行われます。金ビーズは断層データ収集および整列を助けるために基準マーカーとして使用される。蛍光ミクロスフェア（ 図2cは-2fを参照 ）、蛍光灯や電子顕微鏡の画像間の相関を支援するために使用されている。 </li><li>ガラス化デバイスにピンセットをロードし、液体エタン16に凍結ブロットおよび突入するようにデバイスに指示します。最良の結果を達成するために最適化されたブロッティングパラメータは次のとおりです。ブロット時間、7秒、ブロットオフセット、0;ドレイン時間、1秒、温度22℃、そして湿度100％。 </li><li>後で使用するために即時cryoETイメージングのための低温電子顕微鏡ホルダー、または液体窒素貯蔵デュワーに冷凍水和グリッドを転送します。 </li></ol> 4。クライオ蛍光顕微鏡自作、クライオ蛍光試料室とステージシステム（ 図3）は、ステップ4.1から4.10を遂行するために必要とされる。詳細な仕様、ステージの説明6月らで見つけられるかもしれません。15。 <ol><li>少なくとも2時間低温蛍光顕微鏡（ 図3aを参照）を開始する前に液体窒素で自己加圧された液体窒素デュワーを埋める。 </li><li>手製のクライオ-FをマウントこのようなオリンパスIX 71として倒立蛍光顕微鏡へluorescence試料ステージ15（ 図3）。 </li><li>自己加圧デュワーに低温試料ステージの液体窒素の注入口を接続し、適当な容器に液体窒素オーバーフロー保護のコンセントを配置。霜のレンズは暖かく、自由を維持するために対物レンズの上に置かスリーブに乾燥窒素ガスラインを接続します。 </li><li>凍結した水和サンプルグリッドをロードするためのクライオ段室に銅ブロックのプラットフォーム（図3bに黒い矢印）を配置します。クールダウンし、自己加圧充填デュワーから入口ラインを通して液体窒素で凍結ステージの銅室を埋める。 </li><li>低温ステージは、液体窒素温度（約4-6分）に達すると、低温ステージにグリッドストレージボックス（ステップ3.5から）転送する。 </li><li>銅ブロック上にEM試料カートリッジに凍結した水和サンプルグリッドを配置し、GをクリップC-リング（Polara顕微鏡カートリッジを使用している場合）を使用して、所定の位置に取り除く、または場所でも後のグリッドを簡単に取得するためにグリッドを維持するために、（ 図3dの黒い矢印）上に予め冷却した銅リングを配置低温蛍光イメージング（非Polara低温電子顕微鏡のための場合）。 </li><li>クライオステージ（図3bで白矢印）の内側のチャンバーにカートリッジを（ステップ4.6から）に置きます。 </li><li>ライブセルイメージングデータから同じウイルス粒子を検索し、見つける。 EMグリッドがインデックスを持っているので、生細胞画像やクライオ蛍光画像の両方のグリッドで同じ粒子をローカライズするために簡単です。 </li><li>長い作業（2.7〜4ミリメートル）の対物レンズの光顕微鏡を用いて低温条件下で識別位置にクライオDICとGFPの画像を取得する。低温蛍光イメージングの間、定期的に、クライオステージと補充、それを中の液体窒素レベルを確認し、必要に応じて、-170を下回る試料ステージを維持する℃の</li><li>クライオ蛍光イメージングが完了した後、注意深く銅ブロックプラットフォームに試料カートリッジを返し、Polaraシステムとの将来cryoET分析のために液体窒素デュワーにカートリッジを格納する。非Polara低温電子顕微鏡を使用している場合は、銅リングを取り外し、サンプルグリッドを取得し、グリッドストレージボックスに入れて、試料がcryoETによって検査されるまで、液体窒素デュワーに標本を保管する。 </li><li>データ解析のために、取得されたクライオDICとGFPの画像をオーバーラップする（ステップ4.9から、 図4bを参照）、生細胞イメージング系列的に得られたものと極低温におけるGFP蛍光画像信号の位置を相関させる。 </li></ol> 5。クライオ電子線トモグラフィー<ol><li>このようなPolara G2顕微鏡として電界放出銃、装備電子顕微鏡の低温乗換駅に試料カートリッジをロードします。 </li><li> 140X、IDEの倍率で低線量検索モード下ntifyとステージファイルに関連付けられたグリッドの正方形を（ステップ4.11から）保存します。 </li><li> 3,500 Xの倍率で低線量の検索モードで、100μmの対物絞りを挿入し、検索及び第2段ファイルにGFP信号と相関すべての位置を保存します。 </li><li>重要炭素領域で氷を離れて燃焼させることにより、ステージyの関数を使用して、/Å2と傾斜軸を改良-低線量被ばくのモードでは、1または2の電子の用量にビーム強度を調整するために空白の領域を見つけるいくつかの金のビーズで。 </li><li>低線量フォーカスモードの下で、2〜3μmの焦点距離を調整し、チルト軸に対して平行になるようにフォーカスの方向を揃える角度を調整。 </li><li>低線量の検索モードでは、（ステップ5.3から）保存された位置を思い出し、試料ユーセントリックの高さを調整し、関心のある領域のための傾きの範囲を確認してください。博覧会で、8〜10μmのデフォーカスで-非常に低電子線量（/Å2〜1のe）と投影画像を取得低温電子断層撮影のための相関ウイルス粒子を確認するUREモード。 </li><li>低線量フォーカスモードに切り替えます。 TEMオート機能メニューで、フォーカスエリアに自動ユーセントリックの高さとフォーカス機能を先行。 </li><li>チルトシリーズを取得するためのパラメータを設定します。 /Å2総線量-本論文では、±70°、下45度、上記の範囲の傾斜角度、3°、2℃でチルト刻み、それぞれ、 図4の場合は6μmではフォーカスと約70 eで、使用された。 </li><li>保存されているすべてのポジションについて、手順5.7と5.8を繰り返します。バッチトモグラフィーソフトウェアは、スループットを増加させるために複数の位置で自動化されたデータ収集に使用することができる。 </li></ol> 6。 IMOD 17を用いて三次元再構成<ol><li>最小値と最大密度の値を調整し、大きなイメージシフトによる除外する任意のビューが存在するかどうかを判断するために生のチルトシリーズを点検。 </li><li> eTomoと軸タイプ、ピクセルサイズ、基準直径などを使用してセットアップ断層パネルを起動します。その後comのスクリプトを作成します。 </li><li>断層計算のいくつかの段階が調整/同時に追跡することができるように、メインウィンドウを設定します。必要なパラメータを変更し、各処理工程（eTomoチュートリアルを参照してください、で必要とされる特定のプログラムを実行<a href="http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/etomoTutorial.html" target="_blank">http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/etomoTutorial.html</a> ）。 </li><li>最終段階で、完全整列スタック（0.6未満の平均残存エラーで）を作成し、IMODで加重逆投影アルゴリズムを使用して断層像を再構築する。 </li><li>コントラストと明瞭度を向上させるために適切なパラメータをIMODで実装3D非線形異方性拡散エッジ強調プログラムを使用して興味のある潜在的な領域をノイズ除去。 </li></ol>

