This work was performed under the auspices of the U.S. Department of Energy by Lawrence Livermore National Laboratory under Contract DE-AC52-07NA27344, and partially supported by LLNL&#8217;s Laboratory Directed Research and Development (LDRD) program, 14-LW-077. The authors thank Michael Wilson, Mark Stenglein and Joe DeRisi at the Univeristy of California, San Francisco for generously providing GGV and Boa cell samples. EJF acknowledges support from the LLNL Lawrence Scholar Graduate Program. MS acknowledges support from the UC Office of the President Lab Fees Research Program. LLNL-JRNL-665235

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The authors have nothing to disclose.

このプロトコルは、自動化された生物学的サンプルの処理を実行するためのマクロスケール装置のマイクロ流体デバイスのシステムレベルでの統合を提供します。このプラットフォームのモジュールは、一例として提示したプロトコルを特徴付けるとacoustofluidic粒子分離装置の性能を最適化することに焦点を当て、それは任意の連続流装置に適応することを可能にする、と。このプロトコルの三つの主要な利点が強調表示されます：（I）モジュール性とチップ・ツー・世界インタフェース、デバイス性能の（ii）の強固な特性評価、および粒子分離のために正確に計量サンプル容量の（iii）の自動処理を。 私。モジュール化とチップ・ツー・世界インタフェース 図2に示すように 、マイクロ流体チップは、簡単に直接観察するための顕微鏡ステージ上にフィットするようにカスタムブレッドボードに搭載されています。ブレッドボードは、5ミリメートルピッチグリッド、ENAの＃6-40 UNFネジ穴が含まれていますチップを見せびらかすことは固定されるように、流体接続がなされます。流体接続は、ゴムフェイスシールガスケットとステンレス鋼の襟付き流体チップに対してどのシール、機械加工端部と管をPEEKています。このインタフェース方式は簡単にチップの交換と迅速なデバイスの再設計になり、他のシステムコンポーネントにいくつかまたは全く変更を必要とする、設けられたチップのフットプリントは、グリッド形式に準拠しています。例えば、我々は、連続フロー電気泳動のためのマイクロ流体チップ、熱細胞溶解、29迅速な化学合成のための試薬 ​​の混 ​​合、および単一細胞捕捉と尋問でこのプラットフォームを使用していました。 II。デバイス性能のロバスト特性評価 任意のマイクロ流体分離装置の性能を最適化するために、その動作は、第1の完全に特徴付けされなければなりません。ここで説明するシステムは、これを行うための迅速かつ自動化されたプロトコルの開発をサポートしています。特定exampについてル音響集束装置、焦点品質、動作周波数、及びマイクロ流体チャネル内の集束粒子の位置は、各個々のデバイスのために測定されなければなりませんの。これらの測定は、高品質の分離のための最適なパラメータの組み合わせを同定するために、圧電駆動周波数、電圧、流量の範囲を掃引する必要があります。提示されたプロトコルは、自動的にこれらの調整可能なパラメータを変化させると、品質、周波数、および位置（ 図3）粒子集束の必要な測定値を生成するために後処理されているチャンネル内を流れる粒子の関連データーすなわち 、蛍光画像をキャプチャします。 音響装置の性能の完全な特性は異なる実験条件の下で、必要に応じて、手順4.4と4.5を繰り返す必要があります。例えば、チップの絶対的な焦点位置は、比較的低流量と高電圧で周波数スキャンを実行することによって発見されましたSは、ノード位置への完全な移行を確実にします。さらに、このような周波数スキャンは、（既知のサイズのポリスチレンビーズを使用して実行）デバイスアセンブリの品質を評価することができ、または（チップビーズで特徴づけされた後に）以前に未知の粒子タイプがシステムにどのように振る舞うかを決定するために。悪いエネルギー移動のものにも焦点を当てるものではありませんが、マイクロ流体チャネルへの圧電セラミックからの良好なエネルギー移動とチップは、タイトな高流量（&gt; 1 ml /分）と低電圧（12〜15 V ppの）に焦点を当てになります低流速（&lt;100μL/分）、高電圧（&gt; 20 V PP）で。我々は、マイクロ流体チップと圧電セラミックの間の密接な接触は、流体への効率的なエネルギー伝達のために重要であることを見出しました。マイクロ流体チップと圧電セラミックを接着する最適な方法のさらなる調査は、高性能デバイスの信頼性の高い生産を可能にします。 最後に、完全なacoustophoretic装置の動作の画像は、マイクロスフェアを用いて行わ分離実験から、関連した動作パラメータの関数としてSPOとLPOから収集粒子数とステップ4（ 図 3）の画像ベースの周波数スキャンの測定を組み合わせることによって得ることができます図6に示すように、ステップ5で説明したように、自動化された実験のような一連の急速に粒子を分離するためのデバイスを動作させるために最適なパラメータ空間をユーザに知らせる、個々のデバイスの性能と可変性を特徴付けることができます。 III。粒子分離用の自動小サンプル処理 成功し、正確なマイクロ流体チップベースのサンプル処理のためには、確実かつ正確にメーター、負荷は、提供し、彼らが通過などの流体の体積を収集することが重要です。試料容量が小さい場合、この精度は特に重要です（〜0.1〜1ミリリットル）を、臨床または研究実験室の設定では一般的です。30正確なサンプル処理が時サンプルのフィードバックのないデバイスに注射器や点滴へのサンプルのマニュアル撤退を採用し、従来のマイクロ流体実験に挑戦しています分離されていて、それが収集されるタイミング。