This work was supported by Interdisciplinary Centre for Clinical Research IZKF Aachen (junior research group to E.A.L.) within the faculty of Medicine at RWTH Aachen University. We are grateful Dr. Rusu and Ashley Christina Vourakis for critical review of the manuscript and Mrs. Roya Soltan for the professional help with immunohistochemistry staining.

注：本稿の実験はドイツのローにし、ヨーロッパの動物のケアのガイドラインに応じて実行されます。動物は教授R.トルバ博士A.トイブナー（動物福祉官）の監督の下で、実験動物学研究所、Universiy病院アーヘン、ドイツの動物施設で飼育されています。 1.動物ケア<ol><li>食品と専門獣医の制御および治療への適切なアクセスを保証し、専門的な治療室でマウスを保管してください。動物を移動したり、外部から購入している場合は、手順を受ける前1週間の宿泊施設を確保してください。 </li></ol> 2.挿管<ol><li> 8-10週齢麻酔雄C57BL / 6野生型マウスを100mg / kgのケタミンおよび10mg / kgのキシラジンの腹腔内注射を用いて、25〜27グラ​​ム。つま先ピンチ反射によって麻酔のレベルを監視します。手順の間に乾燥を防ぐために、目に獣医軟膏を置きます。 </li><li&gt;はご自身の機関の動物飼育ガイドラインに従って、外科手術を開始する前にbuprenophine 0.1 mg / kg体重の皮下に疼痛治療を管理します。 </li><li>滅菌材料および機器を使用することにより、手術中に感染症を避けるために無菌状態の維持を保証します。 </li><li>加熱された手術台に仰臥位で麻酔マウスを置きます。小さなカミソリを使用して、腹側頸部と胸部の左半分の両方から髪を削除し、切開の前に70％アルコールで消毒します。 <ol><li>首の中央に手術はさみを用いて0.5センチの小さな正中切開を行います。皮膚の下に、滅菌した湾曲した鉗子で2脂肪体を通過し、カバー筋肉の透明性を通じて実体顕微鏡下で気管を可視化します。 </li></ol></li><li>実体顕微鏡（図1A）を使用して、ビューの下で気管に経口挿管カニューレをご紹介します。のthro金属カニューレを区別する透明組織ぐふ。そして、任意の時点（ 図1B）での動作時の位置と場所を確認してください。 </li><li>小動物人工呼吸器にカニューレを接続し、ガイドライン（毎分100〜150の間に100〜150μlの呼吸速度と一回換気量）を製造するに従って換気設定を調整します。 </li></ol> 3.心筋梗塞誘導<ol><li>剣状突起と左axila間のラインの途中に皮膚切開を0.5cm未満を実行します。基礎となるリブから筋層を分離するために鉗子を使用してください。 </li><li>胸腔は17を開かれるまで、小さなはさみを使って、肋骨の間に小さな切開を行います。慢性梗塞の場合、4 番目の肋間スペース（ 図1D）で、5 番目の肋間スペース（ 図1C）および/ ​​または虚血/再灌流モデルの中の切開を行います。より簡単なアプローチ番号の2 番目と下から3 番目 </suP&gt;肋間スペース、それぞれ）。 </li><li>胸腔を開くには、心臓を視覚化するために切開部に開創器を置きます。 </li><li>慎重に過度の線維化のプロセスを防止するための心膜を除去します。 </li><li>深い位置し、光赤容器として下降冠状動脈（LAD）、左を可視化します。 LADを可視化することができない場合には、再現性を高めるためにいくつかの基準点を考慮する。 <ol><li>慢性心筋梗塞モデルでは、 図1Cに示すように、基準として静脈を有し、（耳介と頂点の間）は、心臓の腹側の中央に合字を配置します。貫​​前部と後部梗塞を得るために0/7シルク縫合糸を用いて、動脈の両方の枝をバインドします。灰色は、結紮糸の位置を示し、（ 図1C）必要に応じて繰り返すことができます。 </li><li>虚血/再灌流モデルでは、LADの本体（ 図1D）の上に、耳介の下で合字を配置します。のらくら過ごしますatureは、血管の完全性を保護するためのシリコンチューブの上に配置されています。グレー色は、梗塞領域を示し、心臓全体（ 図1D）に表示されます。虚血期間中に肋骨に一時的な縫合糸を置き、組織乾燥を避けるために圧縮を使用して湿らせます。虚血後、シリコンチューブを取り外し、再灌流を可視化するために、小さなはさみで縫合糸を切断します。 </li></ol></li><li>手続きの開始時に使用される麻酔薬や鎮痛薬の横（2.1および2.2ステップ）、動物の適正な快適性を確保するか、ご自身の機関の動物保護ガイドラインに従うことを手術中に0.5％イソフルランを使用しています。 </li></ol> 4.縫合と回復<ol><li>暖かい等張塩溶液で充填することによって胸部から残留空気を排除します。 </li><li> （ 図2Aおよび図2Bに示すように）3縫合糸0/6で胸部を閉じます。のように保証するために、90°の角度で内側縫合糸を置き図2に示すように、リブの閉鎖をealed（ 図2A、B）。 </li><li> 2縫合糸（ 図2C）と3-4縫合糸0/6（ 図2D）と皮膚と筋層を閉じます。さらに心エコー測定のための適切なウィンドウを取得するために別々にこれらの縫合糸を実行します。 </li><li>人工呼吸器からの挿管カニューレを外し、自発呼吸を可能にします。後で識別のために、ローカルシステム（ご自身の機関から動物福祉担当者に依頼）を使用して、マウスをマーク。 </li><li>それが目を覚ますまで、赤灯の下で左側にマウスを下にして置きます。それは十分な意識を取り戻したまで無人動物を放置しないでください。完全に回復するまで、手術を受けた動物は他の動物の会社にすることはできません。 </li><li>ご自身の機関の動物保護ガイドラインに従って、次の3日間buprenophine 0.1 mg / kg体重、皮下での疼痛治療を管理します。 </li&gt; </ol>心筋梗塞の5分析<ol><li>駆出率、短縮率、心拍出量、心臓の大きさ：定期的に心エコー検査（ 図3A）を用いた心機能を監視します。 </li><li>を100mg / kgのケタミンおよび10mg / kgのキシラジンの腹腔内注射を使用して動物を麻酔。反射の欠如によって手術前に適切な麻酔を確認してください。 </li><li>胸腔を開き、心臓を切り出し、広範囲に残った血液の滅菌PBS溶液洗浄に置きます。 </li><li>必要に応じて、胸腔から、梗塞領域の損傷を回避することにより、または心臓を除去した後に心臓から血液を直接採取。 </li><li>洗浄後、飽和KCl溶液中diastola心臓を停止（sterilをPBS中の3MのKClろ過しました）。組織学的分析のために10％ホルマリン中に心臓を修正し、ステップ5.7に進みます。 </li><li>必要であれば、車の生存率を測定しますエバンス·ブルー/トリフェニルテトラゾリウムクロリド（TTC）染色によってダイアック細胞。洗浄することなく、最初の場所で合字を再構築した後、大動脈カニューレを使用して、200μlの1％エバンスブルー溶液で心臓を灌流し、-20℃で、小さなビニール袋に心を凍結します。 <ol><li> 2時間後、鋭利なメスを使用して、5横方向のスライドを行い、製造することにより記載されるように、37℃でのTTC溶液中で10〜15分間それらをインキュベートします。 10％ホルマリン中で10分間、スライドを修正し、さらなる分析のために顕微鏡スライドの間に置きます。 </li><li>横断切片を実行するために、先端に心を配置することによって、パラフィンに心臓組織を埋め込みます。 5ミクロンの連続切片を実行します。最初の20のセクションを収集し、次の300ミクロンを捨てます。僧帽弁のレベルに達するまで部分プロトコルを続けた（ 図3A、B）。連続切片は、離れて心臓全体に沿って400ミクロンを収集し、Fを染色することができますまたは定性的および定量的分析。 </li></ol></li><li>ゴモリのワンステップ染色6-8を使用して、梗塞サイズを測定します。 </li><li>血管新生、コラーゲン含有量または通常の免疫組織染色を使用して、シリアルセクション内の炎症細胞の動員を分析します。 </li></ol>

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	<li>Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+after+myocardial+infarction,+between+fantasy+and+reality:+the+role+of+chemokines.">Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines.</a> J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).</li><li>Liehn, E. 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The authors have nothing to disclose.