<ol>
	<li>Leis, A., Rockel, B., Andrees, L., Baumeister, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+cells+at+the+nanoscale.">Visualizing cells at the nanoscale.</a> Trends in Biochemical Sciences. 34, 60-70 (2009).</li><li>Maurer, U. E., Sodeik, B., Grunewald, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Native+3D+intermediates+of+membrane+fusion+in+herpes+simplex+virus+1+entry.">Native 3D intermediates of membrane fusion in herpes simplex virus 1 entry.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 10559-10564 (2008).</li><li>McDonald, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+intracellular+behavior+of+HIV+in+living+cells.">Visualization of the intracellular behavior of HIV in living cells.</a> The Journal of Cell Biology. 159, 441-452 (2002).</li><li>Arhel, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+four-dimensional+tracking+of+cytoplasmic+and+nuclear+HIV-1+complexes.">Quantitative four-dimensional tracking of cytoplasmic and nuclear HIV-1 complexes.</a> Nature Methods. 3, 817-824 (2006).</li><li>Gousset, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+visualization+of+HIV-1+GAG+trafficking+in+infected+macrophages.">Real-time visualization of HIV-1 GAG trafficking in infected macrophages.</a> PLoS Pathogens. 4, e1000015 (2008).</li><li>Jouvenet, N., Bieniasz, P. D., Simon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+the+biogenesis+of+individual+HIV-1+virions+in+live+cells.">Imaging the biogenesis of individual HIV-1 virions in live cells.</a> Nature. 454, 236-240 (2008).</li><li>Koch, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+fusion+of+pseudotyped+HIV-1+particles+in+real+time+by+live+cell+microscopy.">Visualizing fusion of pseudotyped HIV-1 particles in real time by live cell microscopy.</a> Retrovirology. 6, 84 (2009).</li><li>Zhang, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+visualization+of+receptor+arrays+in+frozen-hydrated+sections+and+plunge-frozen+specimens+of+E.+coli+engineered+to+overproduce+the+chemotaxis+receptor+Tsr.">Direct visualization of receptor arrays in frozen-hydrated sections and plunge-frozen specimens of E. coli engineered to overproduce the chemotaxis receptor Tsr.</a> Journal of Microscopy. 216, 76-83 (2004).</li><li>Wang, K., Strunk, K., Zhao, G., Gray, J. L., Zhang, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+structure+determination+of+native+mammalian+cells+using+cryo-FIB+and+cryo-electron+tomography.">3D structure determination of native mammalian cells using cryo-FIB and cryo-electron tomography.</a> Journal of Structural Biology. 180, 318-326 (2012).</li><li>Sartori, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlative+microscopy:+bridging+the+gap+between+fluorescence+light+microscopy+and+cryo-electron+tomography.">Correlative microscopy: bridging the gap between fluorescence light microscopy and cryo-electron tomography.</a> Journal of Structural Biology. 160, 135-145 (2007).</li><li>Schwartz, C. L., Sarbash, V. I., Ataullakhanov, F. I., McIntosh, J. R., Nicastro, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryo-fluorescence+microscopy+facilitates+correlations+between+light+and+cryo-electron+microscopy+and+reduces+the+rate+of+photobleaching.">Cryo-fluorescence microscopy facilitates correlations between light and cryo-electron microscopy and reduces the rate of photobleaching.</a> Journal of Microscopy. 227, 98-109 (2007).</li><li>van Driel, L. F., Valentijn, J. A., Valentijn, K. M., Koning, R. I., Koster, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tools+for+correlative+cryo-fluorescence+microscopy+and+cryo-electron+tomography+applied+to+whole+mitochondria+in+human+endothelial+cells.">Tools for correlative cryo-fluorescence microscopy and cryo-electron tomography applied to whole mitochondria in human endothelial cells.</a> European Journal of Cell Biology. 88, 669-684 (2009).</li><li>Rigort, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micromachining+tools+and+correlative+approaches+for+cellular+cryo-electron+tomography.">Micromachining tools and correlative approaches for cellular cryo-electron tomography.</a> Journal of Structural Biology. 172, 169-179 (2010).</li><li>Gruska, M., Medalia, O., Baumeister, W., Leis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+tomography+of+vitreous+sections+from+cultured+mammalian+cells.">Electron tomography of vitreous sections from cultured mammalian cells.</a> Journal of Structural Biology. 161, 384-392 (2008).</li><li>Jun, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+visualization+of+HIV-1+with+correlative+live-cell+microscopy+and+cryo-electron+tomography.">Direct visualization of HIV-1 with correlative live-cell microscopy and cryo-electron tomography.</a> Structure. 19, 1573-1581 (2011).</li><li>Dubochet, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryo-electron+microscopy+of+vitrified+specimens.">Cryo-electron microscopy of vitrified specimens.</a> Quarterly Reviews of Biophysics. 21, 129-228 (1988).</li><li>Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computer+visualization+of+three-dimensional+image+data+using+IMOD.">Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD.</a> Journal of Structural Biology. 116, 71-76 (1996).</li><li>Whitfield, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+genes+periodically+expressed+in+the+human+cell+cycle+and+their+expression+in+tumors.">Identification of genes periodically expressed in the human cell cycle and their expression in tumors.</a> Molecular Biology of the Cell. 13, 1977-2000 (2002).</li><li>Agronskaia, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrated+fluorescence+and+transmission+electron+microscopy.">Integrated fluorescence and transmission electron microscopy.</a> Journal of Structural Biology. 164, 183-189 (2008).</li><li>Marko, M., Hsieh, C., Schalek, R., Frank, J., Mannella, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Focused-ion-beam+thinning+of+frozen-hydrated+biological+specimens+for+cryo-electron+microscopy.">Focused-ion-beam thinning of frozen-hydrated biological specimens for cryo-electron microscopy.</a> Nature Methods. 4, 215-217 (2007).</li></ol>

