Supported by grants from the Department of Defense (W81XWH-09-1-0127), the NIH (2-R01-CA089569), the Elsa U. Pardee Foundation, a Marsha Rivkin Center for Ovarian Cancer Research Pilot Study Award, and generous philanthropic support from Section of Urology and Section of Research in the Department of Surgery, University of Chicago.

全てのマウスは、制度動物実験委員会（IACUC）のガイドラインに、シカゴ動物資源センターの大学の監督の下で応じて、収容され維持し、安楽死させました。 実験的研究のための準備1.動物<ol><li>動物が輸送及び取扱いの潜在的な生理学的影響から回復するために、新しい住宅や環境に順応できるようにします。 注意：以下のような手法は、マウスのすべての市販の株にも適用可能です。実験に使用する動物の数は、試験デザインに依存しており、統計学者からの相談に行ってください。 </li></ol> 2.同定および腹膜脂肪デポの単離。 <ol><li>死を確認するために、CO 2過剰摂取と二物理的方法を介して、動物を安楽死させます。 </li><li>収穫腹膜脂肪デポとして内部臓器摘出（二法）、MAを構成しますKE内臓（ 図1A）を露出するために腹膜壁を通して鼠径乳頭に近い正中切開。 </li><li>大網脂肪（OM）は、鉗子（ 図1C）で腹腔から脾臓を拡張することで、大網/膵臓複合体を公開します。密接にすべての組織の接続をトリミングすることによって膵臓と脾臓から大網を解除してください。残りの膵臓組織は、4を切除していることを確認します。 </li><li>生殖腺脂肪（GF）の場合は、組織の接続（ 図1Aの上部RIGHトン）4を切断することにより、卵巣と消費税を取り巻く生殖腺脂肪を持ち上げるために鉗子を使用しています。 </li><li>子宮脂肪（UF）は、組織の接続を切断することによって子宮角と消費税を取り巻く子宮脂肪持ち上げるために鉗子を使用します（ 図1Aを右下）4。 </li><li>腸間膜脂肪（MF）は、小腸と幽門との間の接合部をカット。の自由端をしっかりとグリップに鉗子を使用してください小腸、およびそれ離れ腸間膜脂肪からゆっくりと「皮」。 （ 左下図1A）解剖ハサミを使用して、腸間膜根から腸間膜脂肪をリリース4。 </li><li> Splenoportalファット（SF）は、膵臓に脾臓の門を接続する組織の薄い脂肪バンドを公開するために鉗子を使用して、脾臓の遠位端を持ち上げます。最初の膵臓からそれを解放した後、慎重に脾臓（ 図1B）4からそれを解剖することによって消費税splenoportal脂肪を。 </li></ol>ギムザ染色を使用3.ミルキースポットの同定<ol><li>消費税​​のomentumの複数形は、C57BL / 6マウスから16時間（O / N）のために4℃で5％中性緩衝ホルマリンで固定し（2.3ステップを参照してください）​​。 </li><li>固定組織をパラフィン包埋のために、組織の大きさに適した金型を選択します。金型を埋めるためにパラフィン容器から溶融パラフィンを注ぎます。カセットを開き、温かい使用してCEPS、金型内に組織を移します。 <ol><li>慎重縦断面を生成するためにパラフィン包埋中の組織を向けます。しっかりと所定の位置に成形、プレスの上にラベルされた組織カセットを置きます。金型は、少なくとも30分間冷却してください。 </li></ol></li><li>ホルマリン固定パラフィン包埋（FFPE）組織ブロックから（厚さ4μm）連続切片をカットします。組織のリボンがパラフィンブロックから離れるようセクションの下で予備洗浄スライドを置きます。 </li><li>シリアルセクション全体大網。収集し、ギムザ染色（3.6を参照）ごとに第3の部分を染色します。 RTでO / N好ましくは、空気乾燥するセクションで、スライドガラスを許可します。乾燥したスライドは固定のために準備ができています。ギムザ染色スライドとの比較のためにヘマトキシリン​​およびエオシンのための最初のセクションを染色。 </li><li>キシレンで2つの連続した​​5分間のインキュベーションによってスライドを脱パラフィン。以下に2つの連続インキュベーションによってスライドを再水和：100％エタノール、95％エタノール、そして最後にWAをタップター。 <ol><li>乾燥からスライドを避けるために適切な予防措置を講じてください。 RTですべての手順を実行します。 </li></ol></li><li>完全に5％ギムザ溶液を含むコプリンジャーにスライドを浸漬し、室温で4分間インキュベートする（水道水で調製したW / V）。空気乾燥、60秒間スライドを水道水ですすぎ、取り付けメディアを使用してカバーガラスでマウントします。 </li><li>イメージメーカーのソフトウェアを使用して全スライドスキャナとプロセスを用いて染色したスライド。 ImageJソフトウェア4を使用して、ギムザ染色した大網のセクションで乳白色のスポット量を定量化します。 </li></ol> インビボおよびエクスビボ研究のための卵巣癌細胞の4伝播と準備<ol><li>熱浴で37℃に細胞成長培地のプレウォーム15 mlです。凍結ストックを調製した細胞ライン、通路番号、日付と人の名前、および日付で標識することにより、適切なサイズの組織培養フラスコ（例えば、75cm 2の表面積）を準備そして、細胞をプレーティング/融解している人。 