この作品は、国立心臓と肺研究所（R01 HL086582）とニューヨーク幹細胞科学基金（NYSTEM、契約＃からの補助金によってサポートされていました &#160; STAとジョン·ナイキストによって完成したJoveのビデオで使用されるDDSイラストにC024316）;バッファロー、ニューヨーク州立大学のメディカルイラストレーター。

注：このプロトコルは、バッファローのニューヨーク州立大学で動物実験委員会によって承認されています。 1.手術前の準備<ol><li>以下の研究のために（40〜60の体重で約1-3歳ドーセットクロス、女性、）羊を使用してください。手術の前に3日から始めて、口の中にシクロスポリンA（200mg /日）、アスピリン（975 mg /日）、及びクマジン（20〜30 mg /日）を管理し、すべての研究の期間継続する。 </li><li>羊は手術（通常の飼料= 1.8キロの干し草と0.4キロ粒）の前に12時間絶食させていることを確認します。 </li><li>蒸気121℃のオートクレーブで30分間15psiのを使用して、すべての外科用品を殺菌する。 </li><li>手術前にパラホルムアルデヒドのデシケーター48時間で次の項目を配置します：4ミリメートルドップラー流量プローブ、1ミリメートルの超音波の結晶、留置動脈カテーテル、延長チューブ、および42「タイゴンチューブを。 注：のために必要な、関連する医療機器のテーブル手術と殺菌のためには、 表1に記載されています。この段階でタイゴンチューブに計装の事前配置は、手術中に時間を節約するのに役立ちます。 <ol><li>左及び該当する場合は、右のようにプローブ、カテーテルおよび結晶の両端にラベルを付けます。 </li></ol></li></ol> 2.手術<ol><li>ジアゼパム（0.5ミリグラム/ kg）およびケタミン（4ミリグラム/ kg）を静脈内（IV）で麻酔するための羊を誘導する。また、テラゾール（4 mg / kgを）IVを使用しています。 <ol><li> 8.5〜10.0ミリメートル、内径カフ付き気管内チューブ7と経口気管内挿管を行います。 </li><li>一回換気量の換気装置（7〜10ミリリットル/ kg）または圧力調整式人工呼吸器に再呼吸回路を介して吸入麻酔を投与する（15〜20センチメートルH 2 O）。深い外科麻酔ステージにメディアに到達するために適切な量（3％-4％、当初）でイソフルランまたはセボフルランを管理するための精密な気化器を使用してください。の最小肺胞内濃度羊は1.4％以上、それぞれ1.9％8である。 </li><li>運動刺激に応答して、眼瞼反射、目の位置、および心拍数を観察することにより、麻酔深度を評価する。パルス酸素濃度計を用いて血液の酸素飽和度（95％-100％）はカプノグラフィーを使用して、呼気ガス中のCO 2濃度（45〜55 mmHg）で、監視し、自動調整さ加温ブランケットを使用して、手順（38.5から39.5℃）中に体温を維持する。 </li></ol></li><li>標準バリカンの＃40ブレードを使用し、羊の全体首から、そして1橈側皮静脈の上にウールを剃る。 70％のイソプロピルアルコール、7.5％ベータダインスクラブ飽和ガーゼを使用した手術のための両方の部位の皮膚を準備します。皮脂の除去を容易にするために、アルコールガーゼで始まる。ベタジンガーゼとアルコールとの代替を三回ガーゼ。 </li><li>加温ブランケットの上に背側横臥位で動作テーブルの上に羊を置きます。胃内容物の受動的な追放を可能にするために、中規模の経口胃管を渡します。拡大する羊の首と、必要に応じて配置を維持するために協力的緩衝材を使用しています。 <ol><li> 7.5％ベタジン浸したガーゼを使用して、最終的な無菌スクラブを行い、手術前に5分間座ってすることができます。 </li></ol></li><li>橈側皮静脈に配置された血管カテーテルを通して10ミリリットル/ kg /時間での静脈内輸液（乳酸リンゲル液または0.9％生理食塩水）を管理。ペニシリンGプロカイン6600 U / kgを筋肉内（IM）、ゲンタマイシン1.6 mg / kgを、IM、およびブプレノルフィン0.005から0.01 mgのIVまたはIM：術中抗生物質や鎮痛を管理します。 </li><li>電気焼灼を使用して腹側正中首の上に縦に~12センチ切開する。鈍的切開技術を用いて結合組織を除去することにより、左右の頸動脈（1~6 cm）を単離する。オフネクタイと出血を最小限にするために頸動脈から分岐したマイクロ血管を焼灼する。 </li><li>すべての配線とチューブ（フロープローブ、超音波水晶ワイヤーを掘り進むを支援するために（非滅菌）の手術看護を利用することにより、無菌性を維持皮膚の皮下層内のカテーテルチューブ）。背外側首に外科的に準備さ切開を通って出る鈍いトロカールを使用してください。 <ol><li>無菌ドレープの下に到達し、首の側はドレープの下で可視化することができるように、羊の頭を回す。 </li><li>腹側正中頸部切開と首の側との間の皮下空間を介してトンネルに8センチメートル湾曲した止血剤を使用してください。オープンとぶっきらぼうに幅1.5cmの管〜のためのスペースを解剖するために止血剤を閉じます。止血のヒントは、頭と肩の間の中間に右または左耳に尾約10cmを配置する必要があります。ヒントは表面的な皮膚に向かって指しているように止血剤を回します。 </li><li>無菌ドレープの下にリーチし、滅菌＃11ブレードと止血剤の先端の上に、皮膚を介しての1.5cm切開する。皮膚を通して明確な終了を確認する止血のヒントを視覚化する。 </li><li>含むタイゴンチューブを渡す皮下トンネルを通してLL配線とチューブ。無菌ドレープ上記ワイヤーとチューブを保持する。 </li><li>それは羊の首を離れるとして移植配線を露出させ、首から外側のタイゴンチューブを削除するにはドレープの下に達する。皮下空間内の任意の緩みを最小限に抑えるために、個々の行を引き出します。適切に動脈に機器を取り付けるための十分な距離にしておきます。 </li></ol></li><li>両方の頸動脈に4ミリメートルドップラーフロープローブを配置し、初期読み取ります（ 図1）を達成する。動脈をクランプする前に、ヘパリンIVの30分の100 U / kgのを管理します。 </li><li>手術の終了まで100 U / kg /時間でのヘパリン投与を継続します。非破砕血管クランプを使用して頸動脈をクランプ部分（長さ約4 cm）を切り出す。対側頚動脈流量は、脳への血流を維持するために、50％-100％に増加する。 注：これは、除去することによって本来の​​血管の反跳によって縦延伸を制限することが可能である置き換えおよび/または完全な吻合手順が完了するまでの間隔を短くするために血管クランプを使用してネイティブ動脈延伸さより短いセグメント。これは、個々の保持縫合糸の張力と移植された移植片を制限するのに役立ちます。 </li><li> 7-0プロリンethalloy重武装したモノフィラメント縫合糸でシンプルな中断されたステッチを使用して所定の位置にTEVを縫合。必要に応じて、吻合の縫合を妨げるであろう血管収縮を防止するために、天然の血管系に局所的にそのようなパパベリンた（15mg / ml）またはニカルジピン（1.25 mg / ml）での血管平滑筋弛緩剤を適用する。 注：約1ミリメートル間隔で縫合糸を配置することから始めます。これは非常に、場合に変化することができる。組成やTEV厚さは、縫合糸との間の有効距離に影響します。天然の組織またはTEV減少の厚さとしては、互いに接近、縫合糸を配置する必要があるかもしれない。 <ol><li>二つの対向するSを配置することによって、ネイティブ動脈にまずアンカーTEVの4点近位端および遠位端（図2 -Di）の両方でtitches。止血剤を使用して教えた各アンカーを持ちます。 注：近位および遠位の説明は、紙全体に血流の方向に関連している。 </li><li>吻合を開始するために、近位端および遠位端の両方の表面的な側面に5-6以上の縫合糸を追加します（図2 -Pr）。同時に血管を180度回転させるクランプ。 </li><li>繋留縫合糸の張力を再確立する。 TEVの回転側（5~6）近位ために縫合糸端部および遠位端部を追加的に中断加える。 </li></ol></li><li> TEVがしっかりと所定の位置に縫合された後、元の位置にそれを回転させ、第一、血管は、一度に1つをクランプ遠位クランプを外す。吻合部位でのわずかな出血が一般的です。これは自然にクランプ解除とreclampingの数分後に解決するか、追加の縫合糸の配置が必要な場合があります。 （ 図3ドップラーフロープローブを配置バックTEV入る血流及びモニタ流量に対するネイティブ動脈の近位に-Fl）。 注：左右の頸動脈の流量は、約15分後に平衡化することを期待。移植されたTEVと頚動脈における流量が着実に低下した場合には、TEVが凝固されることが可能である。流れに関する他の可能な異常がTEVに対して近位または遠位ネイティブ動脈の収縮に起因することができます。この問題が発生した場合、追加の血管平滑筋弛緩剤の使用が適用されてもよい、と本来の血管は、移植部位上の組織の閉鎖後30〜60分後に、基礎トーンに返す必要があります。 <ol><li>必要に応じて、対側頸動脈を切除し、「シャム」対照としての所定の位置に戻し、それを縫合。これは、より臨床的に関連する単独の右頸動脈を残すのみフロープローブ、超音波クリスタル、及びカテーテルを取り付けるよりも長い。シャム制御が望まれる場合は、2.11のステップに続行する前にこれを実行。 </li></ol></li><li> 7-0プロリンを使用したTEVの両側に1ミリメートルの超音波結晶（ 図3 -cr1 CR2）を縫合。超音波クリスタルヘッドを通して縫合糸を通し、唯一のTEVの表層にステッチ。 </li><li>テフロン織り前立て（ 図3のCa＆図4A）で修飾18 Gカテーテルを用いて動脈をカテーテルを挿入。