著者は見事な技術サポートのための貴重な議論とクォーラム·テクノロジーズ·インクのためKucenasラボに感謝したいと思います。仕事は、科学技術の卓越性のためのUVA基金（FEST）（SK）によってサポートされていました。

1。アブレーションとライブイメージングのためのゼブラフィッシュ胚の作製と取り付け<ol><li>卵水に0.8％低融点アガロースの株式を準備します。 4で13X 100ミリメートル使い捨て培養管や店舗°Cに分注し、必要になるまで。 </li><li>蛍光運動ニューロンと関心のグリア細胞型にラベルを安定的に統合された導入遺伝子を含む大人のゼブラフィッシュを渡り。正しいステージングのため℃インキュベーター後3 28.5に卵、水と場所でゼブラフィッシュ胚を収集します。 </li><li>約24時間後に受精（HPF）で、卵の水を除去し、卵の水に1 - フェニル-2 - チオ尿素（PTU）0.002％を追加します。インキュベーターに胚を戻します。 </li><li> 24および96 HPF間、胚は蛍光解剖スコープ上の目的の導入遺伝子の存在についてスクリーニングされるべきである。新鮮PTU卵水で選択した胚を置き、インキュベーターに戻す。 </li><li>幼虫は6日後に受精（DPF）（または望ましい年齢）に達したとき、インキュベーターからそれらを削除する、取り付けのためのいくつかの幼虫を選択して、小さいお皿に移す。 </li><li>皿から水を取り出し、直ちにPTU卵の水で約0.02％Tricaneと交換してください。幼虫は約5分で麻酔に座ることができます。 </li><li> 30秒間水道水と電子レンジ付きのビーカーに0.8％低融点アガロースのアリコートを置き、またはアガロースを溶融されるまで。培養管でアガロースタッチ（熱くない）にぬるい感じまでビーカーを冷却することができます。 </li><li>麻酔幼虫を選択し、シングルまたはマルチウェル35ミリメートルのガラスボトムディッシュに転送します。幼虫で転送されたすべての水を除去し、その後すぐにお皿のガラス底の部分を埋めるために十分に暖かいアガロースで幼虫をカバーするが、大きなドームを作成しない。 </li><li>アガロースが硬化したように、その背中にわずかに幼虫を傾けた後、皿の底にその側に幼虫を配置するために解剖針を使用しています。それは、怪我とその後のイメージングのために不可欠であるマウントされた幼虫は、皿の底にガラスに触れること。アガロースが固化され、幼虫が固定されるまで、この位置で幼虫を維持するために解剖針を使用します。 </li><li>アガロースが完全に硬化した後、徐々に完全にアガロースと幼虫をカバーするために皿に十分なTricane水（これは麻酔のために使用したのと同じTricaneすることができます）ピペット。 </li></ol> 2。レーザーキャリブレーションとテスト<ol><li>すべての共焦点顕微鏡計測、エキサイティングゼブラ導入遺伝子に適したダイオードレーザー、窒素励起色素レーザーをオンにします。 &quot;空白&quot;ビームスプリッタが所定の位置にあることを確認して、レーザーアッテネータは完全に開放されており、435 nmのクマリン色素セルは所定の位置にある。コンピュータでは、イメージングソフトウェアを開きます。 </li><li>位置に63X 1.2NA水浸対物レンズを移動して、客観的に水の目的のための液浸媒体の小滴を適用します。 63X目的は、良好なレーザーアブレーション精度を可能にし、水iのでしょうmmersionは6-7 DPFのゼブラフィッシュの幼虫で作業するとき必要となる大規模な作業距離を可能にします。 </li><li>レーザの較正に使用する1つミラーリング側にスライドガラスを得る。顕微鏡ステージ上に、スライド、ミラー側を下にして置きます。 </li><li>明視野照明下で接眼レンズを使用して、見つけて、鏡の中の傷やエッチに焦点を当てる。明視野光がスライドガラス上にダウンして輝いていますが、唯一のミラーは接眼レンズを通して黒く見えることを引き起こして、ミラーが離れて傷やエッチングされた場所での目標に通過し、斑点のように見えるようにエッチングまたは光のライン。 </li><li>イメージングソフトウェアを使用して、コンピュータの画面上にエッチングを表示して、焦点を当てています。レーザーキャリブレーションと電力設定を制御ウィンドウを開きます。 &quot;3&quot;％の透過率を &quot;1&quot;と減衰板のパルス数を設定する。パルスの数は、レーザは、関心の各領域（RO内に発射する回数を表すI）および％伝送はレーザパワーを表す。正しいキャリブレーション設定が63X 1.2NA水浸対物レンズを選択していることを確認してください。 </li><li>メインツールバーから楕円ツールを選択し、単一の円形のROIを作成するには、パソコンの画面で画像をクリックしてください。画像の上にランダムに間隔4円形のROIがあるまで、この3回以上行う。 </li><li>一部のシステムでは、接眼レンズの光路が開いている場合、レーザーが発射することはできません安全機能を含んでいてもよい。この場合は、手動で、この時点で接眼レンズへの光路を閉じる。 </li><li>レーザーを発射。