注意：ダウン凍結および継代数の日は、転移性の表現型に影響を与えることができるように転移の研究では、このような詳細な情報は、非常に重要です。 </li><li>生物学的安全フード、ピペットT-75培養フラスコに培地10mlの無菌環境を使用して。液体窒素システムからの細胞のバイアルを取り外し、電池の種類を確認するために、ラベルを確認してください。 37℃の加熱浴中で加温することにより、一度にセルの一つのバイアルを解凍します。 </li><li>無菌技術を用いて、ピペット1×10 6の培養フラスコに細胞を解凍しました。細胞が付着できるようにするためにインキュベーターにフラスコを置きます。静かに均一な細胞懸濁液を形成するために、前後にフラスコを揺すります。 <ol><li>場所の組織培養インキュベーター中でフラスコを5％CO 2環境において37℃で維持します。細胞は、O / Nを接着することを許可します。 </li></ol></li><li>吸引するメディアは、新鮮な予熱した増殖培地と交換してください。インキュベーターにフラスコを置き、すべてのOW細胞が成長します。倒立顕微鏡を用いて2〜3日おきに目視検査により毎日細胞増殖を監視します。 70〜80％コンフルエンスに達したときに継代細胞への標準的な細胞培養技術を使用してください。 注意：実験的なアッセイは、細胞が活発に増殖していることを確認するために、70％コンフルエンスで細胞を回収するために。 </li><li>培地を吸引除去し、滅菌リン酸緩衝生理食塩水（PBS）10mlですすいでください。吸引し、PBSおよび0.25％トリプシン/ EDTA（75cm 2の表面積のために2〜3 ml）を追加し、37ºCで5分間インキュベートします。視覚細胞が切り離されていることを確認し、単一細胞懸濁液を得るために、上下同じ成長培地の体積、ゆっくりピペットセルを追加。 注：それは、トリプシンを不活性化するように増殖培地は、血清を含有することが重要です。後続のステップの間に細胞の損失を補うために所定の実験のために必要な数よりも4倍以上のセルに少なくとも2-準備</li><li>中の生存細胞の割合を決定します血球計または自動細胞カウンターを用いて、トリパンブルー排除アッセイを介したサスペンション。 注：ここでは、細胞のみの≥96％が生存している細胞調製物を使用しています。 </li><li> 50mlコニカルチューブにフラスコから細胞懸濁液を転送します。 4 O℃で、1100×gで5分間遠心分離することにより細胞をペレット化</li><li>上清を吸引除去し、1ml当たり2×10 6細胞の濃度になるようにPBSで細胞ペレットを再懸濁します。 </li></ol>細胞の5腹腔内注射注：我々の実験では、マウスを病原体暴露のリスクを制限するために、私たちのバリア施設内の層流や安全キャビネット内で処理され、明らかにこの技術を実証するために、付属のビデオの手順は、承認された実験室で実施しました動物の仕事のため。この特定の技術は、麻酔下に動物を必要としません。承認されたプロトコルの下では、このtechniqを行います生きた動物のUE。この研究のために、マウスの適切な菌株を使用してください。たとえば、次のようにヒト卵巣癌細胞（SKOV3ip.1、およびHeyA8）コロニー形成の研究のために、免疫不全、無胸腺ヌードマウスを使用します。マウス卵巣癌細胞の研究のための免疫担当C57BL / 6マウス（ID8）コロニー形成を使用しています。 <ol><li>滅菌キャップした25 G針を入れたシリンジにロードし、単一細胞懸濁液の500μlのをと。これは、注射の前に、細胞せん断を低減します。 </li><li>首筋によってマウスをピックアップし、手のひらと人差し指を使用して尾を保持し、リングと（マウスを左手で拘束されている）小指の間に左後肢を修正。 注意：トラウマ腹部臓器を回避するために、それは注入中に動かないようによくマウスを抑えます。 </li><li>ちょうど膝の上の腹部全体のラインを想像して、動物の右側のポイントを見つけて、正中線に近接しています。エントリのポイントは、頭蓋へとわずかに内側であります最後の乳首の。 注：マウスの右側に針を挿入すると盲腸を回避し、腸11を穿刺のリスクを低減します。 </li><li>約0.5センチメートルの深さに、マウスの腹部の下側方の領域に針を挿入します。針が血管または他の腹膜器官に浸透していないことを確認するために、プランジャーを後方に引いて。 <ol><li>任意の流体を吸引されている場合は、シリンジ（サンプル）11を捨てます 。 - 緑がかった茶色や黄色の吸引は、それぞれ、腸や膀胱に針貫通を示します。 </li></ol></li><li>遅い、安定した圧力を使用してサンプルを注入します。針を撤回し、そのケージにマウスを返します。シャープコンテナで処分する前に注射器をおさらいしないでください。 </li><li>特定の時間にポイントが注射後、CO 2窒息と重要な臓器摘出を経由してマウスを生け贄に捧げます。 </li></ol> 生体6.ミルキースポット植民地化<ol><li> Quantitaフローサイトメトリーを使用して乳白色のスポットへの癌細胞の局在化<ol><li>マウスから腹膜脂肪デポを分離する（ステップ2.3で説明したように - 2.7）蛍光氷冷PBS中の癌細胞と即時場所の組織をタグ付けで注入しました。 <ol><li>この特定の技術については、重量試合大網へのすべての脂肪、脂肪組織。転写組織を無血清DMEM 1.5mlの0.1％（w / v）のウシ血清アルブミンを含有する5 mlチューブを分離します。