提示されたプロトコルは、自動化されたサンプルコイルの負荷を採用し、少量の試料の再現可能な分離を可能にするために流量センサからのリアルタイムのフィードバックと結合された分注。 図5は、典型的な分離実験からSPOとLPOで測定されたフロープロファイルを示します。まず、少なくとも35マイクロリットルのリーディングバッファーは、サンプルは、音響チップに到達する前に、安定した流れを確保するためにロードされます。リーディングバッファーにサンプル希釈が過剰になるため、100μlのより少ないサンプルボリュームは、このようなシステム構成に推奨されていません。空気のプラグは目の初めに使用されていますサンプルの混合および希釈を防止し、流量センサの指標となる、以下の流体からサンプルプラグを分離するリーディングバッファーの前に電子注入。流体がシステムを通って移動し始めると、初期の過渡後、両方の店の鋭いスパイク信号は、最初の気泡の通過を示しています。これらの過渡現象は、シリンジポンプが停止した後にゼロに第2の空気の泡が通過し、別のスパイク、サンプルがシステムを通って流れるように安定した流れの長い期間が続き、最終的には流量の最終的な減少しています。 流量センサを通る空気プラグの通路は、このように、非サンプル流体体積​​によって失われた試料および希釈を最小化し、サンプルの収集を開始および停止するためのバルブを切り替えるトリガーポイントとして使用されます。処理されたサンプルボリュームの閉ループ調量は実験開始前に、これらの値の入力サンプルが変更されるたびに再プログラムする必要がなくなります。この機能は、特に重要なサンプル容量は、多くの臨床サンプルの場合には、例えば、制限されている場合。リアルタイムフローモニタリングはまた、トラブルシューティングに役立ちます。貧しいラン（ 例えば 、コンセントのいずれかで形成詰まり）が図5bのように、結果として得られる流れプロファイルから直ちに明らかです。 柔軟性とacoustofluidic分離の有効性提示システムアーキテクチャを使用して、精製DENVとGGVウイルスストックを実証するために、マイクロ流体チップを介して細胞株にスパイクして処理することにより分離した。 図7aは、Raji細胞を97として、ウイルスから十分に分離されたことを示していますチップを出るRaji細胞の％は、それによってSPOにDENVの高度に濃縮されたサンプルを残して、LPOであることが見出されました。比較では、DENV分離の効率がDENVの70％がSPOで見つかったチップを出て、低かったです。これはseparatiのターンによって誘発されるわずかな対流混合に起因することができますチャネルではなく、LPOにRaji細胞と一緒に移行するいくつかのDENV粒子に可能性が高いです。流線を横切って横方向に移動する細胞は、低レイノルズ数で、彼らといくつかの流体をドラッグします。このメカニズムだけでなく、非特異的な表面吸着することにより、ウイルス粒子は、LPOに移します。それにもかかわらず、SPOにおけるDENVの高度に濃縮されたサンプルは、 デノボシーケンシングは、ウイルスを検出し、識別するために使用される場合、例えば、重要な利点です。 図7bは、一つの実験では、チップを出るボア細胞の約70％は、Raji細胞のためにほぼ100％の分離効率と比較して、LPOで発見されたことを示しています。したがって、より小さな音響力をもたらす、Raji細胞と比較して、2つの細胞型間の分離性能の差は小さい平均サイズまたはボア細胞のより低い密度に起因し得ます。これらの仮定、ボアの大きさ、密度及び形態を確認または反論するために、ボア細胞の（通常は付着成長）懸濁液中の細胞を正確に、さらなる調査のための努力を測定する必要があります。同じ実験では、同様にDENVでの実験に、回復GGVの大部分は、ウイルス画分の濃縮を示す、SPOから出ました。 提示されたデータは、生物学的サンプルのさまざまなを処理するためのエンジニアリング広く、該当するプラットフォームの固有の課題を強調表示します。重要なことは、生物学的相互作用は、物理的および機械的効果として大きな役割を果たして始めることができます。しかしながら、これらの予備実験は、臨床および研究の用途において、サンプル処理のために、このシステムアーキテクチャを使用しての力と約束を実証します。堅牢、よく特徴付けられた設計システムとして、このプラットフォームは、新しい科学的な質問の回答を求める機能を提供します。

サンプル分離及び分画は、マイクロ流体技術の応用の最も有望な分野の一つです。このようなサンプル処理の手順は、効果的な臨床診断、治療の開発、biosurveillance努力、および生命科学の研究と技術の進歩のために不可欠です。無数のマイクロ流体分離戦略は、流体浮遊粒子やコロイドのために、並びに化学と生物種のために実証されています。 9 -いくつかのレビューは、これらのフィールド1に最近の進歩と発展の概要を提供します。これらのマイクロ流体分離技術（以下、「コアデバイス」と呼ばれる）の多くは、広範に特徴付けられているが、いくつかのレポートは、システムレベルでの試料の分離問題と考えられています。コアデバイスは、一般的に変位または圧力ポンプによって供給される流体では、フルオロポリマーチューブにインタフェース個々のセンチメートルスケールのチップです。増加した自動化、信頼性、およびサンプル量の減少を含む - - マイクロフルイディクスの約束があればしかし、現実になることであり、少なくとも同等の努力はコアデバイスが統合されてその中に完全に分離するシステムの設計に専念する必要があります。 また、バイオ検出するマイクロ流体アプローチのための大きな課題は、マイクロインターフェイスにマクロです。これは〜（マクロスケールの構成要素へのマイクロ流体デバイスの物理的な「世界・ツー・チップ」接続すると、典型的な臨床または分析試料の体積（〜0.1〜10ミリリットル）とマイクロ流体チップの内部容積の間のミスマッチのみならずいい0.01〜10μl）を、だけでなく、これらのサイズスケールをブリッジから生じる統計的サンプリングの制限。これらの問題は、サンプルの前処理と準備がバイオ検出の「弱点」であるという認識に貢献しています。10この作品TAで説明プラットフォームこれらの課題に対処に向けたKES主要なステップ。 システム・レベルのビューを取って、このプロトコルは、〜10分の時間スケール上の（0.15〜1.5ミリリットルの範囲）正確に計量分析スケールのボリュームの信頼性の高い処理を詳述します。