Este trabalho foi financiado por doações do Instituto Nacional do Coração e Pulmão (R01 HL086582) e do Fundo de Ciência Stem Cell New York (NYSTEM, Contrato # &#160; C024316) para STA e DDS ilustrações utilizadas vídeo JoVE foram preenchidos por John Nyquist; Illustrator Medicina da Universidade Estadual de Nova York em Buffalo.

NOTA: Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso Animal da Universidade Estadual de Nova York em Buffalo. Preparação 1. Pré-cirúrgica <ol><li> Use ovelhas (Dorset cruz, fêmea, cerca de 1-3 anos de idade com um peso de 40-60 kg) para o seguinte estudo. Administrar ciclosporina A (200 mg / dia), aspirina (975 mg / dia), e coumadina (20-30 mg / dia) por via oral, começando 3 dias antes da cirurgia e continuar para a duração de todos os estudos. </li><li> Garantir a ovelha jejuou 12 horas antes da cirurgia (alimentação normal = 1,8 kg de feno e 0,4 kg de grãos). </li><li> Esterilizar todos os materiais cirúrgicos usando um autoclave a vapor a 121 ° C e 15 psi durante 30 min. </li><li> Coloque os seguintes itens em uma hr paraformaldeído secador 48 antes da cirurgia: 4 mm sondas de fluxo Doppler, um milímetro cristais ultra-sônicos, cateteres arteriais residente, extensão de tubos e 42 &quot;Tygon Tubing. NOTA: A tabela de equipamentos médicos relevantes necessárias àcirurgia e para a esterilização está listado na Tabela 1. Pré-colocação de instrumentação dentro da tubagem em Tygon neste passo vai ajudar a poupar tempo durante a cirurgia. <ol><li> Escreva em cada extremidade das sondas, cateteres e cristais como esquerda e direita, se for o caso. </li></ol></li></ol> 2. Operação Cirúrgica <ol><li> Ovelhas para induzir anestesia com diazepam (0,5 mg / kg) e cetamina (4 mg / kg) por via intravenosa (IV). Alternativamente, usar Telazol (4 mg / kg) IV. <ol><li> Realizar intubação orotraqueal com um diâmetro 8,5-10,0 mm interno algemado tubo endotraqueal 7. </li><li> Administrar anestesia por inalação através de um circuito de reciclagem do ar com um ventilador de volume corrente (7-10 ml / kg) ou um ventilador de pressão regulada (15-20 cm de H 2 O). Use um vaporizador de precisão para administrar isoflurano ou sevoflurano em uma quantidade adequada (3% -4% inicialmente) para chegar a uma média a profunda fase anestésico cirúrgico. A concentração mínima para alveolarovinos é de 1,4% ou 1,9%, respectivamente 8. </li><li> Avaliar a profundidade da anestesia por meio da observação da resposta motora aos estímulos, reflexo palpebral, a posição dos olhos, e freqüência cardíaca. Monitor de saturação de oxigênio no sangue (95% -100%) pela oximetria de pulso, concentração de CO 2 (45-55 mmHg) em gases expiratórios usando capnografia e manter a temperatura corporal durante o procedimento (38,5-39,5 ° C), utilizando um auto regulado manta térmica. </li></ol></li><li> Raspar lã de todo o pescoço do ovino, e sobre uma veia cefálica, utilizando uma lâmina de # 40 na tosquiar padrão. Prepare a pele de ambos os sites para cirurgia, utilizando 70% de álcool isopropílico e 7,5% betadine matagal gaze saturada. Comece com álcool gaze para facilitar a remoção da oleosidade da pele. Alternar entre gaze betadine e álcool gaze três vezes. </li><li> Coloque ovelha para a mesa de operação em decúbito dorsal no topo de um cobertor de aquecimento. Passe uma sonda orogástrica de tamanho médio para permitir a expulsão passiva do conteúdo do estômago. Estender apescoço e de ovelha usar amortecimento de apoio conforme necessário para manter a colocação. <ol><li> Realize uma esfoliação asséptica final usando 7,5% betadine gaze embebida e deixe descansar por 5 minutos antes da cirurgia. </li></ol></li><li> Administrar fluidos IV (solução de lactato de Ringer ou soro fisiológico 0,9%) a 10 ml / kg / h através de um angiocath colocado na veia cefálica. Administrar antibióticos intra-operatórios e analgesia: penicilina G procaína 6.600 U / kg por via intramuscular (IM), gentamicina 1,6 mg / kg IM, e buprenorfina 0,005-,01 mg IV ou IM. </li><li> Faça uma incisão ~ 12 cm do comprimento sobre o pescoço ventral com bisturi electro. Isolar as artérias carótidas direita e esquerda (~ 6 cm) por remoção do tecido conjuntivo, utilizando uma técnica de dissecção romba. Empate fora e cauterizar micro-vasos de ramificação das artérias carótidas para minimizar o sangramento. </li><li> Manter a esterilidade, utilizando (a não-estéril) enfermeira cirúrgica para ajudar na construção de galerias toda a fiação e tubulação (sonda de fluxo, fios de cristal ultra-sônicose tubo do cateter) na camada subcutânea da pele. Use a trocar embotada, que sai através da incisão preparado cirurgicamente no pescoço dorsolateral. <ol><li> Alcançar sob o campo estéril e virar a cabeça da ovelha de modo a que a parte lateral do pescoço pode ser visualizada sob a cortina. </li><li> Utilize uma pinça hemostática curva 8 cm a túnel através do espaço subcutâneo entre a incisão na linha média ventral do pescoço e a parte lateral do