ネイティブ動脈組織上のTEVに対するカテーテル遠位に配置します。 <ol><li>出血を制御するために5/0 Ethibondで動脈壁に前立てを縫合。生理食塩水でフラッシュされたカテーテルにマイクロボアチューブを接着するためにシクロヘキサノンを使用してください。補助線としてチューブを使用してください。 </li><li>チューブの体外に終了します（ 図4B）を密封するためにSurfloインジェクションプラグ付き20 Gルアースタブアダプターを使用してください。カテーテルの開通性を維持するために、2〜3日ごとにラインのプライミングボリュームを取得し、食塩水10mlでそれをフラッシュヘパリンナトリウム注射、次いで5000 U / mlの。 </li></ol></li><li>フロープローブと超音波の結晶、ならびにフロープローブとカテーテルとの間の距離との間の距離を記録する。これはソフトウェアに関連して算出する脈波伝播速度を可能にする。このような計算を必要としない場合、カテーテルを移植しない。 </li><li>機能しているすべての移植ハードウェアを確実にするために必要に応じて手術中の測定値を取得する（セクション3を参照）。 </li><li> 2/0シルクとテーパー針（ 図3）を使用して、近くの筋肉組織に注入された線や電線を固定します。 <ol><li>プローブ尾とワイヤー頭側拡張してから、横の筋肉組織に向けて「Uターン」ことで、容器に血流プローブ線と平行に配置します。ワイヤーまたはフロープローブは、容器上の任意の歪みを配置することができないように、2箇所にテーパー針に2-0シルクを使用して、隣接する筋肉組織にワイヤを固定します。縫合糸がしっかりされていることを確認しますが上musculaを締めとstrangulateはありませんトゥーレ（ 図3）。 </li><li>フロープローブを固定するための前述の手順と同様のたるみ~1.5センチ（ 図3）を考慮して、横方向の筋肉組織に結晶配線および動脈カテーテルラインを縫合。 </li><li>一緒にグループすべてのワイヤや線、ちょうど前のステップと同様の皮下トンネル、を通って出る前に筋肉組織にそれらを固定する。 </li></ol></li><li> （;針をカット、皮膚フェーシャ、非切削針）皮膚にマットレスステッチを実行して、フェイシアと真皮下で実行されている縫合パターンを用いた層で2-0ビクリル縫合糸により手術部位を閉じます。 2/0のVicrylとカッティング針を用いて体外に電線や線の周りの背側頚部で1.5センチの切開を閉じます。 </li><li>しっかりと羊（ -回復した後の図5）の皮膚に縫合されるパウチに置きフロープローブワイヤ、カテーテル線、超音波水晶ワイヤ（×10cmの10cm）に。 </li><li>徐々にオフ麻酔羊を引き離す自発呼吸が再開されたときと一回換気量の換気装置はその後羊を抜管。必要に応じて橈側皮静脈と包帯に挿入された血管カテーテルを削除します。 </li><li>切開、Telfaパッド、ストレッチロールガーゼ、及びエラスチコンにトリプル抗生物質軟膏を使用して首を包帯。 </li><li>一日一日二回ブプレノルフィン0.005から0.01 mgのIVまたはIM、2日間1日1回の回復中に一度フルニキシンメグルミン2.2 mg / kgをIM、その後1.1 mg / kgをIM：術後鎮痛を管理します。 </li></ol> 生体内の監視3. <ol><li>適切な拘束を​​確実にするために、モバイルカートに羊を置きます。これは羊は、ハードウェアを損なうことなく、穏やかで意識したまますることができます。計装録音を得る前に30分間カートに2〜3回の羊を順応する必要があるかもしれません。 </li><li>袋からすべての配線や線を削除し、監視装置に接続します。流量計フロープローブを接続し、1ミリメートルの超音波結晶TRBに接続-USBボックス、及び圧力トランスデューサのカテーテルライン。この設定のフローチャート（ 図6）が設けられている。 </li><li>流量プローブおよびデータ収集に先立って圧力変換器を校正。 注：、ソフトウェアのバージョンや使用される機器の違い、キャリブレーションや設定の間の電位の変動に、場合によって異なります。 </li><li>製造業者のプロトコルに従って、微調整Sonometrics結晶測定をオシロスコープを利用する。 </li><li>コンピュータソフトウェアを使用して記録データ（ 図7）。赤い色の下半分にトレースはシャム/ネイティブに対応している白色で、図7の上半分でトレースは、移植されたTEVに対応している。 TEVとシャム流量（ml /分）、動脈圧（mmHgで）及び直径（mm）の両方のためにライブ記録されている。 </li><li>無擾乱少なくとも1分間の記録。より詳細な分析のためにこのデータをエクスポートします。記録後、DISCONNECTすべてのワイヤと背中羊の首に縫合ポーチに入れる。 </li></ol>