これは、「ワンボタン」の操作である：フラクションコレクションのためのサンプルと宛先のバイアルを含むソースバイアルがシステムに置かれたら、「実行」コマンドは、手続きを開始し、すべての手順は、コンピュータ制御されています。実行の終わりに、回収バイアルは分離された画分の下流の分析のためにシステムから除去することができます。 このシステムのコアデバイスは、試料からの哺乳動物細胞の大きさ（5〜20ミクロン）の粒子を抽出acoustophoresisチップです。それは、このように実行可能なホテルビルを分離する利点を提供し、高スループット（μL/分の100秒まで）、ラベルフリー、非接触であるため、Acoustophoretic分離は主にここで選択されています他のいくつかのマイクロ流体技術を一致させることができ、細胞からのSES。 13とこのプロトコルの焦点ではなく、基礎となる概念の概要は、マイクロ流体分離への応用の理解を助けるために、以下の-音響粒子の物理学は広く、11に記載されている焦点を当てています。 液体で満たされたマイクロチャネル内で共振する超音波の定在波が低圧のノードに向かって粒子を駆動力を生じさせる圧力フィールドを生成します。力の大きさは、中心に音響は、理想的なサイズの細胞（〜7-15の分離に適している、粒子の体積に依存し、このように相対密度、粒子の圧縮率由来音響コントラスト因子および懸濁流体に。14ウイルスサイズ（〜50-200 nm）の粒子からミクロン）。より大きな粒子は、圧力ノードに向かって移動します。しかし、力の大きさは非常に小さいため2-3ミクロン未満の粒子は、これらの小さな粒子または溶存種はほとんど全く動きません。音響分離の私たちの具体的な実装では、前述したように、15は、流体流路を分割するために、薄い壁を内蔵しており、調整可能な、焦点位置の非対称の配置を可能にします。これは、デバイスの設計に柔軟性を追加し、パフォーマンス上の利点-含む増加分離の品質と速度が-され、完全に別の場所に記載。16,17 しかし、この研究で説明したシステムレベルの設計アプローチの主な利点は、マイクロ流体コアデバイスの多種多様に適用可能であるということです。適切な調整は、入口/出口構成の変更を考慮してなさで例えば、慣性、流れ場分別、決定論的横変位（DLD）、および動電デバイスの様々なタイプを含むほとんどの他の連続フロー分離モードは、容易に組み込むことができます、流速、サンプルボリューム。様々なオンチップ・フィールドの種類（電気、磁気）または勾配（熱的、化学的）を持つデバイスは、このプラットフォームが対応し、チップ、または追加のハードウェアの統合への追加の接続が必要な場合があります。 このプロトコルは、マイクロ流体分離装置を設計するために、深い反応性イオンエッチング（DRIE、深い達成するために、エッチングと不動態化のサイクルを交互に使用し、多くの微細加工施設で利用可能なプラズマエッチングプロセスによってシリコンガラスチップを製造するために必要な手順を提供します垂直な側壁18）と機能。次に、acoustofluidicデバイスの特性を分離するための最適な動作パラメータを決定するために、そして最終的に詳細に完全に統合された分離システムと生物学的サンプルを処理するための手順を説明します。典型的なデバイス特性評価結果とサンプル処理データは、次に提示し、議論されており、このアプロの主な利点ACHは、モジュール性、堅牢性、精度、自動化を含む、ハイライト表示さ​​れます。

<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="4">Materials required for Steps 1-3: Device Design, Fabrication and Assembly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double Sided Polished Silicon Wafer</td>
			<td>Silicon Quest International, Inc. San Jose, CA, USA</td>
			<td>100 mm &#60;100&#62;&#160; prime wafer</td>
			<td>1-20 ohm-cm, 495 +/- 25&#181;m Double-side polished</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Wafer</td>
			<td>Bullen Ultrasonics, Eaton, OH, USA</td>
			<td>100mmx0.5mm Boro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoresist, AZ 1518</td>
			<td>MicroChemicals GmbH, Ulm, Germany</td>
			<td>AZ 1518</td>
			<td>Photoresist used to adhere wafer to blank wafer for DRIE etching</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoresist, AZ 4620</td>
			<td>MicroChemicals GmbH, Ulm, Germany</td>
			<td>AZ 4620</td>
			<td>Photoresist to define fluidic and via mask patterns</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DRIE plasma etcher</td>
			<td>STPS, Newport, NP, United Kingdom</td>
			<td>Multiplex Advance Oxide Etch (AOE) ICP system</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer Bonder</td>
			<td>Electronic Visions Group,&#160; St.Florian am Inn, Austria</td>
			<td>EVG 501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dicing saw</td>