pescoço. Abra e feche a pinça hemostática para dissecar sem rodeios um espaço para a tubulação de cerca de 1,5 cm de largura. As dicas da pinça hemostática deve residir no meio do caminho entre a cabeça e os ombros, aproximadamente 10 cm caudal para o ouvido direito ou esquerdo. Vire a pinça hemostática para que as pontas estão apontando na direção da pele superficial. </li><li> Alcance sob a cortina estéril e fazer um 1,5 centímetros incisão através da pele, sobre as pontas da pinça hemostática com um estéril # 11 da lâmina. Visualize as pontas da pinça hemostática para confirmar a saída clara através da pele. </li><li> Passe o tubo Tygon contendo umfiação ll e tubos através do túnel subcutâneo. Mantenha os fios e tubos acima do campo estéril. </li><li> Alcance sob a cortina para remover o tubo exterior Tygon do pescoço, expondo a fiação da implantado, uma vez que deixa o pescoço do ovino. Puxe linhas individuais de forma a minimizar qualquer folga no espaço subcutâneo. Deixe uma distância suficiente para unir corretamente a instrumentação para a artéria. </li></ol></li><li> Coloque 4 milímetros sondas de fluxo Doppler em ambas as artérias carótidas e atingir uma leitura inicial (Figura 1). Administrar 100 U / kg de heparina IV 30 min antes do pinçamento da artéria. </li><li> Continue a administração de heparina a 100 U / kg / h até ao final da cirurgia. Prenda a artéria carótida usando non-esmagamento pinças vasculares e extirpar uma porção (cerca de 4 cm de comprimento). A taxa de fluxo da carótida contralateral aumente em 50% -100%, para manter o fluxo sanguíneo para o cérebro. Nota: É possível limitar trecho longitudinal pelo recuo do vaso nativo, removendosegmentos mais curtos do que está sendo substituído e / ou alongamento da artéria nativa com vascular grampos para encurtar lacuna até anastomotic procedimento completo é concluído. Isso vai ajudar a limitar a tensão na sutura exploração individual, tendo o enxerto implantado. </li><li> Suturar a TEV no local usando pontos isolados simples com 7-0 prolina ethalloy dupla sutura de monofilamento armado. Se necessário, aplicar relaxantes musculares lisas vasculares, tais como a papaverina (15 mg / ml) ou nicardipina (1,25 mg / ml) por via tópica à vasculatura nativa, a fim de impedir a vasoconstrição, que iria dificultar a sutura da anastomose. NOTA: Comece colocando suturas com espaçamento de cerca de 1 mm. Isso pode variar muito de caso para caso. A composição e espessura TEV irá afectar a distância efectiva entre as suturas. À medida que a espessura do tecido nativo ou TEV diminui, pode ser necessário para colocar as suturas mais juntos. <ol><li> Primeiro âncora de quatro pontos de TEV à artéria nativa, colocando dois s opostastitches em ambas extremidades proximal e distal (Figura 2 -di). Segure cada âncora ensinou usando hemostats. NOTA: descrições proximal e distal são em referência a direção do fluxo de sangue por todo o papel. </li><li> Adicionar mais 5-6 suturas sobre o lado superficial de ambas as extremidades proximal e distal para iniciar a anastomose. (Figura 2-Pr). Simultaneamente rodar o vascular grampos 180 graus. </li><li> Restabelece-se a tensão sobre as suturas de ancoragem. Adicionar adicional (5 a 6) para suturas interrompidas extremidades proximal e distal do lado girado de TEV. </li></ol></li><li> Uma vez que o TEV está devidamente suturado no lugar, gire-a de volta para a posição original e retire a vascular grampos um de cada vez, braçadeira distal primeiro. Ligeiro sangramento nos locais de anastomose é comum. Isso pode resolver naturalmente após vários minutos de liberação grampo e reclamping ou exigir a colocação de pontos adicionais. Coloque a sonda de fluxo Doppler (Figura 3-Fl) De volta em proximal da artéria nativa ao fluxo de sangue que entra no TEV e vazão monitor. NOTA: O prazo as taxas de fluxo da carótida esquerda e direita para equilibrar após aproximadamente 15 min. Se a taxa de fluxo na artéria carótida com TEV firmemente implantada gotas, é possível que a TEV é coagulação. Outras alterações possíveis em relação ao fluxo pode ser atribuído à constrição da artéria nativo proximal ou distal ao TEV. Se isto ocorrer, o uso de relaxante do músculo liso vascular adicional pode ser aplicada, e o vaso nativo deve retornar a um tónus basal após 30-60 min após o encerramento do tecido sobre o sítio do enxerto. <ol><li> Se desejar, extirpar a artéria carótida contralateral e sutura-lo de volta no lugar, como um controle &quot;Sham&quot;. Isto é mais clinicamente relevante do que deixar a artéria carótida direita e sozinho só prender a sonda de fluxo, os cristais ultra-sons, e o cateter. Se um controle sham é querido, faça isso antes de prosseguir para a etapa 2.11. </li></ol></li><li> Suturar um milímetro cristais ultra-sônicas (Figura 3 CR1 CR2) para lados opostos do TEV usando 7-0 prolina. Fio de sutura através da cabeça de cristal ultra-som e pontos apenas na camada superficial da TEV. </li><li> Cateterize