著者らは競合する経済的利益を宣言しません。

我々はcryoET続いタイムラプス共焦点、生細胞蛍光イメージングを用いた動的な細胞事象を分析するための高度な相関的アプローチを提供するために、プロトコルの簡単なセットを提示している。高解像度のcryoETで3D生細胞イメージングを相関する我々の方法論の開発は多くの困難な生物学などの（非静的、以前に報告されているように）、稀な動的可視などの問題、および回折限界ウイルス?...

クライオ電子線トモグラフィー（cryoET）は細胞や組織の三次元（3D）の可視化を可能にし、クローズに生理的状態1の分子分解能でネイティブ小器官と細胞構造の組織に洞察力を提供する強力なイメージング技術である。しかしながら、それらの放射線感受性と組み合わせた染色凍結水和した検体の本質的に低いコントラストは難しい細胞内の関心のある領域を特定し、続いて標的領域に損傷を与えることなく、正常に傾斜シリーズを行うことができる。これらの問題を克服するために、光学および電子顕微鏡法を組み合わせた相関アプローチが必要である。蛍光標識によって強調され、特定の機能を特定し、蛍光顕微鏡で配置した後、それらの座標は、高解像度の3D構造データの取得のための電子顕微鏡に転送されます。この相関方法は、標的を見つけるのに役立ちます対処すべき関心のREAS。電子顕微鏡（&lt;300 nm）を有する試料の厚さに制限があるため、現在のセルの周辺領域のみがCryoETによる3次元構造解析に適している。さらに8を区画またはクライオ集束イオンビーム（FIB）加工9によって相関イメージングの能力を拡大する硝子によって凍結された水和試験片の厚さを減らすことができます。 以前は、相関の方法は、主に大規模な静的構造10-13用cryoETデータ収集を容易にするために使用された。これらの研究では、クライオステージは電子顕微鏡グリッドを受け入れ、正立顕微鏡や倒立顕微鏡10,11,14いずれかに適合するように実装されています。グリッドを切り替えると、そのデザインにかなり簡単に見えますが、EMグリッドのために必要な手順を転送するグリッドが、変形破損及び汚染される可能性があるという可能性を高め、追加があります。我々は最近の技術進歩を実証私たちが直接そのようなHIV-1と感染15の初期段階での宿主細胞の相互作用などの性質によって捕捉することが困難である動的なイベントを、視覚化することができ相関顕微鏡。そこで我々は、相関を容易にする、グリッド取り扱いによる試料の損傷を最小限に抑えるためにカートリッジシステムを適合させるクライオ光学顕微鏡の試料ステージの設計および実装することによって、これを達成した。私たちの設計では、両方のクライオ光と低温電子顕微鏡法は、このようにして相関処理を合理化し、試料移送することなく、同一の試料ホルダ上に、順次、行うことができるように、統合された試料カートリッジホルダを備えている。さらに、我々はまた、基準マーカーとして蛍光ラテックスビーズを用いて正確かつ信頼性の高い相関手順を実施した。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM 4.5 g/L Glucose w/ L-Glutamine</td>
			<td>Atlanta Biologicals, Inc. Lawrenceville, GA</td>
			<td>12-604F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin</td>
			<td>Sigma, St. Louis, MO</td>
			<td>F1141-1MG</td>
			<td>HeLa cell culture on EM grids</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell tracker</td>
			<td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td>
			<td>C34552</td>
			<td>Red CMTPX</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protein A gold conjugates</td>
			<td>Ted Pella, Inc., Redding, CA</td>
			<td>15822-1</td>
			<td>15 nm diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &mu;m fluorescent microspheres</td>
			<td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td>
			<td>F8811</td>
			<td>Yellow-green fluorescent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-inactivated fetal calf bovine serum</td>
			<td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td>
			<td>10082-139</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass-bottom culture dish</td>
			<td>MatTek Corporation</td>
			<td>P35G-1.5-14-C</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold quantifoil finder EM grids</td>
			<td>Quantifoil Micro Tools, Jena, Germany</td>
			<td>R2/2 Au NH2 200 mesh</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td>
			<td>70011-044</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glow-discharge device 100X</td>
			<td>EMS, Hatfield, PA</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tecnai Polara G2 electron microscope with a Field Emission Gun</td>
			<td>FEI, Hillsboro, OR</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>300 keV</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitrobot Mark III</td>
			<td>FEI, Hillsboro, OR</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus IX 71 microscope</td>
			<td>Olympus America Inc., Center Valley, PA</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>LUCPlanFLN 40X/0.6 NA (2.7-4 mm working distance) objective lens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon TiE microscope</td>
			<td>Nikon Instruments, Melville, NY</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>using a 60X/1.35 NA oil immersion objective lens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sweptfield confocal microscope</td>
			<td>Prairie Technologies, Middleton, WI</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tokai Hit live cell chamber</td>
			<td>Tokyo, Japan</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryo-fluorescence sample stage</td>
			<td>Home-made</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Homebuilt by machine shop, see reference 15 for the design.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