これは、各円形のROI内に4つの小さなスポットエッチング、1が作成されます。レーザーが発射されない場合は、レーザーがオンになって、正しく接続され、接眼レンズへの光路が閉じていることをされていることを確認してください。レーザー火災なくないエッチングが見られた場合は、 &quot;空白&quot;ビームスプリッタが所定の位置にあることを確認してください。すべてが所定の位置にある場合は、エッチングARまでレーザパワーと &quot;FRAP&quot;を増やす目に見える電子。 10を超える設定レーザパワーはガラスをエッチングする必要がある場合、これはレーザープラズマカートリッジを交換する必要がある示すことができる。 </li><li>エッチングされたスポットを選択したROI内の中央に表示された場合、キャリブレーションは、（2.12に進んで）必要ありません。スポットが中心にされていない場合は、キャリブレーション設定を更新する必要がある。 </li><li>キャリブレーションを行うには、更新キャリブレーション設定をクリックします。レーザーが発射され、画像は、単一のエッチングされた点を含むが表示されます。ポイントが表示されない場合は、キャリブレーションをキャンセルレーザパワーを増加させ、再度キャリブレーションを開始する。 </li><li>スポットの中心をクリックします。レーザーが再び発射され、別のポイントが表示されます。そのポイントをクリックして、キャリブレーションが完了し、9スポットはグリッド形式で表示されるまで、このプロセスを繰り返します。キャリブレーションが成功したことを確認するための手順2.6から2.9を繰り返します。 </li><li>顕微鏡ステージからスライドガラスを削除し、目的を清掃してください。 OCUへの光路を開くラースと、 &quot;100％ILL&quot;ビームスプリッタで &quot;空白&quot;ビームスプリッタを交換してください。 </li></ol> 3。レーザーアブレーションとグリア細胞の挙動のタイムラプス共焦点イメージングを用いた神経切断<ol><li>スライドガラスを保持し、35ミリのガラス底皿を保持するのに適したステージを置き換えるために使用する段階を削除します。 63X 1.2NA水浸対物レンズを使用し続ける。 </li><li>客観的に水浸媒体の小滴を適用して、ステージ上に取り付け幼虫と皿を置きます。クリップでお皿を安定させる。 </li><li>接眼レンズと広視野照明を使用して、幼虫を集中し、運動神経を見つけます。 hemisegments 10-20に神経をスキャンし、離断のための運動神経を選択します。 </li><li>イメージングソフトウェアを使用して、コンピュータの画面上で神経のライブビューを起動します。 Zプレーンを選択し、無傷の神経の軸索とグリア細胞の画像を取得する。 </li><li>キャプチャするイメージングソフトウェアでタイムラプスイメージングの設定を準備します実験に応じて5〜30​​分間隔内の全ての細胞型のZ-凸。それは、アブレーションを実行する前に時間経過のために必要なすべての設定を作成するのが最善の方法ですので、怪我が完了すると、時間経過を始めるには遅延がありません。 </li><li> &quot;100％ILL&quot;ビームスプリッタを外​​し、 &quot;空白&quot;に置き換える。接眼レンズに光パスを閉じます。 </li><li>神経のライブビューに戻ります。離断される軸索を表示するには、適切な蛍光チャンネルを使用してください。 </li><li>楕円ツールを使用して、アブレーションする領域に細い楕円ROIを作成し、選択された領域内に小さいのROIを作成します。 </li><li>レーザの設定を制御するウィンドウで、 &quot;2&quot;のパルス数を設定し、減衰板 &quot;18&quot;％透過する。選択したROI内のレーザーを発射。蛍光のROI内に留まる場合は、レーザーパワーを上げる、約10秒待ってから再度レーザーを発射。あなたはfluorescenを起こす設定に到達するまで、この操作を行うCEは、ROIの内に消えます。 </li><li> 10秒以上待ってから、蛍光のために再びアブレーションエリアを確認してください。 ROIは、最初、それが実際に退色とき、アブレーション表示されることがありますことに注意してください。蛍光を返した場合は、レーザパワーを増加させ、再びレーザーを発射する。蛍光は、ROIの内消え、10秒以内に戻ることなくなるまでこれを繰り返します。低いレーザパワーと必要な電力の増加で開始するのが最善です。必要なレーザパワーは、個々の顕微鏡システムでは、クマリン色素の年齢、試料取付、幼虫の年齢、組織の厚さに基づいて変化し得る。理想的なレーザパワーが確立されると、この電力設定は、同じ実験において、後続の神経に再度使用することができる。 </li><li>アブレーションが完了すると、タイムラプスイメージングを開始します。 </li><li>タイムラプスが完了すると、データをコンパイルし、各時点の色複合Z-投影を作成するイメージングソフトウェアを使用してください。行動を分析するためのQuickTimeムービーを作成同時に軸索とグリア細胞の。 </li></ol>