挿管、胸腔とLAD結紮を開く：手順の間に、いくつかの重要な留意すべき点があります。最初の重要なステップはexperiements前に動物の挿管です。多くのグループが気管に直接カニューレを挿入するために、マウスと光の光源を固定するための垂直方向のサポートを使用しています。この方法は、気管にカニューレの正しい挿入に関する不確実性があり、初心者による故障を最も受けやすいです。小切開を作り、カニューレの位置は、このように、デフォルトの速度を低下させる、全体の操作中に制御することができます。また、気管切開は、このような合併症を減少させ、作業の時間を短縮上回ります。 次の重要なステップは、胸腔の開口部です。胸骨正中切開は、動物の回復を遅らせるリスクの高い操作を表します。 2-3リブ15の切断を意味する横方向左側の切開</SUP&gt;、欠損回復および死亡率の増加につながります。我々は最小限の負担を提供するリブ間のモデル、小さな、離散切開に使用されます。動物は、手術後に非常に迅速に回復し、存在する欠陥や乱れ治癒をしません。下間肋骨空間を基準点としました。この、合字慢性のための場所および虚血/再灌流モデルに適切かつ差別のアクセスを考慮すると、深刻な問題が発生しません。 合字自体は最も重要なステップです。左下降冠状動脈を可視化することが困難である、とすることなく、多くの場合、ビューバインドする必要があります。したがって、いくつかの解剖学的基準点は、正確な連結を行うために外科医を助けるために指摘されています。慢性梗塞モデルについては、合字は、主要な前部静脈（ 図2B）の終了の上、耳介と頂点の間、心臓の腹側の中央に配置されています。効率がCONTROすることができます被災地のグレー色の外観を視覚化することによってlled。梗塞領域は前方に表示され、後壁が含まれていない場合、新たな縫合糸は、第1の縫合糸の左側に配置することができます。 LADの主なルートは、耳介18の下に常に表示され、したがって、この部分を検出する際に重大な問題を提示しません。しかし、耳介は出血の主要なリスクを提示し、慎重に処理する必要があります。 手順は、適切な装置の存在によって制限されます。小動物用人工呼吸器と適切な麻酔システムは高価であり、部屋のガスや換気システムへの接続が必要です。また、動物の厳重な管理が可能な臨床を検出するための手順の後の最初の週に必要です。実験中の心臓機能を調べるために、高解像度の超音波、複合ランゲンドルフ灌流システム、または小室内カテーテルの測定が必要とされる、INV高いコストと、追加の専門知識をolving。 心筋梗塞を考慮すると、in vitroでのイベントの複雑さを再現するために利用可能な代替方法はありません。注目点に応じて、ランゲンドルフシステム内の孤立した心臓のex vivo灌流が異なる刺激や薬物に反応して収縮、心機能や心筋生存性についての情報を提供します。しかし、血液成分および免疫系のすべての干渉を除外し、それは、心筋梗塞後のリモデリングおよび治癒の長期研究のために示されていません。 心筋梗塞の手順を実行した後、他のすべての機能解析は、超音波（小動物用超音波システム）、脳室内の圧力測定と同様に行うことができ、または単離された心臓ランゲンドルフ灌流。また、すべての生物学的および分子分析は、細胞、タンパク質、mRNAを、マイクロRNA、GEを同定することができますNEまたは心筋梗塞の新たな治療戦略を開発するための治療標的として用いることができる他のバイオマーカー。