プール組織は、フローサイトメトリーのための細胞の十分な収率を確保するために、3つの独立したマウスから採取しました。 </li></ol></li><li>外科用ハサミを使用して追加ミンチ組織（w / v）のコラゲナーゼIで回転混合しながら30分間37℃で組織懸濁液をインキュベートし、0.4％を含有する無血清DMEM 1.5mlの。 <ol><li>オプションのステップとして、さらに咀嚼することによって、組織の関連付けを解除します。この場合、向きを回転させ、低オン10分間咀嚼、microstomacherバッグに組織コラゲナーゼサスペンションを転送5分後に袋の。 </li></ol></li><li>ナイロンメッシュフィルター（60ミクロンの孔）を介して、フィルタのサンプルが大きな破片を除去します。 4℃で5分間、250×gの遠心分離により細胞を回収し、上清画分を捨てます。 </li><li> ACK溶解緩衝液900μLと混合し、1分間室温でインキュベートし、100μlのPBSで細胞ペレットを再懸濁します。 250×gで遠心し、細胞を5分間、上清を捨てます。 <ol><li>氷冷PBS250μlの中で細胞ペレットを再懸濁します。単一細胞懸濁液を確実にするために、60ミクロンの孔のナイロンメッシュを通してサンプルをフィルタリングします。氷冷PBSの250μlのフィルターを洗浄します。 </li></ol></li><li> 561 nmの黄緑色レーザーおよび585 nmの/ 15nmのバンドパスフィルターを備えたフローサイトメーターを使用して集団内の蛍光タグ付けされた細胞の数を定量します。親細胞および/ ​​または適切なネガティブコントロール4の分析に基づいてtdTomato陽性細胞のためのゲートを設定します。 </li></ol&gt; </li><li>微視的および巨視的な転移の定量<ol><li>希望の実験の終点（s）で、分離し、直ちに適切な固定メディアで組織を置きます。無傷性腺、子宮、および4℃で48時間、10％中性緩衝ホルマリンで腸間膜脂肪デポなどのより大きなサンプルを修正しました。 2-16時間4℃で5％中性緩衝ホルマリン中で小さいサンプル（大網とsplenoportal脂肪だけでなく、子宮及び腸間膜脂肪の組織相当）を修正しました。 <ol><li>また、スナップ10月などの凍結培地でそれらを配置することによって、組織を凍結し、液体窒素の適切な量にドロップします。 </li></ol></li><li>パラフィンに包埋するまで4℃で70％エタノールおよびストアに固定された組織を転送します。埋め込みと3.2と3.3で説明したようにプロセス組織。 <ol><li>微視的転移の有無について組織を評価するために、H＆E染色切片を使用する（ すなわち 、50個の細胞のクラスター）。トンを確認彼このようなサイトケラチン8/18のためのIHC染色などの二次法による微細な転移の存在は、卵巣癌細胞を検出することができます。 </li></ol></li></ol></li></ol> 7.ミルキースポット植民エクスビボ <ol><li>基本的なex vivoで大網器官培養条件の確立<ol><li> 20％FCSを含むDME / F12培地の500μLを含む12ウェル組織培養プレートの1つのウェル内の単一培養プレートインサートと所定の位置にそれぞれ大網を置きます。 24〜48時間、および/ ​​または追加の時点で5％CO 2環境下で37℃での器官培養を維持します。各条件（例えば、メディアタイプ/時点）のための3つの独立したomentumの複数形（三重サンプル）を使用します。 </li><li>組織の完全性を評価することができるH＆E切片に壊死した脂肪細胞に対する健康カウントステップ3に記載のように修正し、プロセスサンプル、実験的なエンドポイントでの組織の整合性を確認するために。から〜120セルの最小5生物学的サンプルは、10現在生きている組織の割合を策定する必要があります。 </li><li> 20％FCSをDME / F12培地を500μlを含む24ウェルプレートの別々のウェルにおける組織機能、場所omentumの複数形（N = 3）を測定しました。 omentumの複数形は、24時間、5％CO 2環境において37℃で培地を調整し、その後、IL-6 ELISAアッセイ10で使用するための250μLを除去することを可能にします。 </li></ol></li><li> SKOV3ip.1-GFP細胞とマウスの大網の ex vivo共培養<ol><li>成長し、1ml当たり2×10 6細胞の濃度でセクション4および再懸濁で説明したように、蛍光タグ付けされた細胞を調製。 </li><li>組織接着剤の〜6μlを培養インサートの膜に適用し、空気乾燥にそれを可能にします。余分な接着剤を除去するために、滅菌水で2回膜を洗ってください。空気が層流フードの下で膜を乾燥させます。 </li><li>慎重omentumの複数形を切除し、接着剤を塗布したMEMBに添付滅菌ピンセットを使用してRANE。組織は、従来のメディアを追加する1分間膜に付着することを許可します。各培養インサート内の各大網の上に細胞懸濁液を500μlを追加します。 DME / F-12 10 2.5 mlのトランスウェルチャンバーの周りの領域を埋めます。 </li><li> 5％CO 2環境において37℃で6時間、細胞懸濁液をインキュベートomentumの複数形。慎重に除去し、PBSの〜10mlでomentumの複数形を洗います。適切な蛍光イメージングシステム 10を用いた蛍光癌細胞の病巣を可視化します。 </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