<ol>
	<li>Geuna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+3:+Histology+of+the+peripheral+nerve+and+changes+occurring+during+nerve+regeneration.">Chapter 3: Histology of the peripheral nerve and changes occurring during nerve regeneration.</a> Int. Rev. Neurobiol. 87, 27-46 (2009).</li><li>Hirata, K., Kawabuchi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myelin+phagocytosis+by+macrophages+and+nonmacrophages+during+Wallerian+degeneration.">Myelin phagocytosis by macrophages and nonmacrophages during Wallerian degeneration.</a> Microsc. Res. Tech. 57, 541-547 (2002).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+Embryonic+Development+of+the+Zebrafish.">Stages of Embryonic Development of the Zebrafish.</a> Developmental Dynamics. 203, 253-310 (1995).</li><li>Martin, S. M., O'Brien, G. S., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wallerian+degeneration+of+zebrafish+trigeminal+axons+in+the+skin+is+required+for+regeneration+and+developmental+pruning.">Wallerian degeneration of zebrafish trigeminal axons in the skin is required for regeneration and developmental pruning.</a> Development. 137, 3985-3994 (2010).</li><li>O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos.">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J. Vis. Exp. (24), e1129 (2009).</li><li>Parrinello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EphB+signaling+directs+peripheral+nerve+regeneration+through+Sox2-dependent+Schwann+cell+sorting.">EphB signaling directs peripheral nerve regeneration through Sox2-dependent Schwann cell sorting.</a> Cell. 143, 145-155 (2010).</li><li>Rosenberg, A. F., Wolman, M. A., Franzini-Armstrong, C., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+nerve-macrophage+interactions+following+peripheral+nerve+injury.">In vivo nerve-macrophage interactions following peripheral nerve injury.</a> J. Neurosci. 32, 3898-3909 (2012).</li><li>Stoll, G., Muller, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+injury,+axonal+degeneration+and+neural+regeneration:+basic+insights.">Nerve injury, axonal degeneration and neural regeneration: basic insights.</a> Brain Pathol. 9, 313-325 (1999).</li><li>Villegas, R., Martin, S. M., O'Donnell, K., Carrillo, S., Sagasti, A., Allende, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+degeneration+and+regeneration+in+developing+zebrafish+peripheral+axons+reveals+a+requirement+for+extrinsic+cell+types.">Dynamics of degeneration and regeneration in developing zebrafish peripheral axons reveals a requirement for extrinsic cell types.</a> Neural Development. 7, 19 (2012).</li><li>Waller, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+section+of+the+glossopharyngeal+and+hypoglossal+nerves+of+the+frog,+and+observations+of+the+alterations+pro-+duced+thereby+in+the+structure+of+their+primitive+fibres.">Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations pro- duced thereby in the structure of their primitive fibres.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. , 423-429 (1849).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