correlative microscopy for 3d structural analysis of dynamic interactions

クライオ電子線トモグラフィー（cryoET）が近い対生理状態1の分子分解能で細胞構造の3次元可視化を可能にします。しかし、cryoETとの宿主細胞環境内の個々のウイルスの複合体の直接可視化は、特にHIV-1の場合には、ウイルスの侵入のまれと動的な性質のために、2に挑戦している。タイムラプスライブセルイメージングは、HIV-1 3-7のライフサイクルの様々な側面についての多くの情報が得られているが、生きた細胞の顕微鏡検査によって得られる分解能は（〜200 nm）で制限されています。私たちの仕事は、生細胞蛍光顕微鏡、低温蛍光顕微鏡、およびcryoETを組み合わせることにより、HIV-1感染の初期のイベントの直接可視化を可能に相関法を開発することを目的とした。このようにして、生細胞とクライオ蛍光シグナルを正確にcryoETにおけるサンプリングを導くために使用することができる。さらに、構造情報はcryoET缶Bから得られeは、蛍光標識された標的の生細胞イメージングを通じて得ダイナミック機能データで補完。 このビデオの記事では、我々は、HIV-1と3D相関高速ライブセルイメージングと高解像度cryoET構造解析を用いた宿主細胞の相互作用の構造的な調査のための詳細な方法とプロトコルを提供します。 HIV-1粒子に感染したHeLa細胞を、生細胞の共焦点顕微鏡法によって特徴付けられた第一及びそのウイルス粒子を含む領域は、その後、3次元構造の詳細については、低温電子断層撮影法によって分析した。撮像データは、光学撮像と電子撮像、の2つのセットの間の相関が自作低温蛍光顕微鏡ステージを使用して達成された。ここで詳述アプローチは、ウイルス宿主細胞の相互作用の研究のためだけでなく、そのような細胞シグナル伝達、膜受容体の輸送、および他の多くの動的な細胞プロセスのような細胞生物学の広範な用途に限らず、貴重であろう。&lt;/ P&gt;

ウイルス粒子の動的挙動を特徴づけるために、HIV-1に感染したHeLa細胞を、高速共焦点生細胞顕微鏡によって撮像され、粒子の動きは、自動化された3次元粒子追跡（ 図1）によって分析した。最後の共焦点ライブセルイメージとプランジ凍結（相関HIV-1粒子を失うことに十分な長さであるかもしれない）、クライオ蛍光顕微鏡ステージ（ 図3のコレクションの間に発生?...

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Correlative Microscopy for 3D Structural Analysis of Dynamic Interactions

我々は高速3D生細胞の蛍光顕微鏡および高分解能低温電子断層撮影法を組み合わせた相関顕微鏡法を記載している。我々はダイナミックイメージング、宿主HeLa細胞との相互作用小HIV-1粒子による相関法の能力を実証する。

ダイナミックな相互作用の3次元構造解析のための相関顕微鏡

Cryo-electron tomography (cryoET) allows 3D visualization of cellular structures at molecular resolution in a close-to-physiological state1. However, ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.9K ビュー.  University of Pittsburgh School of Medicine. 我々は高速3D生細胞の蛍光顕微鏡および高分解能低温電子断層撮影法を組み合わせた相関顕微鏡法を記載している。我々はダイナミックイメージング、宿主HeLa細胞との相互作用小HIV-1粒子による相関法の能力を実証する。

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Studying the Stoichiometry of Epidermal Growth Factor Receptor in Intact Cells using Correlative Microscopy

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative fluorescence microscopy and environmental scanning electron microscopy (ESEM) of whole cells in hydrated state. Fluorescent quantum dots (QDs) were coupled to EGFR via a two-step labeling protocol, providing an efficient and specific protein labeling, while avoiding label-induced clustering of the receptor. Fluorescence microscopy provided overview images of the cellular locations of the EGFR. The scanning transmission electron microscopy (STEM) detector was used to detect the QD labels with nanoscale resolution. The resulting correlative images provide data of the cellular EGFR distribution, and the stoichiometry at the single molecular level in the natural context of the hydrated intact cell. ESEM-STEM images revealed the receptor to be present as monomer, as homodimer, and in small clusters. Labeling with two different QDs, i.e.,&#160;one emitting at 655 nm and at 800 revealed similar characteristic results.