播種細胞を標的とする治療法の開発は、腹膜疾患の発症に重要な最初のステップは 、転移性コロニー形成のメカニズムの理解が必要です。我々は、大網の固有の組織組成とアーキテクチャは、卵巣癌、転移性コロニー形成を促進する方法を識別するために使用することができるアプローチを報告し、これらの問題に対処します。我々のアプローチの特徴的な機能は以下のとおりです。...

ほとんどの固形腫瘍とは異なり、高品位漿液性卵巣癌（HGSC）からの転移は、腹膜腔1に制限されています。このように、効果的な腹膜療法は、潜在的に制御またはHGSCを根絶可能性があります。現在、標準的な治療アプローチは、化学療法1-3と組み合わせる外科的細胞減少です。残念ながら、患者の大多数は経験し、疾患再発の合併症に屈します。これらの憂鬱な統計は、転移性コロニー形成の改善された理解の必要性を示し、プロセスは、それによって癌細胞を利用する、および転移2を形成するために、宿主組織内で増殖する局在化。 大網はHGSC転移4-7の好ましい初期のサイトです。他の腹膜脂肪とは異なり、大網脂肪組織は、腹膜homeosにおいて重要な役割を果たしB、TおよびNK細胞およびマクロファージを含む乳白色のスポットとして知られる異常な免疫構造を含みますtasis 8,9。その生理学的機能に加えて、我々は、乳白色スポットが卵巣がん、転移性植民4において積極的な役割を果たしていることがわかりました。実験的転移アッセイにおいて、SKOV3ip.1、CaOV3、及びHeyA8（ヒト）およびID8（マウス、C57BL / 6）迅速にホーム乳白色スポットへ卵巣癌細胞、細胞が分泌走化性因子に向かって移動していることを示唆しています。興味深いことに、癌細胞は乳白色スポット（ すなわち、生殖腺および子宮脂肪）4を欠く腹膜脂肪を植民地化しません。 乳白色スポットコロニー形成を調節する機構を同定するために、我々は、転移性コロニー形成の4時間にわたって細胞および分子事象の尋問を可能にする異種移植片モデルを最適化しました。本明細書中に記載の方法の具体的な利点は、完全に生体内で統合されており、M の ex vivoモデルで、ユーザーが仮説をテストすることができ、組織構造と機能を重視、ですetastatic植民地化4,10。乳白色スポットを含むか、または欠けているいずれかの腹膜脂肪デポで癌細胞の局在化と成長を比較することにより、研究者は、宿泊施設と、生理学的に関連する組織における卵巣癌細胞の進行性の成長に乳白色の斑内の脂肪細胞と細胞の相対的な寄与（複数可）をテストすることができます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Dissection Tools</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Geimsa</td>
			<td>Fluka/Sigma Aldrich</td>
			<td>48900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5% Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Corning</td>
			<td>10-013-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25200-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Corning</td>
			<td>21-040-CV</td>
			<td>Without calcium and Magnesium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 gauge needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>329652</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A7906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase</td>
			<td>Worthington</td>
			<td>LS004196</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stomacher</td>
			<td>Seward Labsystems</td>
			<td>Stomacher 80 Biomaster</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microstomacher bag</td>
			<td>Stomacher Lab Systems</td>
			<td>BA6040/Micro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACK Lysis Buffer</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>A10492-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Millicell culture plate insert</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>PICM01250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell-Tak</td>
			<td>BD</td>
			<td>354240</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo and ex vivo approaches to study ovarian cancer metastatic colonization of milky spot structures in peritoneal adipose