			<td>Kulicke &#38; Soffa Industries, Singapore</td>
			<td>K&#38;S 982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy kit</td>
			<td>Epoxy Technology, Billerica, MA, USA</td>
			<td>EPO-TEK 301</td>
			<td>Epoxy used to couple piezo and microfluidic chip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PZT piezoceramic&#160;</td>
			<td>Piezo Systems, Woburn, MA, USA</td>
			<td>PSI-5A4E</td>
			<td>37.5 &#215; 10 &#215; 0.5 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>28 AWG Kynar-insulated solid wire</td>
			<td>Squires Electronics, Cornelius, OR, USA</td>
			<td>UL1422</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-part silver epoxy&#160;</td>
			<td>MG Chemicals, Surrey, BC, Canada</td>
			<td>8331</td>
			<td>Conductive adhesive for attaching wire leads to PZT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-edit</td>
			<td>Tanner EDA, Monrovia, CA, USA</td>
			<td>Ledit v15.1 64-bit</td>
			<td>CAD software for mask layout</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Materials required for Step 4: Characterizaiton of Acoustic Focusing Performance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual Pump</td>
			<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA</td>
			<td>PHD ULTRA Series, 703007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5ml syringes</td>
			<td>Becton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA</td>
			<td>309646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer to Threaded port adapter</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>P-659</td>
			<td>Connects syringe to tubing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Union</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>P-623</td>
			<td>Connects world to chip connections to fluoropolymer tubing.&#160; Can also use webbed&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferrule 1/4-28 flat bottom</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>P-200</td>
			<td>Used with nut to make connections between tubing and syringe, flow sensors and world to chip hardware</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nut&#160; 1/4-28 flat bottom</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>P-202</td>
			<td>Used with ferrule to make connections between tubing and syringe, flow sesnsors and world to chip hardware</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/16&#34; OD Fluoropolymer tubing</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>1912L</td>
			<td>Tubing to connect syringe pumps to world to chip connections.&#160; Tubing size is not critical during claibration steps (.01-.03&#34; ID typically used, other suitable part numbers: 1907L, 1902L).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small ID fluoropolymer tubing</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>1476-20</td>