この実験的なデザインの中で最も重要なステップは次のとおりである：1） 生体内イメージングと2 の怪我とその後のために適切に取り付け幼虫）クリーン神経切断を作成するために、レーザーを校正し、正しい電源設定を選択することを最小限の余分な組織の損傷につながる。 in vivoイメージングとその後の分析で成功するための軸索切断を確保するために、個々?...

ゼブラフィッシュがあるため、その光学透明の神経系の発達を研究し、遺伝子導入のしやすさ、その結合されたときに、生きている胚の動的細胞挙動の壮大なイメージングを可能にするために広く使用されてきた。ゼブラフィッシュと哺乳類は、ほぼすべての神経系の形成、このモデル生物で収集細胞および分子情報に必要な遺伝子の共有しているため、さらに、他の脊椎動物種に直接話すことのできるある。神経発達研究のための信じられないほど強力なものの、ゼブラフィッシュとそのユニークな属性も損傷後の神経系を維持し、再構築のメカニズムを解明する可能性を秘めている。ゼブラフィッシュの幼虫は、後期幼生期に彼らの半透明性を維持し、色素沈着を効果的にメラニン生成や色素細胞を欠いている遺伝的変異体の薬理学的阻害剤の使用のいずれかをブロックすることができます。このように、けがやregeneratを勉強するために、このモデル生物を用いた高齢動物でイオンが可能であり、直接神経系を再構築する細胞および分子メカニズムを調査するためのユニークな機会を提供しています。本稿では、効率的かつ再現ゼブラフィッシュ幼生のPNSの神経を傷つける方法を説明します。この傷害パラダイムは退化しないだけの勉強に向いてだけでなく、周辺グリアと免疫細胞の応答と同様に、再生時のこれらの集団間の相互作用。 PNSは、生物がその環境と相互作用し、生き残るできるように、中枢神経系（CNS）および皮膚、臓器や身体の筋肉間で情報を渡す必要がある運動感覚神経の複雑なネットワークである。髄鞘形成と非ミエリンシュワン細胞と神経鞘グリアならびに結合組織、軸索包む、最終的に成熟した神経を形成するなど、これらの神経に沿って、周辺グリア、。これらの神経の損傷は、プロセスkを開始するウォーラー変性10としてノウン。軸索の断片化、免疫募集、破片クリアランスと再生のこのメカニズムは1非常に紋切り型と遺伝的に規制されています。哺乳動物系における以前の研究では、神経変性および再生1、2、6、8時のシュワン細胞の役割を記載している。固定組織または細胞培養のこれらの研究では、シュワン細胞だけでなく、デブリクリアランスを助けるために、損傷部位へのマクロファージを採用し、また、ミエリン貪食自体が支援。これらの研究は非常に有益であったが、我々はリアルタイムでin vivoでの末梢軸索損傷に可視化グリア応答前に決して持っていないし、他の研究では、これらのイベントの間に周辺グリアの異なるクラス間の関係を調査していない。 最近では、いくつかのラボは、我々がここで説明するものと同様のゼブラフィッシュとレーザー媒介軸索損傷を使っウォーラー変性を検討してきた<sup&gt; 4、5、7、9。これらの研究のいくつかでは、表面的な感覚の軸索は、カスタム構築された、二光子共焦点顕微鏡4、5、9を使用して、若い幼虫に軸索切断された。私たち自身に非常に類似している別の研究では、腹側運動神経軸索内のより深い、市販のレーザーアブレーションシステム7を使用して5日齢の幼虫に離断された。これらの実験のセットアップの両方では、焦点は、ウォーラー変性と軸索の両方と免疫細胞画像化した上にあった。これらの研究に展開するには、我々はより成熟した、有髄神経とアッセイ変性と再生中にすべての神経関連の周辺グリアの応答と古い幼虫、モータ軸索を負傷​​について説明します。 これを行うには、我々は（DPF）6と7日後の受精で運動神経を横断する幼虫と負傷軸索に沿ってこれらの集団の間の相互作用を調査するだけでなく、個々のグリア細胞集団の反応を可視化する。ダブル、トリプルTRAを使用そのシュワン細胞と神経鞘グリアならびに軸索のマーカーを含むラベル周辺グリア、nsgenicラインは、我々は成る市販のレーザーアブレーションシステム使用スピニングディスク共焦点システムに接続されている色素レーザーは、（波長435 nm）を窒素励起軸索transectionsを作成します。これは実験のセットアップ私たちはお互いに軸索損傷とそれらの関係を特定の末梢運動軸索路とタイムラプス画像異なるグリア集団の応答を傷つけ、ライブ、幼虫のゼブラフィッシュを視覚化することができます。このプロトコルは、さらに別の科学的な疑問を解決するために別のトランスジェニック系統や遺伝的変異と、異なる年齢のゼブラフィッシュの神経傷害を作成するために適応させることができる。