<ol>
	<li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery:+Results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study.">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: Results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> Journal of the American College of Cardiology. 44, 2149-2156 (2004).</li><li>Achouh, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+(5-+to+20-year)+patency+of+the+radial+artery+for+coronary+bypass+grafting.">Long-term (5- to 20-year) patency of the radial artery for coronary bypass grafting.</a> The Journal of Thoracic And Cardiovascular Surgery. 140, 73-79 (2010).</li><li>Conklin, B. S., Richter, E. R., Kreutziger, K. L., Zhong, D. S., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+evaluation+of+a+novel+decellularized+vascular+xenograft.">Development and evaluation of a novel decellularized vascular xenograft.</a> Medical Engineering &amp; Physics. 24, 173-183 (2002).</li><li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+anti-atherosclerotic+tissue-engineered+blood+vessel+by+A20-regulated+endothelial+progenitor+cells+seeding+decellularized+vascular+matrix.">Development of anti-atherosclerotic tissue-engineered blood vessel by A20-regulated endothelial progenitor cells seeding decellularized vascular matrix.</a> Biomaterials. 29, 2628-2636 (2008).</li><li>Quint, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decellularized+tissue-engineered+blood+vessel+as+an+arterial+conduit.">Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 9214-9219 (2011).</li><li>Kaushal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+small-diameter+neovessels+created+using+endothelial+progenitor+cells+expanded+ex+vivo.">Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo.</a> Nat Med. 7, 1035-1040 (2001).</li><li>Galatos, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+Analgesia+in+Sheep+and+Goats.">Anesthesia and Analgesia in Sheep and Goats.</a> Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 27, 47-59 (2011).</li><li>Okutomi, T., Whittington, R. A., Stein, D. J., Morishima, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+effects+of+sevoflurane+and+isoflurane+anesthesia+on+the+maternal-fetal+unit+in+sheep.">Comparison of the effects of sevoflurane and isoflurane anesthesia on the maternal-fetal unit in sheep.</a> J Anesth. 23, 392-398 (2009).</li><li>Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+fibrin-based+functional+and+implantable+small-diameter+blood+vessels.">Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 288, H1451-H1460 (2005).</li><li>Niklason, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+arteries+grown+in+vitro.">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li><li>Dahl, S. L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Readily+Available+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts.">Readily Available Tissue-Engineered Vascular Grafts.</a> Science Translational Medicine. 3, 68ra69 (2011).</li><li>Wu, W., Allen, R. A., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-degrading+elastomer+enables+rapid+remodeling+of+a+cell-free+synthetic+graft+into+a+neoartery.">Fast-degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neoartery.</a> Nature Medicine. 18, 1148-1153 (2012).</li><li>Saami, K. Y., Bryan, W. T., Joel, L. B., Shay, S., Randolph, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+an+endothelium+layer+after+preconditioning.">The fate of an endothelium layer after preconditioning.</a> Journal of vascular surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 51, 174-183 (2010).</li><li>Ueberrueck, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+ovine+and+porcine+animal+models+for+biocompatibility+testing+of+vascular+prostheses.">Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses.</a> Journal of Surgical Research. 124, 305-311 (2005).</li><li>Labb&#233;, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel.">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> The FASEB Journal. 12, 47-56 (1998).</li><li>Samaha, F. J., Oliva, A., Buncke, G. M., Buncke, H. J., Siko, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+clinical+study+of+end-to-end+versus+end-to-side+techniques+for+microvascular+anastomosis.">A clinical study of end-to-end versus end-to-side techniques for microvascular anastomosis.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 99, 1109-1111 (1997).</li><li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+end-to-side+anastomosis+technique+for+hepatic+rearterialization+in+rat+orthotopic+liver+transplantation+to+accommodate+size+mismatches+between+vessels.">A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels.</a> European Surgical Research. 47, 53-62 (2011).</li><li>Peng, H., Schlaich, E. M., Row, S., Andreadis, S. T., Swartz, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Ovine+ex+vivo+Arteriovenous+Shunt+Model+to+Test+Vascular+Implantability.">A Novel Ovine ex vivo Arteriovenous Shunt Model to Test Vascular Implantability.</a> Cells, Tissues, Organs. 195, 108 (2011).</li><li>Zilla, P., Bezuidenhout, D., Human, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prosthetic+vascular+grafts:+Wrong+models,+wrong+questions+and+no+healing.">Prosthetic vascular grafts: Wrong models, wrong questions and no healing.</a> Biomaterials. 28, 5009-5027 (2007).</li><li>Berger, K., Sauvage, L. R., Rao, A. M., Wood, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+Arterial+Prostheses+in+Man:+Its+Incompleteness.">Healing of Arterial Prostheses in Man: Its Incompleteness.</a> Annals of Surgery. 175, 118-127 (1972).</li><li>Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+the+assessment+of+novel+vascular+conduits.">Animal models for the assessment of novel vascular conduits.</a> Journal of Vascular Surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 52, 176-195 (2010).</li><li>Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+vascular+tissue-engineering.">Animal models for vascular tissue-engineering.</a> Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).</li><li>Liang, M. -. S., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+fibrin-binding+TGF-&#946;1+for+sustained+signaling+and+contractile+function+of+MSC+based+vascular+constructs.">Engineering fibrin-binding TGF-&#946;1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs.</a> Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).</li><li>Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+functional+effects+of+organismal+ageing+on+smooth+muscle+cells+derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells.">Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).</li></ol>