			<td>Used for Flow restrictors: 0.006&#34; ID, 1/16&#34; OD FEP&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEEK tubing</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Connects from chip to fluoropolymer tubing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooling fan</td>
			<td>Multicomp, Leeds, England</td>
			<td>MC19663</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Function Generator</td>
			<td>Agilent, Santa Clara, CA, USA</td>
			<td>33220A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RF amplifier</td>
			<td>ENI, Rochester, NY</td>
			<td>325 LA</td>
			<td>Must be able to amplify signals from &#60;1V&#160; in the range of 1-2MHz to 25 Vpp to the piezo.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCD Camera</td>
			<td>Photometrics, Tucscon, AZ, USA</td>
			<td>CoolSnap HQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope</td>
			<td>Zeiss, Oberkochen, Germany</td>
			<td>Axiovert S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC filter set</td>
			<td>Chroma Tech, VT, USA</td>
			<td>SP101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective, 10x</td>
			<td>Zeiss, Oberkochen, Germany</td>
			<td>ACHROPLAN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Tektronix, Beaverton, OR, USA</td>
			<td>TDS3014B</td>
			<td>To monitor voltage output by RF amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MatLab</td>
			<td>Mathworks, Natick, MA, USA</td>
			<td>R2014a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Driver interface software to integrate Photometrics camera with LabVIEW</td>
			<td>R Cubed Software, Lawrenceville, NJ, USA</td>
			<td>SITK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Sigma Aldrich, St. Lousi, MO, USA</td>
			<td>P9416</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dragon Green Fluorescent 5.76 or 7.32 &#181;m Beads</td>
			<td>Bangs Laboratory, IN, USA</td>
			<td>FS06F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Additional materials required for Step 5: Automated Separation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multiport valves</td>
			<td>VICI, Houston, TX, USA</td>
			<td>C25Z-3180EUHA</td>
			<td>In the current configuration 4 valves are needed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow Sensors</td>
			<td>Sensirion, Westlake Village, CA, USA</td>
			<td>SLI-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoropolymer tubing, .01 and .03&#34; ID</td>
			<td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td>
			<td>1902L and 1912L</td>
			<td>High purity PFA preferred</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nut&#160;</td>
			<td>VICI, Houston, TX, USA</td>
			<td>ZN1PK-10</td>