心筋梗塞は、先進国における死亡の主な原因の一つです。診断および治療アプローチの紛れもない進歩にもかかわらず、心血管疾患は、依然として死亡の主な原因です。改善された平均寿命や生活関連のリスクを考えると、心血管疾患の発生率の継続的な増加は、将来的に期待されています。したがって、心臓血管疾患の治療のための新規なアプローチを確立し、検証する強い必要性があります。ヒト試験の情報が制限を受ける、これらの研究は、一般的に説明し、これらの主要な健康問題の解決策を提供することができない、分子レベルでのメカニズムを理解するには不十分です。 また、基本的な研究は、実験室における心血管疾患のメカニズムを再現するために複雑かつ困難のために制限されてきました。したがって、有酸素運動の病態生理に関する知識を高めるために血管疾患は、動物モデル1,2を検証することが不可欠です。しかし、心筋梗塞後の治癒に関与する分子事象の全カスケードを同定するために、異なる時点での分析は、動物実験の大多数を引き起こす必要があります。 心筋梗塞の実験は、多くの場合、動物モデルを使用して実行されます。小動物3-11に心筋梗塞を誘発すると、大きな動物モデルよりも細胞および分子事象を調査するために使用される最も適切かつ効率的なモデルです。しかも、他の種は、マウス12のようなトランスジェニックまたはノックアウト株の利用可能性を提示しません。これらのマウスモデルは、13,14（ステント再狭窄で、アテローム性動脈硬化症のような）は、心血管の病変を含む他の疾患において非常に有用です。また、低妊娠期間と子孫の数が多いと、心筋INFAの分子メカニズムを研究するために最も魅力的なシステムとして、マウスモデルを修飾しますrction 12。 それにもかかわらず、マウスにおける心臓の大きさは、マイクロサージェリーの間に、操作の高精度を期待しています。このような資格と熟練した手術の担当者を教えることは、時間がかかり、作業集約的なプロセスです。したがって、我々は、ここにあっても、このようなマウスでは、複雑な心筋梗塞モデルを実行するには、学生や技術者としての平均の資格、と協力者を導くためのヒントやトリックを含む詳細な顕微手順を提示します。 最初に、挿管が気管切開を使用せずに短いカニューレを用いて行われます。胸部切開は肋骨および/または周囲の組織の損傷を回避し、肋間エリアに位置しています。このサブステップでは、高速回復と癒し15を確実にするために非常に適切です。まだかなりの梗塞の大きさを維持しながら、結紮は、高い生存率のために、慢性的虚血および虚血/再灌流モデルに対する微分とします。我々の経験は、股関節を示しています絹縫合糸を用いて、tが凍結傷害16に比べて高い再現性を保証します。 結論として、ここに記載された方法は、小動物の両方の慢性虚血及び虚血/再灌流モデルに適用可能です。この手順で提示ヒントやトリックは、小さな動物モデルでそれを適用することさえ低いか平均の資格を持つ人材を有効にすることを意味します。

<table><tbody><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Olympus</td><td>SZ/X9</td><td></td></tr><tr><td>Mouse ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>730043</td><td>Model Minient 845</td></tr><tr><td>Dual Anesthesia System (Tabletop Version)</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td>Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8&quot; x 11&quot; footprint.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Intubation cannula</td><td>Harvard Apparatus</td><td>732737</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>FST, Germany</td><td>9119700</td><td>standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>FST, Germany</td><td>9146011</td><td>straight</td></tr><tr><td>Vannas scissor</td><td>Aesculap, Germany</td><td>OC 498 R</td><td></td></tr><tr><td>Retractors</td><td>FST, Germany</td><td>1820010</td><td>2.5mm wide</td></tr><tr><td>Retractors</td><td>FST, Germany</td><td>1820011</td><td>5 mm wide</td></tr><tr><td>Wire handles</td><td>FST, Germany</td><td>1820005</td><td>&amp;nbsp;10 cm</td></tr><tr><td>Wire handles</td><td>FST, Germany</td><td>1820006</td><td>&amp;nbsp;14 cm</td></tr><tr><td>Ketamine 10%</td><td>CEVA, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine 2%</td><td>Medistar, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene eye and nose cream</td><td>Bayer, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silicon tube</td><td>IFK Isofluor, Germany</td><td>custommade&amp;nbsp; product</td><td>diameter 500 &amp;micro;m</td></tr><tr><td>section thickness 100 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>polytetrafluorethylene catheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PROLENE Suture 6/0&amp;nbsp;</td><td>ETHICON</td><td>8707H</td><td>polypropylene monofilament suture, unresorbable, needle CC1, 13 mm, 3/8 Circle</td></tr><tr><td>7/0 Silk</td><td>Seraflex</td><td>IC 1005171Z</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound&amp;nbsp;</td><td>Vevo, Canada</td><td>770 Vevo</td><td></td></tr></tbody></table>

minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice

心筋梗塞は、まだ最後の数十年で、ステントの開発エリアにかなりの進歩にもかかわらず、欧米諸国における死亡の主な原因です。根底にあるメカニズムの解明や新たな治療戦略の開発のために、有効な動物モデルの可用性が必須です。我々は、心筋梗塞に対抗するために、インビボ条件下で 、心血管疾患の発症機序に新たな洞察を必要とするので、動物モデルの妥当性は重要な側面です。しかし、動物の保護は、このコンテキストでは非常に関連しています。したがって、我々は、高い再現性および動物の生存率を保証するマウスにおける心筋梗塞の低侵襲性と単純なモデルを確立します。したがって、このモデルは、動物実験のための3R原則（交換、洗練縮小）の要件を満たし、cardiovため治療戦略のさらなる開発のために必要な科学的知見を保証しますascular疾患。

心筋梗塞手順は25~30分以内に発生し、10％の死亡率を示しています。手術後、マウスは、次の15分以内に麻酔から回復します。物理的な障害は、操作マウスに観察されませんでした。修復プロセスは、炎症期中に乱れている場合は、一週間後の慢性心筋梗塞後の心臓破裂のリスクが高いが、そこにあります。心臓がポンプの間に大幅にその寸法を変更することができるので、収集されたすべての心はdiastolaで、例えば、同じ位置に停止させるために、それは重要です。これは、飽和KCl溶液で心臓を灌流することによって達成することができます。細胞外K +濃度のブロックにイオンポンプの増加、心臓活動の拡張期停止をもたらす、心筋細胞の膜静止電位が低下します。 梗塞領域は、超音波分析（ 図3A、下のパネル）に見ることができます。と比較して正常心筋は、虚血性領域が薄く、運動低下（ 図3A、上部パネル）が表示されます。使用モデルに応じて、梗塞サイズが異なります。虚血/再灌流は、薄い、中間壁を誘導し、すべての心臓（ 図3C）を通じてながら慢性心筋梗塞モデルは、頂点（ 図3B）の円形経壁梗塞を誘導します。梗塞サイズを決定するための多くの方法があります。目的は、心臓の生存能力に直接影響を分析する場合、18染色エバンスブルー/ TTCは、心筋内の任意の変化を見ることができるように、少なくとも2時間の再灌流後に行うことが示されています。切片を染色した後（ 図3B、中央パネル）直ちに分析することができ、または2-3日（ 図3C、中央のパネル）のためにホルマリン中のガラススライドの間に保つことができます。青色の部分は、虚血の影響を受けていない、健康な心筋を表します。赤のエリアには目の内側に生存心筋を表します電子虚血領域（リスク心筋）、および白色領域は、死んだ組織を表します。通常は、梗塞サイズが危険領域からのパーセントとして表されます。 プロセスを改造した後、得られた成熟した瘢痕は、簡単にゴモリのワンステップ染色を用いてimmunohistolgyて測定することができます。ブルー染色梗塞及び赤色に染色された健康な脳室領域（ 図3BおよびC、右側パネル）は、僧帽弁までの各レベルからの最初のセクションで決定されます。により異なるレベルでLADの結合に変化を避けるために、すべてのセクションから梗塞を考慮し、総左心室容積のパーセンテージとして表されます。虚血/再灌流モデルの後の慢性心筋梗塞モデルにおいて10〜15％で15〜20％の梗塞容積を達成することができます。また、慢性梗塞モデルが強調さ拡張を誘導する、虚血性/再灌流モデルでは観察されなかった（ 図3BおよびC RIGHTパネル）。 筋線維芽細胞（緑色、 図4B）を決定する（赤色、 図4A）または平滑筋アクチン染色の血管形成を明らかにするために使用されるCD31染色：従来の染色手順のような、使用することができます。二重蛍光染色も、心筋細胞の欠如には、自動免疫蛍光（ 図4C）を与えないので、梗塞領域内の異なる標的分子を同定するために適用することができます。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig1.jpg" /> 図1： 挿管のカニューレの内側切開および挿入（A）。組織（B）の透明介して金属カニューレの実体顕微鏡視覚化。気管リング（青矢印）とカニューレ（黒い矢印）が指摘されています。慢性梗塞MO用肋間切開デルとLADの結紮糸（C）。結紮を基準として静脈（青の模式的、下のパネル）の終わりを取って、（下のパネルの黒耳介と頂点の間、）心の真ん中に位置しています。動脈の両方のブランチは（下のパネルで赤）バインドする必要があります。グレー色は、梗塞領域を示し、それが心臓（右下のパネル）の下半部に表示されます。虚血/再灌流モデルの合字は、シリコンチューブ（右側）（D）を介してLADの本体（下のパネルで、赤）に結合、耳介の下で行われます。グレー色は心臓全体（右下のパネル）上に存在する梗塞領域を、示している。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig2.jpg" /> 図2： </strリブ縫合糸（C、左パネルのオング&gt;リブ縫合シール胸部切開内側縫合糸は、慢性（A）の両方で90°の角度及び虚血/再灌流モデル（B、左パネル）に位置している場合。in vivoイメージング）、筋縫合糸（C、中央パネル）および皮膚縫合糸（C、右パネル）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig3.jpg" /> 図3：心エコー画像 。 （A、上パネル）正常および梗塞領域（A、下のパネル）の画像は、長軸（縦、左パネル）または短軸（横方向、右パネル）で取得している..梗塞慢性リガチャーによって誘発されます（B）および再灌流（C）に続く1時間の虚血による。エバンスブルー/ TTC染色は、灌流（青）/非灌流領域だけでなく、実行可能な（赤）/デッド（白）心筋（B、C、中央のパネル）の同定を可能にします。ゴモリのワンステップ染色は梗塞領域（青）の同定を可能にし、正常領域（赤）（B、C、右パネル）からそれらを区別しています。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig4.jpg" /> 図4：異なる染色を説明新血管新生（A、赤、単純な矢印）、このようなCD31のように、梗塞領域で行うことができ、または筋線維芽細胞のための平滑筋アクチン（B、GREEN、単純な矢印）、ならびに二重染色（C、CD31-赤/平滑筋アクチン緑）、核（青）のためにDAPIで対比。筋線維芽細胞は、常に内皮層（C、矢印）を伴う小規模または大動脈からの平滑筋細胞から容易に区別することができます。二重矢印は赤血球の自家蛍光を指します。スケールは50μmでバー。