artéria utilizando uma versão modificada 18 G cateter com uma abertura Teflon tecido (Figura 3- Ca &amp; Figura 4A). Coloque a distal do cateter para o TEV em tecido arterial nativo. <ol><li> Sutura do bolso para a parede arterial com 5/0 Ethibond para controlar qualquer hemorragia. Use ciclohexanona a aderir o tubo de orifício micrométrico para o cateter que foi lavada com solução salina. Use a tubulação, como uma linha de extensão. </li><li> Usar um adaptador Luer 20 L curtas com um plug Injection Surflo para vedar a extremidade do tubo exteriorizado (Figura 4B). Para manter a permeabilidade do cateter, se obter o volume de escorvamento da linha e lavá-la com 10 ml de solução salina e, em seguida, 5.000 U / ml de heparina de sódio injecção a cada 2-3 dias. </li></ol></li><li> Grave a distância entre a sonda de fluxo ultra-sons e os cristais, bem como a distância entre a sonda de fluxo e o cateter. Esta velocidade de onda de pulso permitirá a ser calculado em conjunto com o software. Se tais cálculos não são necessários, não implante de um cateter. </li><li> Obter uma leitura intra-operatória, se desejar para garantir todo o hardware implantado é funcional (ver secção 3). </li><li> Fixe linhas implantadas e fios para musculatura próxima usando 2/0 de seda e uma agulha cônica (Figura 3). <ol><li> Posicione o fluxo vascular sonda fio paralelo ao navio, com o caudal da sonda e o fio que se estende no sentido cranial, e, em seguida, fazendo um &quot;U-Turn&quot; em direção a musculatura lateral. Fixar o cabo de musculatura adjacente, utilizando seda 2-0 em uma agulha conicidade em dois locais, de modo que o fio ou sonda de fluxo não é capaz de colocar qualquer pressão sobre o recipiente. Certifique-se suturas são confortável, mas não aperte demasiado e estrangular musculatura (Figura 3). </li><li> Sutura da linha de fios de cristal e cateter arterial para a musculatura lateral, permitindo a ~ 1,5 centímetros de folga, semelhantes aos passos anteriores para fixar sonda de fluxo (Figura 3). </li><li> Grupo todos os fios e linhas juntas e ancorá-las a musculatura pouco antes de sair para fora através de túnel subcutâneo, similar às etapas anteriores. </li></ol></li><li> Feche o local da cirurgia com um 2-0 Vicryl sutura em camadas usando um padrão de sutura em execução no tablier e subdérmico, correndo colchão pontos na pele (tablier, agulha não cortante; pele, agulha cortante). Feche a 1,5 centímetros incisão no pescoço dorsal ao redor dos fios e linhas exteriorizados usando 2/0 Vicryl e uma agulha de corte. </li><li> Coloque fios da sonda de fluxo, linhas e fios, cateteres de ultra-sons de cristal em uma bolsa (10 cm x 10 cm) que está firmemente suturadas na pele das ovelhas (Figura 5 - depois de recuperação). </li><li> Gradualmente desmamar as ovelhas off anestesiaeo ventilador volume corrente, em seguida, extubação as ovelhas quando a respiração espontânea é retomada. Remover o angiocath inserido na veia cefálica e curativo, se necessário. </li><li> Enfaixar o pescoço usando pomada antibiótica tripla sobre as incisões, uma almofada de Telfa, gaze rolo estiramento, e elasticon. </li><li> Administrar analgesia pós-operatória: meglumina flunixin 2,2 mg / kg IM uma vez durante a recuperação, em seguida, 1,1 mg / kg IM, uma vez por dia durante dois dias, a buprenorfina 0,005-,01 mg IV ou IM, duas vezes por dia, durante um dia. </li></ol> 3. Monitorização In Vivo <ol><li> Coloque ovelhas no carrinho móvel para assegurar a contenção adequada. Isso permite que as ovelhas para manter a calma e consciente, sem comprometer o hardware. Pode ser necessário aclimatar ovelhas ao carrinho 2 ou 3 vezes por 30 minutos antes de obter gravações de instrumentação. </li><li> Remova todos os fios e linhas de bolsa e conectar-se aos dispositivos de monitoramento. Conecte-sonda de fluxo a um medidor de vazão, cristais um milímetro de ultra-som ligado a TRB-USB Caixa, e do cateter linhas para transdutores de pressão. Um fluxograma desta instalação é fornecida (Figura 6). </li><li> Calibrar sondas de fluxo e transdutores de pressão antes de aquisição de dados. NOTA: Devido à variabilidade de potencial entre as versões de software e as diferenças de equipamento utilizado, calibrações e ajustes irão variar de caso para caso. </li><li> Utilize um osciloscópio para afinar a medição de cristal Sonometrics, de acordo com o protocolo do fabricante. </li><li> Gravar dados usando o software de computador (Figura 7). Traços na metade superior da Figura 7 em cor branca corresponde ao TEV implantado, enquanto os traços na metade inferior da cor vermelha corresponde ao engodo / nativo. Para tanto a TEV e Sham o caudal (ml / min), a pressão sanguínea arterial (mm Hg) e do diâmetro (mm) são registadas ao vivo. </li><li> Record para, pelo menos, 1 min sem perturbações. Exportar esses dados para uma análise mais detalhada. Depois da gravação, DISCONNect todos os fios e lugar de volta para bolsa suturado no pescoço das ovelhas. </li></ol>