ハイグレード漿液性卵巣癌（HGSC）、広範な腹膜転移の原因は、非常に予後不良を持ち続けています。女性の30％未満では診断後5年生存しています。大網はHGSCの転移形成の好ましい部位です。この微小環境の臨床的重要性にもかかわらず、卵巣癌の進行への大網脂肪組織の寄与はunderstudiedまま。それは血管系の高密度の巣の周囲の乳白色B、TおよびNK細胞で構成されているスポット、マクロファージ、および前駆細胞として知られている構造が含まれているという点で、大網脂肪は珍しいです。ミルキースポットが腹膜ホメオスタシスのために必要とされる大網の生理学的機能に重要な役割を果たしています。私たちは、乳白色のスポットはまた腹膜脂肪の卵巣癌転移植民地化、腹膜転移の発生における重要なステップを促進することが示されています。ここでは、我々が当たりで乳白色スポットを評価し、定量化するために開発されたアプローチを説明itoneal脂肪およびin vivoおよびex vivoの両方大網組織の卵巣癌細胞の転移性のコロニー形成への機能的貢献を研究しています。これらのアプローチは、このように広範な腹膜転移の開発に乳白色のスポット構造への細胞の初期の局在から卵巣癌の転移形成の研究を可能にする、追加のマウスモデルおよび細胞株に一般化しています。

腹膜脂肪デポの同定と組織学的検査 総解剖学的解剖は、腹膜脂肪（ 図1A）の5つの主要な情報源の4の同定を可能にします。上部中央から時計回りに移動すると、次のとおりです。大網（OM;概説）子宮角に取り付けられて胃と脾臓の上に位置して、左卵巣を囲む生殖腺脂肪（GF）（OV）、子宮脂肪（UF）（UH）そして、腸間膜（MY）は、小腸（SI）に?...

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In Vivo and Ex Vivo Approaches to Study Ovarian Cancer Metastatic Colonization of Milky Spot Structures in Peritoneal Adipose

We outline a protocol that implements both in vivo and ex vivo approaches to study ovarian cancer colonization of peritoneal adipose tissues, particularly the omentum. Furthermore, we present a protocol to quantitate and analyze immune cell-structures in the omentum known as milky spots, which promote metastases of peritoneal adipose.

生体内および生体外では腹膜脂肪にミルキースポット構造の卵巣がん転移性コロニー形成を研究するためのアプローチで

High-grade serous ovarian cancer (HGSC), the cause of widespread peritoneal metastases, continues to have an extremely poor prognosis; fewer than 30% of ...

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In Vivo and Ex Vivo Approaches to Study Ovarian Cancer Metastatic Colonization of Milky Spot Structures in Peritoneal Adipose

Cancer

SCIENTISTS IN ACTION

12.9K ビュー.  The University of Chicago. We outline a protocol that implements both in vivo and ex vivo approaches to study ovarian cancer colonization of peritoneal adipose tissues, particularly the omentum. Furthermore, we present a protocol to quantitate and analyze immune cell-structures in the omentum known as milky spots, which promote metastases of peritoneal adipose.