There are no disclosures to report.

このレポートの目的は、ヒツジ頸動脈への関心のインプラントTEVSに信頼性と再現手順を提供することにある。このモデルで使用される動物の天然の頸動脈は、厚さ0.5〜0.75ミリメートルおよび外径4.5〜5ミリメ​​ートルであった。ここで説明する外科技術は、厚さが0.25〜1ミリメートル、外径4〜5ミリメ​​ートルと3ヶ月の期間までの効果的な証明して大きな成功を収め、意図されたエンド?...

TEVSの開発のための主な焦点は、自家血管が利用できない場合、自家移植片の交換のための代替を提供するために、ドナー視力罹患率を制限することであった。例えば、年間冠動脈バイパス手術の数は、アメリカで35万超えている、との適切な移植片の理想的な供給源は、左内胸動脈、冠動脈及び伏在静脈1を左前下のまま。血管疾患に苦しむ多くの人々は、自家移植片の交換に適し動脈と静脈を持っていない可能性があるため、TEVSの開発は、このように何十年も1-6のための研究の強烈な分野となっています。小説TEVSのエンジニアリングおよび最適化は、自身がそのような激しい議論の話題となっていないTEVSを移植するために採用外科技術に関する報告、多くの進歩を遂げているが。そうではなく、動物モデルにTEVSの移植に関するプロトコルは大きく残されている研究研究者まで。 以下の原稿は、エンドツーエンドの吻合法を利用してTEVSを移植する方法を示します。この手順は、長手方向の張力およびインビボのモニタリング器具の添加を最適化する、縫合技術の安定化、特定の吻合部の縫合パターンを用いて最適化した。この方法は、以前に使用されてきた多くのバリエーションの一部と対比される。さらに、この手順は、動脈血圧、TEV直径/コンプライアンスなどのパラメータを取得し、外植までアップ手術後TEVを通して流速する方法について説明します。それはリモデリングの過程にある間、このデータ収集はTEVの不可欠な分析を提供します。