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O objetivo deste relatório é fornecer um procedimento confiável e reprodutível para TEVs implante de interesse na artéria carótida ovinos. As artérias carótidas nativas dos animais utilizados neste modelo foram 0,5-0,75 mm de espessura e 4,5-5 mm de diâmetro externo. A técnica cirúrgica descrita aqui tem sido bem sucedida para a implantação TEVs de diferentes geometrias de medição 0,25-1 mm de espessura, de 4-5 mm de diâmetro externo e 4 cm de comprimento, com grande sucesso provando eficaz até duraçã...

O foco principal para o desenvolvimento de TEVs tem sido fornecer um substituto para a substituição de enxerto autólogo quando os vasos autólogos não estão disponíveis e limitar doador vista morbidade. Por exemplo, o número de cirurgias de revascularização do miocárdio por ano ultrapassou 350 mil nos EUA, e a fonte ideal de enxertos adequados continua a ser a artéria mamária interna esquerda, descendente anterior da artéria coronária e uma veia safena. Uma vez que muitos indivíduos que sofrem de doenças vasculares pode não ter artérias e veias adequadas para a substituição de enxerto autólogo, o desenvolvimento de TEVs tornou-se assim um campo de intensa pesquisa por décadas 1-6. Enquanto a engenharia e otimização de novos TEVs passaram por muitos avanços, informando sobre as técnicas cirúrgicas utilizadas para implantar os TEVs si não tem sido um tema de tal discussão intensa. Em vez disso, os protocolos relativos à implantação de TEVs em modelos animais são em grande parte à esquerdaaté investigadores pesquisar. O seguinte demonstra como manuscrito para implantar TEVs utilizando uma abordagem anastomose extremidade-a-extremidade. Este processo foi optimizado usando um padrão específico de sutura da anastomose, estabilizando técnica de sutura, optimizando a tensão longitudinal e a adição de instrumentação de monitorização in vivo. Este método é contrastado com algumas das muitas variações que têm sido utilizadas anteriormente. Além disso, este procedimento descreve como adquirir parâmetros tais como pressão arterial, TEV diâmetro / compliance e taxa de fluxo através do TEV após cirurgia até explante. Esta recolha de dados proporciona uma análise indispensável do TEV enquanto ele está no processo de remodelação.