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Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness of a variety of oncolytic platforms including HSV, Reovirus, and Vaccinia OVs as treatment for cancer are currently underway2-5. One key characteristic of oncolytic viruses is that they can be genetically modified to express reporter transgenes which makes it possible to visualize the infection of tissues by microscopy or bio-luminescence imaging6,7. This offers a unique advantage since it is possible to infect tissues from patients ex vivo prior to therapy in order to ascertain the likelihood of successful oncolytic virotherapy8. To this end, it is critical to appropriately sample tissue to compensate for tissue heterogeneity and assess tissue viability, particularly prior to infection9. It is also important to follow viral replication using reporter transgenes if expressed by the oncolytic platform as well as by direct titration of tissues following homogenization in order to discriminate between abortive and productive infection. The object of this protocol is to address these issues and herein describes 1. The sampling and preparation of tumor tissue for cell culture 2. The assessment of tissue viability using the metabolic dye alamar blue 3. Ex vivo infection of cultured tissues with vaccinia virus expressing either GFP or firefly luciferase 4. Detection of transgene expression by fluorescence microscopy or using an In Vivo Imaging System (IVIS) 5. Quantification of virus by plaque assay. This comprehensive method presents several advantages including ease of tissue processing, compensation for tissue heterogeneity, control of tissue viability, and discrimination between abortive infection and bone fide viral replication.

Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

Oncolytic viruses are promising for cancer therapeutics. The ability to ascertain the infectability of live tissue specimens obtained from patients prior to treatment is a unique advantage of this therapeutic approach. This protocol describes how to process tissues for ex vivo infection with oncolytic virus and subsequent viral quantification.

腫瘍溶解性ウイルスと生きている組織のex vivoでの感染

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness ...

医学

An In Vitro System to Study Tumor Dormancy and the Switch to Metastatic Growth

Recurrence of breast cancer often follows a long latent period in which there are no signs of cancer, and metastases may not become clinically apparent until many years after removal of the primary tumor and adjuvant therapy. A likely explanation of this phenomenon is that tumor cells have seeded metastatic sites, are resistant to conventional therapies, and remain dormant for long periods of time 1-4.
The existence of dormant cancer cells at secondary sites has been described previously as quiescent solitary cells that neither proliferate nor undergo apoptosis 5-7. Moreover, these solitary cells has been shown to disseminate from the primary tumor at an early stage of disease progression 8-10 and reside growth-arrested in the patients' bone marrow, blood and lymph nodes 1,4,11. Therefore, understanding mechanisms that regulate dormancy or the switch to a proliferative state is critical for discovering novel targets and interventions to prevent disease recurrence. However, unraveling the mechanisms regulating the switch from tumor dormancy to metastatic growth has been hampered by the lack of available model systems.
in vivo and ex vivo model systems to study metastatic progression of tumor cells have been described previously 1,12-14. However these model systems have not provided in real time and in a high throughput manner mechanistic insights into what triggers the emergence of solitary dormant tumor cells to proliferate as metastatic disease. We have recently developed a 3D in vitro system to model the in vivo growth characteristics of cells that exhibit either dormant (D2.OR, MCF7, K7M2-AS.46) or proliferative (D2A1, MDA-MB-231, K7M2) metastatic behavior in vivo . We demonstrated that tumor cells that exhibit dormancy in vivo at a metastatic site remain quiescent when cultured in a 3-dimension (3D) basement membrane extract (BME), whereas cells highly metastatic in vivo readily proliferate in 3D culture after variable, but relatively short periods of quiescence. Importantly by utilizing the 3D in vitro model system we demonstrated for the first time that the ECM composition plays an important role in regulating whether dormant tumor cells will switch to a proliferative state and have confirmed this in in vivo studies15-17. Hence, the model system described in this report provides an in vitro method to model tumor dormancy and study the transition to proliferative growth induced by the microenvironment.

An In Vitro System to Study Tumor Dormancy and the Switch to Metastatic Growth

A modified 3-D in vitro system is presented in which growth characteristics of several tumor cell lines in reconstituted basement membrane correlate with the dormant or proliferative behavior of the tumor cells at a metastatic secondary site in vivo.