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Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

マウスにおける心筋梗塞を誘発する低侵襲手術手順

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

minimal-invasive-surgical-procedure-inducing-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

27.5K ビュー.  RWTH Aachen University, Germany. A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

ビデオ: Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

心筋梗塞のマウスモデルにおける冠動脈結紮および心筋内注入

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

医学

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

マウスにおける冠動脈結紮のために修飾されたテクニック

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that MicroCT provides quantitative high-resolution three-dimensional (3D) anatomical data non-destructively and longitudinally. Most importantly, with the development of a novel preclinical iodinated contrast agent called eXIA160, functional and metabolic assessment of the heart became possible. However, prior to the advent of commercial MicroCT scanners equipped with X-ray flat-panel detector technology and easy-to-use cardio-respiratory gating, preclinical studies of cardiovascular disease (CVD) in small animals required a MicroCT technologist with advanced skills, and thus were impractical for widespread implementation. The goal of this work is to provide a practical guide to the use of the high-speed Quantum FX MicroCT system for comprehensive determination of myocardial global and regional function along with assessment of myocardial perfusion, metabolism and viability in healthy mice and in a cardiac ischemia mouse model induced by permanent occlusion of the left anterior descending coronary artery (LAD).

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

This method outlines the use of Quantum Micro-Computed Tomography (MicroCT) to assess cardiac morphology, function, perfusion, metabolism and viability with iodinated contrast agent in mice with experimentally-induced myocardial ischemia. The technique can be applied for non-destructive high-throughput longitudinal in vivo imaging of various animal models of human heart disease.

心筋の構造、機能の in vivo定量的評価では 、灌流および生存率は、心臓マイクロコンピュータ断層撮影法を使用しました

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that ...