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of the reagent</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phenylthiourea</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>P7629-100G</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Finquel Tricaine Methanesulfonate MS-222</td>
 <td>Argent Chemical</td>
 <td>C-FINQ-UE-100G</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Low melting point agarose</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>A9414-10G</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Quad CELLview Cell Culture Dishes, Glass Bottom, Sterile, Greiner Bio One</td>
 <td>VWR/Greiner</td>
 <td>89125-444</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Single well glass bottom Petri dishes 35 x 10 mm, 12 mm thick</td>
 <td>Willco Wells</td>
 <td><a href="http://www.willcowells.com/en/products/willco-dish-glass-bottom-dishes/gwst-3512/" target="_blank">GWSt-3512</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MicroPoint Laser System with all components</td>
 <td>Andor Technology - purchased through Quorum Technologies, Inc.</td>
 <td>2203-SYS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MicroPoint Laser Courmarin dye (435 nm)</td>
 <td>Andor Technology </td>
 <td>MP-27-435-DYE</td>
 </tr>
 <tr> </tr>
 </tbody>
 </table>

motor nerve transection and time-lapse imaging of glial cell behaviors in live zebrafish

神経系は、しばしば、それが信じられないほどの柔軟性と可塑性を維持しつつ、一貫した、ステレオタイプの方法で外部刺激に反応する流体かなり臓器系であっても、本体のハードワイヤード成分として記載されている。中枢神経系とは違って（CNS）、末梢神経系（PNS）が重要な修理が可能ですが、私たちはようやく、この現象を支配する細胞および分子メカニズムを理解し始めている。モデル系としてゼブラフィッシュを用いて、in vivoイメージングと遺伝子操作でと夫婦再生の研究に前例のない機会を持っている。末梢神経膠細胞とは結合組織の層に囲まれた軸索で構成されている。軸索は神経周膜と呼ばれる細胞のシースによって束に包まれた順番にあるシュワン細胞、髄鞘形成または非ミエリンによってensheathedされています。損傷後、成人末梢神経は、サンレモに顕著な能力を持っているVE軸索の破片や再支配目標を破損。 PNS再生における全ての周辺グリアの役割を調べるために、我々はここに住んでトランスジェニックゼブラフィッシュの運動神経をaxotomize市販の窒素励起色素レーザーを使用して軸索横断アッセイを説明します。私たちは、さらに負傷者や制御神経のタイムラプスイメージングに結合するように、これらの実験の方法を説明します。この実験的なパラダイムは、グリア細胞は神経再生で再生するだけでなく、神経系の修復を支配する分子メカニズムを解明するためのプラットフォームとなることができます。という役割を評価しないために使用することができます