アンインビトロ</em転移性増殖に腫瘍の休眠とスイッチを研究する>システム

Recurrence of breast cancer often follows a long latent period in which there are no signs of cancer, and metastases may not become clinically apparent ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

新規高分解能<em生体内で&gt;</em腫瘍増殖と治療に頭蓋内構造物の動的応答を研究する&gt;イメージング技術

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

A Human Ex Vivo Atherosclerotic Plaque Model to Study Lesion Biology

Atherosclerosis is a chronic inflammatory disease of the vasculature. There are various methods to study the inflammatory compound in atherosclerotic lesions. Mouse models are an important tool to investigate inflammatory processes in atherogenesis, but these models suffer from the phenotypic and functional differences between the murine and human immune system. In vitro cell experiments are used to specifically evaluate cell type-dependent changes caused by a substance of interest, but culture-dependent variations and the inability to analyze the influence of specific molecules in the context of the inflammatory compound in atherosclerotic lesions limit the impact of the results. In addition, measuring levels of a molecule of interest in human blood helps to further investigate its clinical relevance, but this represents systemic and not local inflammation. Therefore, we here describe a plaque culture model to study human atherosclerotic lesion biology ex vivo. In short, fresh plaques are obtained from patients undergoing endarterectomy or coronary artery bypass grafting and stored in RPMI medium on ice until usage. The specimens are cut into small pieces followed by random distribution into a 48-well plate, containing RPMI medium in addition to a substance of interest such as cytokines or chemokines alone or in combination for defined periods of time. After incubation, the plaque pieces can be shock frozen for mRNA isolation, embedded in Paraffin or OCT for immunohistochemistry staining or smashed and lysed for western blotting. Furthermore, cells may be isolated from the plaque for flow cytometry analysis. In addition, supernatants can be collected for protein measurement by ELISA. In conclusion, the presented ex vivo model opens the possibility to further study inflammatory lesional biology, which may result in identification of novel disease mechanisms and therapeutic targets.

A Human Ex Vivo Atherosclerotic Plaque Model to Study Lesion Biology

Atherosclerosis is a chronic inflammatory process. This manuscript illustrates an easy to use ex vivo model to investigate fresh carotid or coronary artery plaques. The ex vivo model allows for the investigation of potential substances on the inflammatory milieu in human atherosclerotic lesions and results can be analyzed by various methods.

ヒューマン<em&gt;生体外</em&gt;動脈硬化性プラークのモデルは、病変生物学を研究する

Atherosclerosis is a chronic inflammatory disease of the vasculature. There are various methods to study the inflammatory compound in atherosclerotic ...

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

細胞追跡のためのin vivoでの19 F MRI における

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Molecular Profiling of the Invasive Tumor Microenvironment in a 3-Dimensional Model of Colorectal Cancer Cells and Ex vivo Fibroblasts

Invading colorectal cancer (CRC) cells have acquired the capacity to break free from their sister cells, infiltrate the stroma, and remodel the extracellular matrix (ECM). Characterizing the biology of this phenotypically distinct group of cells could substantially improve our understanding of early events during the metastatic cascade.

Tumor invasion is a dynamic process facilitated by bidirectional interactions between malignant epithelium and the cancer associated stroma. In order to examine cell-specific responses at the tumor stroma-interface we have combined organotypic co-culture and laser micro-dissection techniques.
Organotypic models, in which key stromal constituents such as fibroblasts are 3-dimentioanally co-cultured with cancer epithelial cells, are highly manipulatable experimental tools which enable invasion and cancer-stroma interactions to be studied in near-physiological conditions.

Laser microdissection (LMD) is a technique which entails the surgical dissection and extraction of the various strata within tumor tissue, with micron level precision.
By combining these techniques with genomic, transcriptomic and epigenetic profiling we aim to develop a deeper understanding of the molecular characteristics of invading tumor cells and surrounding stromal tissue, and in doing so potentially reveal novel biomarkers and opportunities for drug development in CRC.&#160;&#160;&#160;

Molecular Profiling of the Invasive Tumor Microenvironment in a 3-Dimensional Model of Colorectal Cancer Cells and Ex vivo Fibroblasts

Molecular profiling of laser microdissected cells and stroma from synthetic, tissue-engineered colorectal cancer models represents a novel and manipulatable approach to characterize and dissect the distinctive biology at the interface between tumor cells at the invasive front and cancer associated stromal cells. &#160;

大腸癌細胞の3次元モデルにおける侵襲性腫瘍微小環境の分子プロファイリングと<em&gt;生体外</em&gt;線維芽細胞

Invading colorectal cancer (CRC) cells have acquired the capacity to break free from their sister cells, infiltrate the stroma, and remodel the ...