			<td>Used with ferrule to make connections between tubing and valves.&#160; Alternative part numbers: MZN1PK-10, LZN1PK-10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferrule</td>
			<td>VICI, Houston, TX, USA</td>
			<td>ZGF1PK-10</td>
			<td>Used with nut to make connections between tubing and valves.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>National Instruments, Austin, TX, USA</td>
			<td>LabVIEW Professional Development system</td>
			<td>Laboratory Automation Software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Teknova, Hollister, CA, USA</td>
			<td>P0200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Raji Cells</td>
			<td>ATTC, Manassas, VA, USA</td>
			<td>CCL86</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boa Cells</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kindly provided by the DeRisi Laboratory at UCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GGV</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kindly provided by the DeRisi Laboratory at UCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DENV</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kindly provided by Jose Pena at LLNL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coulter Counter Z2</td>
			<td>Beckman Coulter, Brea, CA, USA</td>
			<td>Z2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemacytometer</td>
			<td>Fisher Scientific, Waltman, MA, USA</td>
			<td>0267151B</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic platform for precision small-volume sample processing and its use to size separate biological particles with an acoustic microdevice

マイクロ流体デバイスの主な利点は、このように、試薬の無駄を削減し、貴重なサンプルを維持し、少量のサンプルを操作する能力です。しかし、強固なサンプル操作を達成するために、大規模な環境でデバイスの統合に対処する必要があります。マイクロ流体デバイスとの再現性、敏感な粒子の分離を実現するために、このプロトコルは、マイクロ流体デバイスを使用して0.15〜1.5ミリリットルのサンプルの正確な処理を可能にし、完全な自動化と統合マイクロ流体プラットフォームを提供します。このシステムの重要な側面は、チップの接続に信頼性が高く、柔軟な世界をもたらすモジュラーデバイスレイアウトおよび堅牢な固定具を含み、閉ループ試料収集システムのクリーニング及び反復動作を保証するプライミング工程を達成完全自動化液体ハンドリング。別のマイクロ流体デバイスは、このアーキテクチャと互換的に使用することができます。ここでは、acoustofluidicデバイスを組み込んで、細部のcharacterizエーション、パフォーマンスの最適化、および生物学的サンプルのサイズ分離のためのその使用を実証します。分離実験中にリアルタイムのフィードバックを使用して、サンプル収集を節約し、サンプルを濃縮するために最適化されます。複数の機器の統合を必要とするが、このアーキテクチャの利点は、付加的なシステムの最適化、装置の交換を容易に、かつ正確に、強固な試料処理なしで未知のサンプルを処理する能力を含みます。

音響マイクロ流体デバイスの設計の主な機能は 、図1で強調表示され、完全に他の場所に記載されている。15を簡単に、二つの流体の流れの流れサイドバイサイド分離チャネル内では、薄いシリコン壁によって並列バイパス流路から分離されます。一次放射力の大きさは、粒子の体積に比例するので、小さい粒子は、元のストリーム（ 図1B、C）に残っている間、大きな粒子は、隣接する回収流体流に位置する音圧のノードに向けて混合サンプル入力ストリームから移動します。細分化2チャンネルのアーキテクチャは、粒子分離17を向上させ、別のバイパスチャネルの流体を使用してノード位置の調整を可能にする。16流体ブレッドボードや備品は、チップ接続に世界のための堅牢なプラットフォームを提供し、モジュラーデザインは、流体チップ間の迅速な変更を可能にします（ 図2）。このConfigurationは、同様に、迅速かつ確実に（ 図2B、E）作られているシール、最大1,000 psiの、可逆流体接続を許可します。 チップの共振周波数f RESは、単純な 1次元解析計算を用いて推定することができる（ステップ1.1.1参照）。私たちのデバイス断面のより完全な2D有限要素モデルから、2ノード共鳴用16予測される焦点位置が壁から225ミクロンであり、予想される周波数は1.68 MHzです。しかし、実際のデバイスのF 解像度は、動作温度、縦と横共振の結合に依存して、±100kHzで変化し得ます。