<table><tbody><tr><td>Pressure Transducer</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Quantity: 1+ (1 for each artery).&lt;br/&gt;Used with water-filled diaphragm domes.</td></tr><tr><td>Amplifier and transducer box</td><td>Gould</td><td>5900 Signal Conditioner Cage</td><td>Quantity: 1.&lt;br/&gt;Two transducers and amplifiers should be included in cage. While this specific unit may be discontinued, other commercially available pressure transducers with a BNC/analog output will communicate with the Sonometrics equipment.</td></tr><tr><td>T403 Console with TS420 perivascular flowmeter module (x2)</td><td>Transonic Systems</td><td>T403 module and TS420 (x2)</td><td>Quantity: 1.&lt;br/&gt;Flow probes measuring flow through each of the carotid arteries will connect to each of the TS420 units.</td></tr><tr><td>Digital ultrasonic measurement unit</td><td>Sonometrics</td><td>TR-USB</td><td>Quantity: 1</td></tr><tr><td>Flow Probe Precision S-Series 4&amp;nbsp;mm</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Quantity: 2</td></tr><tr><td>1&amp;nbsp;mm Sonometrics Crystals</td><td>Sonometrics Systems</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Quantity: 2-4 (2 for each artery)</td></tr><tr><td>Catheter for implantation</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&amp;nbsp;381447</td><td>Quantity: 1+ (1 for each artery).&lt;br/&gt;Catheter is cut and secured to microbore tubing, stylette is utilized for insertion.</td></tr><tr><td>Tygon Microbore Tubing</td><td>Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulation S-54-HL</td><td>Cut to length for an extension set</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (20 gauge)</td><td>Quantity: 1+ (1 for each arterial catheter)</td></tr><tr><td>Surflo Injection Plug</td><td>Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Quantity: 1+ (1 for each arterial catheter)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (Teflon) Felt</td><td>19306</td><td>Cut to size.&lt;br/&gt;The PTFE felt used in our studies was discontinued. However, comparable companies such as &amp;ldquo;Surgical Mesh&amp;rdquo; offer products which are equivalent.</td></tr></tbody></table>

surgical technique for the implantation of tissue engineered vascular grafts and subsequent in vivo monitoring

組織工学的船（TEVS）の開発は、大動物モデルへの能力に日常的にかつ効果的にインプラントTEVS（直径4-5 mm）で進められる。ステップバイステップのTEVの間の位置に配置するためのプロトコルおよびTEVネイティブ頸動脈のリアルタイムデジタル評価は、ここで説明されている。 インビボ監視は、流量プローブ、カテーテル、および超音波結晶（可能な注入によって可能にされる手術時に移植さTEVSネイティブ頚動脈）の動的な直径の変化を記録する。一度移植、研究者は、動脈血流パターン、観血血圧や、脈波伝播速度、振幅増加指数、パルス圧およびコンプライアンスなどのパラメータをもたらす動脈直径を計算することができる。データ収集は、実験期間を通じて分析のために、単一のコンピュータプログラムを使用して達成される。このような貴重なデータがTEVマトリックスリモデリングへの洞察を提供し、そのresemblanネイティブ/偽対照およびin vivoでの全体的なTEV性能にCE。

30以上の羊は、（印刷中）TEVSの移植のために、この報告書に記載されて外科技術9を受けている。プロトコルの最適化の後に、最新の羊操作をまとめた表を表2に示す。すべての羊のない生命を脅かす合併症を持つTEV注入後に回復した。いくつかの動物では、線維症は、留置動脈カテーテルの先端付近ネイティブ動脈で観察された。追加されたインスツルメンテーションの...