生物工学

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

Semi-Minimal Invasive Method to Induce Myocardial Infarction in Rats and the Assessment of Cardiac Function by an Isolated Working Heart System

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily and highly reproducible MI induction procedure is required to obtain further insight and better understanding of the underlying pathological changes. This procedure can also be used to evaluate the effects or potency of new and promising treatments (as drugs or interventions) in acute MI, subsequent remodeling and heart failure (HF). After intubation and pre-operative preparation of the animal, an anesthetic protocol with isoflurane was performed, and the surgical procedure was conducted&#160;quickly. Using a minimally invasive approach, the left anterior descending artery (LAD) was located and occluded by a ligature. The occlusion can be performed acutely for subsequent reperfusion (ischemia/reperfusion injury). Alternatively, the vessel can be ligated permanently to investigate the development of chronic MI, remodeling or HF. Despite common pitfalls, the drop-out rates are minimal. Various treatments such as remote ischemic conditioning can be examined for their cardioprotective potential pre-, peri- and post-operatively. The post-operative recovery was quick as the anesthesia was precisely controlled and the duration of the operation was short. Post-operative analgesia was administered for three days. The minimally invasive procedure reduces the risk of infection and inflammation. Furthermore, it facilitates rapid recovery. The &#8220;working heart&#8221; measurements were performed ex vivo and enabled precise control of preload, afterload and flow. This procedure requires specific equipment and training for adequate performance. This manuscript provides a detailed step-by-step introduction for conducting these measurements.

This article presents an efficient method to perform myocardial ischemia and subsequent chronic reperfusion in rats using a minimally invasive approach. In addition, left ventricular hemodynamic function of rats is assessed by echocardiography and isolated working heart methods.&#160;

ラットの心筋梗塞を誘導する半最小侵襲法と、単離した働く心臓システムによる心機能の評価

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

マウスにおける心筋梗塞の誘導のための改良簡便法

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Ultrasound-Guided Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocyte Implantation in Myocardial Infarcted Mice

The key objective of cell therapy after myocardial infarction (MI) is to effectively enhance the cell grafted rate, and human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are a promising cell source for cardiac repair after ischemic damage. However, a low grafted rate is a significant obstacle for effective cardiac tissue regeneration after transplantation. This protocol shows that multiple hiPSC-CM ultrasound-guided percutaneous injections into an MI area effectively increase cell transplantation rates. The study also describes the entire hiPSC-CM culture process, pretreatment, and ultrasound-guided percutaneous delivery methods. In addition, the use of human mitochondrial DNA help detect the absence of hiPSC-CMs in other mouse organs. Lastly, this paper describes the changes in cardiac function, angiogenesis, cell size, and apoptosis at the infarcted border zone in mice 4 weeks after cell delivery. It can be concluded that echocardiography-guided percutaneous injection of the left ventricular myocardium is a feasible, relatively invasive, satisfactory, repeatable, and effective cellular therapy.

Ultrasound-guided cell delivery around the site of myocardial infarction in mice is a safe, effective, and convenient way of cell transplantation.

心筋梗塞マウスにおける超音波ガイド下多能性幹細胞由来心筋細胞移植術

The key objective of cell therapy after myocardial infarction (MI) is to effectively enhance the cell grafted rate, and human induced pluripotent stem ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

左冠動脈結紮術:心筋梗塞の外科用マウスモデル

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...

マウスにおける心筋梗塞を誘発する低侵襲手術手順

要約

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心筋梗塞のマウスモデルにおける冠動脈結紮および心筋内注入

マウスにおける冠動脈結紮のために修飾されたテクニック

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

心筋の構造、機能の in vivo定量的評価では、灌流および生存率は、心臓マイクロコンピュータ断層撮影法を使用しました

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

ラットの心筋梗塞を誘導する半最小侵襲法と、単離した働く心臓システムによる心機能の評価

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マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

心筋梗塞マウスにおける超音波ガイド下多能性幹細胞由来心筋細胞移植術

左冠動脈結紮術:心筋梗塞の外科用マウスモデル

マウスにおける心筋梗塞を誘発する低侵襲手術手順

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心筋梗塞のマウスモデルにおける冠動脈結紮および心筋内注入

マウスにおける冠動脈結紮のために修飾されたテクニック

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

心筋の構造、機能の in vivo定量的評価では 、灌流および生存率は、心臓マイクロコンピュータ断層撮影法を使用しました

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

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マウスにおける心筋梗塞の誘導のための改良簡便法

マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

心筋梗塞マウスにおける超音波ガイド下多能性幹細胞由来心筋細胞移植術

左冠動脈結紮術:心筋梗塞の外科用マウスモデル

心筋の構造、機能の in vivo定量的評価では、灌流および生存率は、心臓マイクロコンピュータ断層撮影法を使用しました