ここに記載されたアッセイは、in vivoでの軸索損傷に対するグリア細胞および他の神経関連細胞集団の反応を評価するために使用することができる。 ムービー1は、この方法およびグリア細胞周囲の応答を使用して作成された神経損傷の一例を示す図である。 Tgは（olig2：DsRedを）;：この実験は、Tgが（megfp nkx2.2a）で行われた神経鞘グリア細胞がEGFPターゲット?...

Watch this Scientific Journal Video about Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish at JoVE.com

Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

末梢神経系（PNS）は、損傷後の大幅な修理が可能ですが、少しは、この現象を支配する細胞および分子メカニズムについてはほとんど知られていない。ライブ、トランスジェニックゼブラフィッシュと再現神経切断アッセイを使用して、我々は、神経変性と再生の間ダイナミックグリア細胞の挙動を学ぶことができます。

モーター神経切断とライブゼブラフィッシュにおけるグリア細胞の挙動のタイムラプスイメージング

The  nervous system is often described as a hard-wired component of the body even  though it is a considerably fluid organ system that reacts to external ...

motor-nerve-transection-time-lapse-imaging-glial-cell-behaviors-live

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.8K ビュー.  University of Virginia. 末梢神経系（PNS）は、損傷後の大幅な修理が可能ですが、少しは、この現象を支配する細胞および分子メカニズムについてはほとんど知られていない。ライブ、トランスジェニックゼブラフィッシュと再現神経切断アッセイを使用して、我々は、神経変性と再生の間ダイナミックグリア細胞の挙動を学ぶことができます。

ビデオ: Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Viral vectors, plasmids or short interfering RNAs (siRNAs) can also be delivered to the vitreous chamber in order to infect or transfect retinal cells 5-12. The high tropism of Adeno-Associated Virus (AAV) vectors is beneficial to target RGCs, with an infection rate approaching 90% of cells near the injection site 6, 7, 13-15. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying siRNAs, plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 16-19 or injecting vectors into their target the superior colliculus 10. This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the injured neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. RGC apoptosis has a characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a window for experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis. Manipulations that directly target RGCs from the transected optic nerve stump are performed at the time of axotomy, immediately after cutting the nerve. In contrast, when substances are delivered via an intraocular route, they can be injected prior to surgery or within the first 3 days after surgery, preceding the initiation of apoptosis in axotomized RGCs. In the present article, we demonstrate several methods for experimental manipulations after optic nerve transection.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. This model is ideal for performing a number of experimental manipulations that target the retina globally or directly target the injured neuronal population of retinal ganglion cells.

哺乳類の中枢神経系における視神経切断後の実験操作のための方法

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

神経科学

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To understand the behavior of neural progenitor cells in the complex in vivo environment, time-lapse live imaging of neural progenitor cells in an intact brain is critically required. In this video, we exploit the unique features of zebrafish embryos to visualize the development of forebrain neural progenitor cells in vivo. We use electroporation to genetically and sparsely label individual neural progenitor cells. Briefly, DNA constructs coding for fluorescent markers were injected into the forebrain ventricle of 22 hours post fertilization (hpf) zebrafish embryos and electric pulses were delivered immediately. Six hours later, the electroporated zebrafish embryos were mounted with low melting point agarose in glass bottom culture dishes. Fluorescently labeled neural progenitor cells were then imaged for 36hours with fixed intervals under a confocal microscope using water dipping objective lens. The present method provides a way to gain insights into the in vivo development of forebrain neural progenitor cells and can be applied to other parts of the central nervous system of the zebrafish embryo.