<table><tbody><tr><td>Pressure Transducer</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Quantity: 1+ (1 for each artery).&lt;br/&gt;Used with water-filled diaphragm domes.</td></tr><tr><td>Amplifier and transducer box</td><td>Gould</td><td>5900 Signal Conditioner Cage</td><td>Quantity: 1.&lt;br/&gt;Two transducers and amplifiers should be included in cage. While this specific unit may be discontinued, other commercially available pressure transducers with a BNC/analog output will communicate with the Sonometrics equipment.</td></tr><tr><td>T403 Console with TS420 perivascular flowmeter module (x2)</td><td>Transonic Systems</td><td>T403 module and TS420 (x2)</td><td>Quantity: 1.&lt;br/&gt;Flow probes measuring flow through each of the carotid arteries will connect to each of the TS420 units.</td></tr><tr><td>Digital ultrasonic measurement unit</td><td>Sonometrics</td><td>TR-USB</td><td>Quantity: 1</td></tr><tr><td>Flow Probe Precision S-Series 4&amp;nbsp;mm</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Quantity: 2</td></tr><tr><td>1&amp;nbsp;mm Sonometrics Crystals</td><td>Sonometrics Systems</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Quantity: 2-4 (2 for each artery)</td></tr><tr><td>Catheter for implantation</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&amp;nbsp;381447</td><td>Quantity: 1+ (1 for each artery).&lt;br/&gt;Catheter is cut and secured to microbore tubing, stylette is utilized for insertion.</td></tr><tr><td>Tygon Microbore Tubing</td><td>Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulation S-54-HL</td><td>Cut to length for an extension set</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (20 gauge)</td><td>Quantity: 1+ (1 for each arterial catheter)</td></tr><tr><td>Surflo Injection Plug</td><td>Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Quantity: 1+ (1 for each arterial catheter)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (Teflon) Felt</td><td>19306</td><td>Cut to size.&lt;br/&gt;The PTFE felt used in our studies was discontinued. However, comparable companies such as &amp;ldquo;Surgical Mesh&amp;rdquo; offer products which are equivalent.</td></tr></tbody></table>