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative light- and electron microscopy of whole cells in hydrated state. The label contained fluorescent quantum dots. The protocol can be used to study the stoichiometry of EGFR at the single molecule level.

相関顕微鏡を用いて、無傷の細胞における上皮成長因子受容体の化学量論を学びます

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative fluorescence ...

生物工学

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

3D相互作用の研究のための3Dコラーゲンゲルおよびマイクロチャネルの作製<em&gt;インビボ</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Correlative Light- and Electron Microscopy Using Quantum Dot Nanoparticles

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using widefield fluorescence light microscopy and transmission electron microscopy (TEM). To demonstrate the protocol we have immunolabeled ultrathin epoxy sections of human somatostatinoma tumor using a primary antibody to somatostatin, followed by a biotinylated secondary antibody and visualization with streptavidin conjugated 585 nm cadmium-selenium (CdSe) quantum dots (QDs). The sections are mounted on a TEM specimen grid then placed on a glass slide for observation by widefield fluorescence light microscopy. Light microscopy reveals 585 nm QD labeling as bright orange fluorescence forming a granular pattern within the tumor cell cytoplasm. At low to mid-range magnification by light microscopy the labeling pattern can be easily recognized and the level of non-specific or background labeling assessed. This is a critical step for subsequent interpretation of the immunolabeling pattern by TEM and evaluation of the morphological context. The same section is then blotted dry and viewed by TEM. QD probes are seen to be attached to amorphous material contained in individual secretory granules. Images are acquired from the same region of interest (ROI) seen by light microscopy for correlative analysis. Corresponding images from each modality may then be blended to overlay fluorescence data on TEM ultrastructure of the corresponding region.

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of epoxy embedded human pathology tissue. We employ commercial antibody fragment conjugated QDs that are visualized by widefield fluorescence light microscopy and transmission electron microscopy.

量子ドットナノ粒子を用いた相関光 - 及び電子顕微鏡

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly controlled, high-throughput engineered system for measuring the impact of arrayed biochemical signals on cell differentiation. Recent efforts using cell microarrays have demonstrated their utility for combinatorial studies in which many microenvironmental factors are presented in parallel. However, these efforts have focused primarily on investigating the effects of biochemical cues on cell responses. Here, we present a cell microarray platform with tunable material properties for evaluating both cell differentiation by immunofluorescence and biomechanical cell&#8211;substrate interactions by traction force microscopy. To do so, we have developed two different formats utilizing polyacrylamide hydrogels of varying Young&#39;s modulus fabricated on either microscope slides or glass-bottom Petri dishes. We provide best practices and troubleshooting for the fabrication of microarrays on these hydrogel substrates, the subsequent cell culture on microarrays, and the acquisition of data. This platform is well-suited for use in investigations of biological processes for which both biochemical (e.g., extracellular matrix composition) and biophysical (e.g., substrate stiffness) cues may play significant, intersecting roles.

Cell differentiation is regulated by a host of microenvironmental factors, including both matrix composition and substrate material properties. We describe here a technique utilizing cell microarrays in conjunction with traction force microscopy to evaluate both cell differentiation and biomechanical cell&#8211;substrate interactions as a function of microenvironmental context.

細胞の分化やトラクション軍の相関的分析のためのハイスループット細胞マイクロアレイプラットフォーム

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

Correlative Light Electron Microscopy (CLEM) for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing virus-infected or transfected cells via EM are the low efficiencies of infection or transfection, hindering the examination of these cells. In order to overcome this difficulty, light microscopy (LM) can be performed first to allocate the subpopulation of infected or transfected cells. Thus, taking advantage of the use of fluorescent proteins (FPs) fused to viral proteins, LM is used here to record the positions of the "positive-transfected" cells, expressing a FP and growing on a support with an alphanumeric pattern. Subsequently, cells are further processed for EM via high pressure freezing (HPF), freeze substitution (FS) and resin embedding. The ultra-rapid freezing step ensures excellent membrane preservation of the selected cells that can then be analyzed at the ultrastructural level by transmission electron microscopy (TEM). Here, a step-by-step correlative light electron microscopy (CLEM) workflow is provided, describing sample preparation, imaging and correlation in detail. The experimental design can be also applied to address many cell biology questions.