The present video demonstrates a method which takes advantage of the combination of electroporation and confocal microscopy to perform live imaging on individual neural progenitor cells in the developing zebrafish forebrain. In vivo analysis of the development of forebrain neural progenitor cells at a clonal level can be achieved in this way.

開発ゼブラフィッシュ前脳におけるクローン関連の神経前駆細胞のタイムラプスライブイメージング

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

成体マウスの前脳の急性スライスにおける神経芽細胞の移行のタイムラプスイメージング

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

生体産後エレクトロポレーションおよびマウスの急性脳スライスにおける神経芽細胞移動のタイムラプスイメージング中

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

幼虫のゼブラフィッシュにおける脊髄切断

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Long-term Time Lapse Imaging of Mouse Cochlear Explants

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building the highly ordered, complex structure of the mammalian cochlea proceeds for around ten days. In order to study changes in gene expression over this period and their response to pharmaceutical or genetic manipulation, long-term imaging is necessary. Previously, live imaging has typically been limited by the viability of explanted tissue in a humidified chamber atop a standard microscope. Difficulty in maintaining optimal conditions for culture growth with regard to humidity and temperature has placed limits on the length of imaging experiments. A microscope integrated into a modified tissue culture incubator provides an excellent environment for long term-live imaging. In this method we demonstrate how to establish embryonic mouse cochlear explants and how to use an incubator microscope to conduct time lapse imaging using both bright field and fluorescent microscopy to examine the behavior of a typical embryonic day (E) 13 cochlear explant and Sox2, a marker of the prosensory cells of the cochlea, over 5 days.

Live imaging of the embryonic mammalian cochlea is challenging because the developmental processes at hand operate on a temporal gradient over ten days. Here we present a method for culturing and then imaging embryonic cochlear explant tissue taken from a fluorescent reporter mouse over five days.

マウス蝸牛外植片の長期的タイムラプスイメージング

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building ...

Ex Vivo Oculomotor Slice Culture from Embryonic GFP-Expressing Mice for Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon guidance, has not been fully elucidated. This is partly due to technical limitations of traditional axon guidance assays. To identify additional axon guidance cues influencing the oculomotor nerve, an ex vivo slice assay to image the oculomotor nerve in real-time as it grows towards the eye was developed. E10.5 IslMN-GFP embryos are used to generate ex vivo slices by embedding them in agarose, slicing on a vibratome, then growing them in a microscope stage-top incubator with time-lapse photomicroscopy for 24-72 h. Control slices recapitulate the in vivo timing of outgrowth of axons from the nucleus to the orbit. Small molecule inhibitors or recombinant proteins can be added to the culture media to assess the role of different axon guidance pathways. This method has the advantages of maintaining more of the local microenvironment through which axons traverse, not axotomizing the growing axons, and assessing the axons at multiple points along their trajectory. It can also identify effects on specific subsets of axons. For example, inhibition of CXCR4 causes axons still within the midbrain to grow dorsally rather than ventrally, but axons that have already exited ventrally are not affected.

An ex vivo slice assay allows oculomotor nerve outgrowth to be imaged in real time. Slices are generated by embedding E10.5 IslMN:GFP embryos in agarose, slicing on a vibratome, and growing in a stage-top incubator. The role of axon guidance pathways is assessed by adding inhibitors to the culture media.

オキュロ運動神経増殖のタイムラプスイメージングのための胚性GFP発現マウスからのEx Vivo Oculomotorスライス培養

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon ...