surgical technique for the implantation of tissue engineered vascular grafts and subsequent in vivo monitoring

O desenvolvimento da engenharia de tecidos de vasos (TEVs) é avançada pela capacidade de TEVs habitual e efectivamente implante (4-5 mm de diâmetro) em um modelo animal de grande porte. Um protocolo de passo a passo para colocação inter-posicional da avaliação digital de TEV e em tempo real de TEV e artérias carótidas nativas é descrito aqui. In vivo, a monitorização é tornada possível pela implantação de sondas de fluxo, cateteres de ultra-sons e cristais (capaz de gravar mudanças dinâmicas diâmetro de TEVs implantados e artérias carótidas nativas) no momento da cirurgia. Uma vez implantado, os pesquisadores podem calcular padrões de fluxo sanguíneo arterial, pressão arterial invasiva e diâmetro da artéria rendendo parâmetros como a velocidade da onda de pulso, índice de aumento, pressão de pulso e conformidade. A aquisição de dados é conseguida utilizando um único programa de computador para análise ao longo da duração da experiência. Tais dados inestimável fornece insights sobre TEV remodelação da matriz, a sua resemblanCE para controles nativos / farsa e desempenho geral TEV in vivo.

Mais de 30 ovelhas foram submetidas a técnica cirúrgica descrita neste relatório para a implantação de TEVs (no prelo) 9. Uma tabela que resume as operações mais recentes ovelhas após a otimização de protocolo são apresentados na Tabela 2. Todos os animais recuperaram após a implantação TEV sem complicações fatais. Em alguns animais, fibrose foi observada em artéria nativa perto da ponta do cateter arterial. Não foi observado um aumento significativo de inflamação com a pr...

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Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Um protocolo de passo-a-passo para a colocação inter-posicional de engenharia de tecidos Vessels (TEVs) na artéria carótida de um carneiro usando anastomose end-to-end e avaliação digital em tempo real, in vivo até o sacrifício animal.

Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente<em&gt; In Vivo</em&gt; Monitoring

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

surgical-technique-for-implantation-tissue-engineered-vascular-grafts

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

11.7K visualizações.  State University of New York Buffalo School of Medicine.  Um protocolo de passo-a-passo para a colocação inter-posicional de engenharia de tecidos Vessels (TEVs) na artéria carótida de um carneiro usando anastomose end-to-end e avaliação digital em tempo real, in vivo até o sacrifício animal. 

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Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

Engenharia Biológica Baseado em enxertos vasculares Usando um biorreator pulsátil

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

Bioengenharia

A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo

Insufficient vascularization is considered to be one of the main factors limiting the clinical success of tissue-engineered constructs. In order to evaluate new strategies that aim at improving vascularization, reliable methods are required to make the in-growth of new blood vessels into bio-artificial scaffolds visible and quantify the results. Over the past couple of years, our group has introduced a full skin defect model that enables the direct visualization of blood vessels by transillumination and provides the possibility of quantification through digital segmentation. In this model, one surgically creates full skin defects in the back of mice and replaces them with the material tested. Molecules or cells of interest can also be incorporated in such materials to study their potential effect. After an observation time of one&#8217;s own choice, materials are explanted for evaluation. Bilateral wounds provide the possibility of making internal comparisons that minimize artifacts among individuals as well as of decreasing the number of animals needed for the study. In comparison to other approaches, our method offers a simple, reliable and cost effective analysis. We have implemented this model as a routine tool to perform high-resolution screening when testing vascularization of different biomaterials and bio-activation approaches.