Watch this Scientific Journal Video about Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring at JoVE.com

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

動物の屠殺まで、インビボでのエンドツーエンドの吻合およびリアルタイムデジタル評価を用いて、ヒツジの頸動脈への組織工学的船（TEVS）の間の位置に配置するためのステップバイステップのプロトコル。

組織工学血管移植片とその後の移植のために手術手技<em&gt;インビボ</em&gt;モニタリング

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

surgical-technique-for-implantation-tissue-engineered-vascular-grafts

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

11.7K ビュー.  State University of New York Buffalo School of Medicine. 動物の屠殺まで、インビボでのエンドツーエンドの吻合およびリアルタイムデジタル評価を用いて、ヒツジの頸動脈への組織工学的船（TEVS）の間の位置に配置するためのステップバイステップのプロトコル。 

ビデオ: Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

拍動バイオリアクターを用いた工学生物学ベースの人工血管

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

生物工学

A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo

Insufficient vascularization is considered to be one of the main factors limiting the clinical success of tissue-engineered constructs. In order to evaluate new strategies that aim at improving vascularization, reliable methods are required to make the in-growth of new blood vessels into bio-artificial scaffolds visible and quantify the results. Over the past couple of years, our group has introduced a full skin defect model that enables the direct visualization of blood vessels by transillumination and provides the possibility of quantification through digital segmentation. In this model, one surgically creates full skin defects in the back of mice and replaces them with the material tested. Molecules or cells of interest can also be incorporated in such materials to study their potential effect. After an observation time of one&#8217;s own choice, materials are explanted for evaluation. Bilateral wounds provide the possibility of making internal comparisons that minimize artifacts among individuals as well as of decreasing the number of animals needed for the study. In comparison to other approaches, our method offers a simple, reliable and cost effective analysis. We have implemented this model as a routine tool to perform high-resolution screening when testing vascularization of different biomaterials and bio-activation approaches.

A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo

Vascularization is key to approaches in successful tissue engineering. Therefore, reliable technologies are required to evaluate the development of vascular networks in tissue-constructs. Here we present a simple and cost-effective method to visualize and quantify vascularization in vivo.

生体材料の血管新生を評価するために、完全な皮膚欠損モデル<em&gt;インビボ</em

Insufficient vascularization is considered to be one of the main factors limiting the clinical success of tissue-engineered constructs. In order to ...

Generation and Grafting of Tissue-engineered Vessels in a Mouse Model

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. The current protocol presents an efficient and reproducible strategy in which functional tissue engineered vessel grafts can be generated using partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) from human fibroblasts. We designed a decellularized vessel scaffold bioreactor, which closely mimics the matrix protein structure and blood flow that exists within a native vessel, for seeding of PiPSC-endothelial cells or smooth muscle cells prior to grafting into mice. This approach was demonstrated to be advantageous because immune-deficient mice engrafted with the PiPSC-derived grafts presented with markedly increased survival rate 3 weeks after surgery. This protocol represents a valuable tool for regenerative medicine, tissue engineering and potentially patient-specific cell-therapy in the near future.

Here, we present a protocol to generate tissue engineered vessel grafts that are functional for grafting into mice by double seeding partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) - derived smooth muscle cells and PiPSC - derived endothelial cells on a decellularized vessel scaffold bioreactor.

マウスモデルにおける組織工学血管の生成とグラフト

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. ...

Engineered Vascularized Muscle Flap

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

操作された血管柄マッスルフラップ

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

マウスモデルにおける下大静脈介在移植の移植

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

医学

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

中に組み込み血管新生による組織工学<em&gt;インビボ</em&gt;ティッシュ・エンジニアリング商工会議所

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in pathological situations such as cancer, vascularization plays a leading role in disease progression. Consequently, there is a strong need for a standardized and well-characterized in vivo model in order to elucidate the mechanisms of neovascularization and develop different vascularization approaches for tissue engineering and regenerative medicine.
We describe a microsurgical approach for a small animal model for induction of a vascular axis consisting of a vein and artery that are anastomosed to an arteriovenous (AV) loop. The AV loop is transferred to an enclosed implantation chamber to create an isolated microenvironment in vivo, which is connected to the living organism only by means of the vascular axis. Using 3D imaging (MRI, micro-CT) and immunohistology, the growing vasculature can be visualized over time. By implanting different cells, growth factors and matrices, their function in blood vessel network formation can be analyzed without any disturbing influences from the surroundings in a well controllable environment. 
In addition to angiogenesis and antiangiogenesis studies, the AV loop model is also perfectly suited for engineering vascularized tissues. After a certain prevascularization time, the generated tissues can be transplanted into the defect site and microsurgically connected to the local vessels, thereby ensuring immediate blood supply and integration of the engineered tissue. By varying the matrices, cells, growth factors and chamber architecture, it is possible to generate various tissues, which can then be tailored to the individual patient's needs.