3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of sciatic nerve injury rodent models. In this protocol, we describe a novel kinematic analysis method that uses a three-dimensional (3D) motion capture apparatus for functional evaluations using a rat sciatic nerve crush injury model. First, the rat is familiarized with treadmill walking. Markers are then attached to the designated bone landmarks and the rat is made to walk on the treadmill at the desired speed. Meanwhile, the posterior limb movements of the rat are recorded using four cameras. Depending on the software used, marker tracings are created using both automatic and manual modes and the desired data are produced after subtle adjustments. This method of kinematic analysis, which uses a 3D motion capture apparatus, offers numerous advantages, including superior precision and accuracy. Many more parameters can be investigated during the comprehensive functional evaluations. This method has several shortcomings that require consideration: The system is expensive, can be complicated to operate, and may produce data deviations due to skin shifting. Nevertheless, kinematic analysis using a 3D motion capture apparatus is useful for performing functional anterior and posterior limb evaluations. In the future, this method may become increasingly useful for generating accurate assessments of various traumas and diseases.

We introduce a kinematic analysis method that uses a three-dimensional motion capture apparatus containing four cameras and data processing software for performing functional evaluations during fundamental research involving rodent models.

坐骨神経クラッシュ損傷のラットモデルにおける機能的評価のための3D運動学的解析

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of ...

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding environment and initiate contacts with potential synaptic partners. Although the connection between dendritic branch dynamics and synaptogenesis is well established, how developmental and activity-dependent processes regulate dendritic branch dynamics is not well understood. This is partly due to the technical difficulties associated with the live imaging and quantitative analyses of these fine structures using an in vivo system. We established a method to study dendrite dynamics using Drosophila larval ventral lateral neurons (LNvs), which can be individually labeled using genetic approaches and are accessible for live imaging. Taking advantage of this system, we developed protocols to capture branch dynamics of the whole dendritic arbor of a single labeled LNv through time-lapse live imaging. We then performed post-processing to improve image quality through drift correction and deconvolution, followed by analyzing branch dynamics at the single-branch level by annotating spatial positions of all branch terminals. Lastly, we developed R scripts (Supplementary File) and specific parameters to quantify branch dynamics using the coordinate information generated by the terminal tracing. Collectively, this protocol allows us to achieve a detailed quantitative description of branch dynamics of the neuronal dendritic arbor with high temporal and spatial resolution. The methods we developed are generally applicable to sparsely labeled neurons in both in vitro and in vivo conditions.

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Here, we describe the method we employed to image highly motile dendritic filopodia in a live preparation of the Drosophila larval brain, and the protocol we developed to quantify time-lapse 3D imaging datasets for quantitative assessments of dendrite dynamics in developing neurons.

ショウジョウバエニューロンの開発における高速樹状分岐ダイナミクスのタイムラプスライブイメージングと定量化

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding ...

Purification of Fibroblasts and Schwann Cells from Sensory and Motor Nerves in Vitro

The principal cells in the peripheral nervous system are the Schwann cells (SCs) and the fibroblasts. Both these cells distinctly express the sensory and motor phenotypes involved in different patterns of neurotrophic factor gene expression and other biological processes, affecting nerve regeneration. The present study has established a protocol to obtain highly purified rat sensory and motor SCs and fibroblasts more rapidly. The ventral root (motor nerve) and the dorsal root (sensory nerve) of neonatal rats (7-days-old) were dissociated and the cells were cultured for 4-5 days, followed by isolation of sensory and motor fibroblasts and SCs by combining differential digestion and differential adherence methods sequentially. The results of immunocytochemistry and flow cytometry analyses showed that the purity of the sensory and motor SCs and fibroblasts were &#62;90%. This protocol can be used to obtain a large number of sensory and motor fibroblasts/SCs more rapidly, contributing to the exploration of sensory and motor nerve regeneration.

Here, we present a method to purify fibroblasts and Schwann cells from sensory and motor nerves in vitro.

体外における感覚神経と運動神経からの線維芽細胞およびシュワン細胞の精製

The principal cells in the peripheral nervous system are the Schwann cells (SCs) and the fibroblasts. Both these cells distinctly express the sensory and ...