Correlative Light Electron Microscopy CLEM for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

A correlative light electron microscopy (CLEM) method is applied to image virus-induced intracellular structures via electron microscopy (EM) in cells that are previously selected by light microscopy (LM). LM and EM are combined as a hybrid imaging approach to achieve an integrated view of virus-host interactions.

相関光電子顕微鏡 (クレム) 追跡のウイルス蛋白質のイメージング関連するクライオ固定化細胞の構造

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing ...

Construction of a Multilayered Mesenchymal Stem Cell Sheet with a 3D Dynamic Culture System

Stem cell therapy shows a promising future in regenerating injured organ and tissues, and the cell sheet technique has been developed to improve the low cell retention and poor survival within the target zone. However, during the in vitro construction process, a solution for maintaining stem cell bioactivity and increasing the cell amount within the cell sheet is urgently needed. Here, this protocol presents a method for constructing a multilayered cell sheet with favorable stem cell bioactivity and optimal operability. Decellularized porcine pericardium (DPP) is prepared by phospholipase A2 (PLA2) decellularization method as the cell sheet scaffold, and rat bone marrow mesenchymal stem cells (BMSCs) are isolated and expanded as the seeded cells. The temporary multilayered cell sheet structure is constructed by using RAD16-I peptide hydrogel. Finally, the cell sheet is cultured with a dynamic perfusion system to stabilize the three-dimensional (3D) structure, and the cell sheet could be obtained following a 48-hour culture in vitro. This protocol provides an efficient and feasible method for constructing a multilayered stem cell sheet, and the cell sheet could be developed as a favorable stem cell therapy product in the future.

This article provides an efficient and feasible method for constructing multilayered stem cell sheets with favorable stem cell property.

3 D ダイナミック文化システムの多層間葉系幹細胞シートの構築

Stem cell therapy shows a promising future in regenerating injured organ and tissues, and the cell sheet technique has been developed to improve the low ...

Environmental Dynamic Mechanical Analysis to Predict the Softening Behavior of Neural Implants

When using dynamically softening substrates for neural implants, it is important to have a reliable in vitro method to characterize the softening behavior of these materials. In the past, it has not been possible to satisfactorily measure the softening of thin films under conditions mimicking body environment without substantial effort. This publication presents a new and simple method that allows dynamic mechanical analysis (DMA) of polymers in solutions, such as phosphate buffered saline (PBS), at relevant temperatures. The use of environmental DMA allows measurement of the softening effects of polymers due to plasticization in various media and temperatures, which therefore allows a prediction of the materials behavior under in vivo conditions.

To allow reliable predictions of the softening of polymeric substrates for neural implants in an in vivo environment, it is important to have a reliable in vitro method. Here, the use of dynamic mechanical analysis in phosphate buffered saline at body temperature is presented.

神経のインプラントの軟化挙動を予測する環境の動的機械分析

When using dynamically softening substrates for neural implants, it is important to have a reliable in vitro method to characterize the softening behavior ...

3D Analysis of Multi-cellular Responses to Chemoattractant Gradients

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and chemical complexity of living tissues and mimic in vivo tissue functions. Recent advances in microfabrication technologies have facilitated the development of 3D in vitro environments in which cells can be integrated into a well-defined extracellular matrix (ECM) and a defined set of soluble or matrix associated biomolecules. However, technological barriers have limited their widespread use in research laboratories. Here, we describe a method to construct simple devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids in 3D microenvironments with a defined chemoattractant gradient. We illustrate the use of this platform for analysis of the response of epithelial cells and organoids to gradients of growth factors, such as epidermal growth factor (EGF). EGF gradients were stable in the devices for several days leading to directed branch formation in breast organoids. This analysis allowed us to conclude that collective gradient sensing by groups of cells is more sensitive vs. single cells. We also describe the fabrication method, which does not require photolithography facilities nor advanced soft lithography techniques. This method will be helpful to study 3D cellular behaviors in the context of the analysis of development and pathological states, including cancer.

We describe a method to construct devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids. This device allows analysis of cellular responses to soluble signals in 3D microenvironments with defined chemoattractant gradients. Organoids are better than single cells at detection of weak noisy inputs.