The Arteriovenous AV Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

We describe a microsurgical approach for the generation of an arteriovenous (AV) loop as a model for analyzing vascularization in vivo in an isolated and well-characterized environment. This model is not only useful for the investigation of angiogenesis, but is also optimally suited for engineering axially vascularized and transplantable tissues.

血管新生および血管組織工学を研究するための小さな動物モデルにおける動静脈（AV）ループ

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

Scaling of Engineered Vascular Grafts Using 3D Printed Guides and the Ring Stacking Method

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, engineered grafts offer great potential for patient treatment. However, engineered vascular grafts are generally not easily scalable, requiring manufacture of custom molds or polymer tubes in order to customize to different sizes, constituting a time-consuming and costly practice. Human arteries range in lumen diameter from about 2.0-38 mm and in wall thickness from about 0.5-2.5 mm. We have created a method, termed the "Ring Stacking Method," in which variable size rings of tissue of the desired cell type, demonstrated here with vascular smooth muscle cells (SMCs), can be created using guides of center posts to control lumen diameter and outer shells to dictate vessel wall thickness. These tissue rings are then stacked to create a tubular construct, mimicking the natural form of a blood vessel. The vessel length can be tailored by simply stacking the number of rings required to constitute the length needed. With our technique, tissues of tubular forms, similar to a blood vessel, can be readily manufactured in a variety of dimensions and lengths to meet the needs of the clinic and patient.

Scalable engineered blood vessels would improve clinical applicability. Using easily sizable 3D-printed guides, rings of vascular smooth muscle were created and stacked into a tubular form, forming a vascular graft. Grafts can be sized to meet the range of human coronary artery dimensions by simply changing the 3D-printed guide size.

3Dプリントガイドとリングスタッキング法を用いたエンジニア血管移植片のスケーリング

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, ...

Nondestructive Monitoring of Degradable Scaffold-Based Tissue-Engineered Blood Vessel Development Using Optical Coherence Tomography

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial bypass. Characterization of the growth dynamics and remodeling process of degradable polymer scaffold-based tissue-engineered blood vessels (TEBVs) with pulsatile stimulation is crucial for vascular tissue engineering. Optical imaging techniques stand out as powerful tools for monitoring vascularization of engineered tissue enabling high-resolution imaging in real-time culture. This paper demonstrates a nondestructive and fast real-time imaging strategy to monitor the growth and remodeling of TEBVs in long-term culture by using optical coherence tomography (OCT). Geometric morphology is evaluated, including vascular remodeling process, wall thickness, and comparison of TEBV thickness in different culture time points and presence of pulsatile stimulation. Finally, OCT provides practical possibilities for real-time observation of the degradation of polymer in the reconstructing tissues under pulsatile stimulation or not and in each vessel segment, by compared with the assessment of polymer degradation using scanning electron microscopic(SEM) and polarized microscope.

A step by step protocol for nondestructive and long-period monitoring the process of vascular remodeling and scaffold degradation in real-time culture of biodegradable polymeric scaffold-based tissue-engineered blood vessels with pulsatile stimulation using optical coherence tomography is described here.

光干渉断層計を用いた分解足場ベース組織設計血容器開発の非破壊モニタリング

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial ...

A Novel Approach to Monitoring Graft Neovascularization in the Human Gingiva

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids direct contact with the measured area, it is suitable for monitoring blood flow changes during wound healing in human patients. Vestibuloplasty is periodontal surgery to the oral vestibule, aiming to restore vestibular depth with simultaneous enlargement of the keratinized gingiva. In this special clinical case, a split thickness flap was elevated at the first upper premolar and a xenogenic collagen matrix was adapted to the resulting recipient bed. LSCI was used to monitor the re- and neovascularization of the graft and the surrounding mucosa for one year. A protocol is introduced for the correct adjustment of microcirculation measurement in the oral mucosa, highlighting difficulties and possible failures.
The clinical case study presented demonstrated that &#8212; following the appropriate protocol &#8212; LSCI is a suitable and reliable method for following up microcirculation in a healing wound in the human oral mucosa and gives useful information on graft integration.

This study introduces a protocol for measuring microcirculation in human oral mucosa by laser speckle contrast imaging. The monitoring of wound healing after vestibuloplasty combined with a xenogenic collagen graft is presented on a clinical case.

ひと歯肉移植血管新生を監視への新しいアプローチ

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids ...

組織工学血管移植片とその後の移植のために手術手技

要約

さらに動画を探す

この動画の章