An Ex vivo Model to Study Hormone Action in the Human Breast

The study of hormone action in the human breast has been hampered by lack of adequate model systems. Upon in vitro culture, primary mammary epithelial cells tend to lose hormone receptor expression. Widely used hormone receptor positive breast cancer cell lines are of limited relevance to the in vivo situation. Here, we describe an ex vivo model to study hormone action in the human breast. Fresh human breast tissue specimens from surgical discard material such as reduction mammoplasties or mammectomies are mechanically and enzymatically digested to obtain tissue fragments containing ducts and lobules and multiple stromal cell types. These tissue microstructures kept in basal medium without growth factors preserve their intercellular contacts, the tissue architecture, and remain hormone responsive for several days. They are readily processed for RNA and protein extraction, histological analysis or stored in freezing medium. Fluorescence activated cell sorting (FACS) can be used to enrich for specific cell populations. This protocol provides a straightforward, standard approach for translational studies with highly complex, varied human specimens.

An Ex vivo Model to Study Hormone Action in the Human Breast

We have developed a novel ex vivo model to study hormone action in the human breast. It is based on tissue microstructures isolated from surgical breast tissue specimens which preserve tissue architecture, intercellular interactions, and paracrine signaling.

アン<em&gt;エクスビボ</emヒト乳癌でホルモンの作用を研究するために&gt;モデル

The study of hormone action in the human breast has been hampered by lack of adequate model systems. Upon in vitro culture, primary mammary epithelial ...

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.
First we describe how to generate subcutaneous tumors in mice, using antigen-negative cell lines as negative controls and antigen-positive cells as positive controls in the same mice for intraindividual comparison. We outline how to administer intravenously near-infrared fluorophore labelled (AlexaFluor680) antigen-specific nanobodies and conventional antibodies. In vivo imaging was performed with a small-animal NIRF-Imaging system. After the in vivo imaging experiments the mice were sacrificed. We then describe how to prepare the tumors for parallel ex vivo analyses by flow cytometry and fluorescence microscopy to validate in vivo imaging results.
The use of the near-infrared fluorophore labelled nanobodies allows for non-invasive same day imaging in vivo. Our protocols describe the ex vivo quantification of the specific labeling efficiency of tumor cells by flow cytometry and analysis of the distribution of the antibody constructs within the tumors by fluorescence microscopy. Using near-infrared fluorophore labelled probes allows for non-invasive, economical in vivo imaging with the unique ability to exploit the same probe without further secondary labelling for ex vivo validation experiments using flow cytometry and fluorescence microscopy.

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

ナノボディ及び抗体ベースの検証<em&gt;インビボ</em使用してマウスにおける&gt;腫瘍異種移植NIRFイメージング実験<em&gt;エクスビボ</em&gt;フローサイトメトリーおよび顕微鏡

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

Human Dupuytren's Ex Vivo Culture for the Study of Myofibroblasts and Extracellular Matrix Interactions

Organ fibrosis or &#8220;scarring&#8221; is known to account for a high death toll due to the extensive amount of disorders and organs affected (from cirrhosis to cardiovascular diseases). There is no effective treatment and the in vitro tools available do not mimic the in vivo situation rendering the progress of the out of control wound healing process still enigmatic.
To date, 2D and 3D cultures of fibroblasts derived from DD patients are the main experimental models available. Primary cell cultures have many limitations; the fibroblasts derived from DD are altered by the culture conditions, lack cellular context and interactions, which are crucial for the development of fibrosis and weakly represent the derived tissue. Real-time PCR analysis of fibroblasts derived from control and DD samples show that little difference is detectable. 3D cultures of fibroblasts include addition of extracellular matrix that alters the native conditions of these cells. 
As a way to characterize the fibrotic, proliferative properties of these resection specimens we have developed a 3D culture system, using intact human resections of the nodule part of the cord. The system is based on transwell plates with an attached nitrocellulose membrane that allows contact of the tissue with the medium but not with the plastic, thus, preventing the alteration of the tissue. No collagen gel or other extracellular matrix protein substrate is required. The tissue resection specimens maintain their viability and proliferative properties for 7 days. This is the first &#8220;organ&#8221; culture system that allows human resection specimens from DD patients to be grown ex vivo and functionally tested, recapitulating the in vivo situation.

Human Dupuytren&#039;s Ex Vivo Culture for the Study of Myofibroblasts and Extracellular Matrix Interactions

Dupuytren&#8217;s disease (DD) is a fibroproliferative disease of the palm of the hand. Here, we present a protocol to culture resection specimens from DD in a three-dimensional (3D) culture system. Such short-term culture system allows preservation of the 3D structure and molecular properties of the fibrotic tissue.

人間デュピュイトラン<em&gt;エクスビボ</em筋線維芽細胞と細胞外マトリックス相互作用の研究のために&gt;文化

Organ fibrosis or &#8220;scarring&#8221; is known to account for a high death toll due to the extensive amount of disorders and organs affected (from ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

マウス収縮圧力を測定するために子宮内テレメトリ<em&gt;インビボ</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...