化学誘引物質勾配に対するマルチセル応答の3D 解析

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and ...

Substructure Analyzer: A User-Friendly Workflow for Rapid Exploration and Accurate Analysis of Cellular Bodies in Fluorescence Microscopy Images

The last decade has been characterized by breakthroughs in fluorescence microscopy techniques illustrated by spatial resolution improvement but also in live-cell imaging and high-throughput microscopy techniques. This led to a constant increase in the amount and complexity of the microscopy data for a single experiment. Because manual analysis of microscopy data is very time consuming, subjective, and prohibits quantitative analyses, automation of bioimage analysis is becoming almost unavoidable. We built an informatics workflow called Substructure Analyzer to fully automate signal analysis in bioimages from fluorescent microscopy. This workflow is developed on the user-friendly open-source platform Icy and is completed by functionalities from ImageJ. It includes the pre-processing of images to improve the signal to noise ratio, the individual segmentation of cells (detection of cell boundaries) and the detection/quantification of cell bodies enriched in specific cell compartments. The main advantage of this workflow is to propose complex bio-imaging functionalities to users without image analysis expertise through a user-friendly interface. Moreover, it is highly modular and adapted to several issues from the characterization of nuclear/cytoplasmic translocation to the comparative analysis of different cell bodies in different cellular sub-structures. The functionality of this workflow is illustrated through the study of the Cajal (coiled) Bodies under oxidative stress (OS) conditions. Data from fluorescence microscopy show that their integrity in human cells is impacted a few hours after the induction of OS. This effect is characterized by a decrease of coilin nucleation into characteristic Cajal Bodies, associated with a nucleoplasmic redistribution of coilin into an increased number of smaller foci. The central role of coilin in the exchange between CB components and the surrounding nucleoplasm suggests that OS induced redistribution of coilin could affect the composition and the functionality of Cajal Bodies.

We present a freely available workflow built for rapid exploration and accurate analysis of cellular bodies in specific cell compartments in fluorescence microscopy images. This user-friendly workflow is designed on the open-source software Icy and also uses ImageJ functionalities. The pipeline is affordable without knowledge in image analysis.

サブ構造アナライザー:蛍光顕微鏡画像における細胞体の迅速な探査と正確な分析のためのユーザフレンドリーなワークフロー

The last decade has been characterized by breakthroughs in fluorescence microscopy techniques illustrated by spatial resolution improvement but also in ...

Controlled Strain of 3D Hydrogels under Live Microscopy Imaging

External forces are an important factor in tissue formation, development, and maintenance. The effects of these forces are often studied using specialized in vitro stretching methods. Various available systems use 2D substrate-based stretchers, while the accessibility of 3D techniques to strain soft hydrogels, is more restricted. Here, we describe a method that allows external stretching of soft hydrogels from their circumference, using an elastic silicone strip as the sample carrier. The stretching system utilized in this protocol is constructed from 3D-printed parts and low-cost electronics, making it simple and easy to replicate in other labs. The experimental process begins with polymerizing thick (&#62;100 &#956;m) soft fibrin hydrogels (Elastic Modulus of ~100 Pa) in a cut-out at the center of a silicone strip. Silicone-gel constructs are then attached to the printed-stretching device and placed on the confocal microscope stage. Under live microscopy the stretching device is activated, and the gels are imaged at various stretch magnitudes. Image processing is then used to quantify the resulting gel deformations, demonstrating relatively homogenous strains and fiber alignment throughout the gel&#8217;s 3D thickness (Z-axis). Advantages of this method include the ability to strain extremely soft hydrogels in 3D while executing in situ microscopy, and the freedom to manipulate the geometry and size of the sample according to the user&#8217;s needs. Additionally, with proper adaptation, this method can be used to stretch other types of hydrogels (e.g., collagen, polyacrylamide or polyethylene glycol) and can allow for analysis of cells and tissue response to external forces under more biomimetic 3D conditions.

The presented method involves uniaxial stretching of 3D soft hydrogels embedded in silicone rubber while allowing live confocal microscopy. Characterization of the external and internal hydrogel strains as well as fiber alignment are demonstrated. The device and protocol developed can assess the response of cells to various strain regimes.

ライブ顕微鏡イメージング下での3Dヒドロゲルの制御株

External forces are an important factor in tissue formation, development, and maintenance. The effects of these forces are often studied using specialized ...