A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo

Vascularization is key to approaches in successful tissue engineering. Therefore, reliable technologies are required to evaluate the development of vascular networks in tissue-constructs. Here we present a simple and cost-effective method to visualize and quantify vascularization in vivo.

A pele completa Defeito Modelo Estudar a vascularização de Biomateriais<em&gt; In Vivo</em

Insufficient vascularization is considered to be one of the main factors limiting the clinical success of tissue-engineered constructs. In order to ...

Generation and Grafting of Tissue-engineered Vessels in a Mouse Model

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. The current protocol presents an efficient and reproducible strategy in which functional tissue engineered vessel grafts can be generated using partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) from human fibroblasts. We designed a decellularized vessel scaffold bioreactor, which closely mimics the matrix protein structure and blood flow that exists within a native vessel, for seeding of PiPSC-endothelial cells or smooth muscle cells prior to grafting into mice. This approach was demonstrated to be advantageous because immune-deficient mice engrafted with the PiPSC-derived grafts presented with markedly increased survival rate 3 weeks after surgery. This protocol represents a valuable tool for regenerative medicine, tissue engineering and potentially patient-specific cell-therapy in the near future.

Here, we present a protocol to generate tissue engineered vessel grafts that are functional for grafting into mice by double seeding partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) - derived smooth muscle cells and PiPSC - derived endothelial cells on a decellularized vessel scaffold bioreactor.

Geração e Alongamento das embarcações da engenharia de tecidos em um modelo de rato

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. ...

Engineered Vascularized Muscle Flap

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

Projetado retalho do músculo vascularizada

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

Implantação de Veia Cava Inferior interposição de enxerto no Rato Modelo

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Medicina

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

Engenharia de Tecidos por Intrínseca Vascularização numa<em&gt; In Vivo</em&gt; Câmara Engenharia de Tecidos

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in pathological situations such as cancer, vascularization plays a leading role in disease progression. Consequently, there is a strong need for a standardized and well-characterized in vivo model in order to elucidate the mechanisms of neovascularization and develop different vascularization approaches for tissue engineering and regenerative medicine.
We describe a microsurgical approach for a small animal model for induction of a vascular axis consisting of a vein and artery that are anastomosed to an arteriovenous (AV) loop. The AV loop is transferred to an enclosed implantation chamber to create an isolated microenvironment in vivo, which is connected to the living organism only by means of the vascular axis. Using 3D imaging (MRI, micro-CT) and immunohistology, the growing vasculature can be visualized over time. By implanting different cells, growth factors and matrices, their function in blood vessel network formation can be analyzed without any disturbing influences from the surroundings in a well controllable environment. 
In addition to angiogenesis and antiangiogenesis studies, the AV loop model is also perfectly suited for engineering vascularized tissues. After a certain prevascularization time, the generated tissues can be transplanted into the defect site and microsurgically connected to the local vessels, thereby ensuring immediate blood supply and integration of the engineered tissue. By varying the matrices, cells, growth factors and chamber architecture, it is possible to generate various tissues, which can then be tailored to the individual patient's needs.

The Arteriovenous AV Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

We describe a microsurgical approach for the generation of an arteriovenous (AV) loop as a model for analyzing vascularization in vivo in an isolated and well-characterized environment. This model is not only useful for the investigation of angiogenesis, but is also optimally suited for engineering axially vascularized and transplantable tissues.

The Loop arteriovenosa (AV) em um modelo animal pequeno para estudar angiogénese e Engenharia de tecido vascularizado

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

Scaling of Engineered Vascular Grafts Using 3D Printed Guides and the Ring Stacking Method

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, engineered grafts offer great potential for patient treatment. However, engineered vascular grafts are generally not easily scalable, requiring manufacture of custom molds or polymer tubes in order to customize to different sizes, constituting a time-consuming and costly practice. Human arteries range in lumen diameter from about 2.0-38 mm and in wall thickness from about 0.5-2.5 mm. We have created a method, termed the "Ring Stacking Method," in which variable size rings of tissue of the desired cell type, demonstrated here with vascular smooth muscle cells (SMCs), can be created using guides of center posts to control lumen diameter and outer shells to dictate vessel wall thickness. These tissue rings are then stacked to create a tubular construct, mimicking the natural form of a blood vessel. The vessel length can be tailored by simply stacking the number of rings required to constitute the length needed. With our technique, tissues of tubular forms, similar to a blood vessel, can be readily manufactured in a variety of dimensions and lengths to meet the needs of the clinic and patient.

Scalable engineered blood vessels would improve clinical applicability. Using easily sizable 3D-printed guides, rings of vascular smooth muscle were created and stacked into a tubular form, forming a vascular graft. Grafts can be sized to meet the range of human coronary artery dimensions by simply changing the 3D-printed guide size.

A escala do Engineered enxertos vasculares Usando 3D Impresso Guides and the Ring método de empilhamento

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, ...

Nondestructive Monitoring of Degradable Scaffold-Based Tissue-Engineered Blood Vessel Development Using Optical Coherence Tomography

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial bypass. Characterization of the growth dynamics and remodeling process of degradable polymer scaffold-based tissue-engineered blood vessels (TEBVs) with pulsatile stimulation is crucial for vascular tissue engineering. Optical imaging techniques stand out as powerful tools for monitoring vascularization of engineered tissue enabling high-resolution imaging in real-time culture. This paper demonstrates a nondestructive and fast real-time imaging strategy to monitor the growth and remodeling of TEBVs in long-term culture by using optical coherence tomography (OCT). Geometric morphology is evaluated, including vascular remodeling process, wall thickness, and comparison of TEBV thickness in different culture time points and presence of pulsatile stimulation. Finally, OCT provides practical possibilities for real-time observation of the degradation of polymer in the reconstructing tissues under pulsatile stimulation or not and in each vessel segment, by compared with the assessment of polymer degradation using scanning electron microscopic(SEM) and polarized microscope.

A step by step protocol for nondestructive and long-period monitoring the process of vascular remodeling and scaffold degradation in real-time culture of biodegradable polymeric scaffold-based tissue-engineered blood vessels with pulsatile stimulation using optical coherence tomography is described here.

Monitoramento não destrutiva de desenvolvimento degradáveis baseados em andaime engenharia de tecidos dos vasos sanguíneos, usando a tomografia de coerência óptica

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial ...

A Novel Approach to Monitoring Graft Neovascularization in the Human Gingiva

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids direct contact with the measured area, it is suitable for monitoring blood flow changes during wound healing in human patients. Vestibuloplasty is periodontal surgery to the oral vestibule, aiming to restore vestibular depth with simultaneous enlargement of the keratinized gingiva. In this special clinical case, a split thickness flap was elevated at the first upper premolar and a xenogenic collagen matrix was adapted to the resulting recipient bed. LSCI was used to monitor the re- and neovascularization of the graft and the surrounding mucosa for one year. A protocol is introduced for the correct adjustment of microcirculation measurement in the oral mucosa, highlighting difficulties and possible failures.
The clinical case study presented demonstrated that &#8212; following the appropriate protocol &#8212; LSCI is a suitable and reliable method for following up microcirculation in a healing wound in the human oral mucosa and gives useful information on graft integration.

This study introduces a protocol for measuring microcirculation in human oral mucosa by laser speckle contrast imaging. The monitoring of wound healing after vestibuloplasty combined with a xenogenic collagen graft is presented on a clinical case.

Uma nova abordagem para o monitoramento de neovascularização de enxerto na gengiva humana

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids ...

Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente

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