プロトコルのステップ4で説明したようにそのため、デバイスの組立後、F resが経験的に、関連する流量とピエゾ駆動電圧で検証されなければならない。 図3は 、200μL/分で取られた代表的な周波数スキャンを示しています<html>メイン、バイパスチャネル内の水、および20 V ppのでピエゾに供給されます。ピエゾマイクロ流体デバイスとの間の結合が良好である場合には、粒子が予測される焦点位置（ 図3A）に蛍光強度および移行における明確なピークが得られ、共振周波数でしっかりと焦点を当てます。貧しいカップリングがある場合にはこれとは対照的に、粒子が十分に焦点を当てず、周波数スキャンの結果を図3（b）のようになります。このようなデバイスでは、圧電変換器は、可逆接着剤が使用されている場合、再マウントする必要があるかもしれません。それ以外の場合、このデバイスは不向き高品質フォーカシングや速い流れで必要なアプリケーションのために重要です。 図3のデータは、その後の実験のために動作周波数の選択、及び電圧を知らせると、効率的な粒子の分離のために利用可能な速度範囲を流します。 ファイル/ ftp_upload / 53051 / 53051fig5.jpg &quot;/&gt; 図5自動試料処理サンプルコイルにロードされた試料の（A）の回路図。 （B）の成功分離実験の代表的なフロープロファイル。 （C）SPO出口は約220秒で詰まった時に実行分離からプロファイルを流れ。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53051/53051fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 効果的な分離器であるチップを識別した後、それらは 、図4に示されたシステムに組み込まれている。全システム掃引容積は、主流路に沿って0.01 &quot;の内径を有するチューブを使用することによって最小化される（青線）。 図5Aは、メイクアップを示していますシステムを介して注入された典型的なサンプルプラグの。 「リーディングバッファー」（〜35μl）を少量のpreceする必要がありますデ・サンプルは、分離チップを通って移動している間フローの変動を排除するためのフローのサンプルでは。 図5（b）は、成功した自動化された音響分離実験に起因するフローデータを示しています。成功した実行の主な機能は次のとおりですLPOとSPOの両方における流量（1）一過性の上昇を圧力が構築し、流体がシステムを通って流れ始めると、（2）気泡の通過を示す鋭いスパイク（インセットが原因二つの出口から不均等な流れにLPO前SPOに到達する必要があり、単一の気泡）の拡大プロファイルを示し、システムを介してサンプルを移動するような2つの気泡間の両方のアウトレットから（3）安定した流れ、 （4）全試料体積後の両方の出口での流量が徐々に減少がシステムに供給されます。問題の実行は、SPOは、約220秒後に詰まるとなったことが表示され、図5（c）に類似の流れプロファイルからすぐに明らかにされています。 THIで<html> Sの場合、ステップ5.3で説明したのと同様のクリーニング手順は、チャンネルを邪魔を除くために実行する必要があります。 <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/53051/53051fig6.jpg" /> 図6.デバイスの調整可能性：粒子サイズと電圧の影響 。 LPOで抽出されたポリスチレン微小球の割合は、圧電セラミックに供給される粒子サイズと電圧に依存します。各行には、装置を通る4総流量は1.62と1.64 MHzの間に印加された駆動周波数で、200μL/ minであるステップで説明したように決定し、共振周波数で異なる動作電圧に対応しています。エラーバーは、少なくとも3つの別々の実験の標準偏差を表します。 / 2014 / AN / c4an00034j http://pubs.rsc.org / EN /コンテンツ/ ArticleLandingから化学の王立協会の許可を得て再現し、修正されました。ターゲット= &quot;_空白&quot;&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 図6に示すように、種々のポリスチレン粒子のサイズと効率的な分離のために必要な動作パラメータを実証するピエゾ駆動電圧を用いて分離した結果をまとめました。予想されるように、一般に、より高い電圧（ すなわち 、より大きな音響力）は、より小さな粒子を抽出するために必要とされます。駆動電圧は、無期限に起因する大きな熱放散と音響流の増加効果には、しかし、増加させることはできない。13プロットは特定の駆動電圧（例えば、で有意に異なる回復を示す粒子の分離・粒子サイズのための一般的なガイドとして役立ちます10-および8.8 V PPで2μmの粒子）が十分に分離します。一般に、このようなウイルス（〜100 nm）を細胞（〜10ミクロン）のような大きなサイズの差を有する粒子の集団は、差分の細胞はできる限り、迅速かつ効率的に分離することができ、erentのサイズ（例えば、6-8μmの円盤状赤血球および8-15μmの白血球）。他の細胞型で動作するために必要な具体的な条件は、細胞の形状、密度、圧縮率としてセルサイズに加えて、その音響コントラストに影響を与え、経験的に決定されなければなりません。このため、ステップ4の手順は、新しい細胞又は粒子タイプに使用可能な分離条件を決定するために有用であり、特定のacoustophoresis装置の品質を評価するだけでなく。 <img alt="図7" src="/files/ftp_upload/53051/53051fig7.jpg" /> デング熱ウイルスでスパイク（A）Raji細胞（DENV）と（B）Raji細胞とゴールデンゲートウイルス（GGV）でスパイクボア腎臓細胞からの細胞にウイルススパイクサンプル。分離結果の図7.分離効率 。収集したパーセンテージは、特定のから出てくるウイルスや細胞の割合として定義されていますチップを出た合計金額に比べアウトレット。 （B）内のサンプルのみを、利用可能な少量に一度処理された一方のためのエラーバー（A）は 、3試験の標準偏差です。 1×PBSを全ての実験のためのバイパス流路に水を、サンプル緩衝液と回収流体として使用しました。チップの動作周波数は、16と20 V ppの間の駆動電圧で、1.60と1.64 MHzの範囲であった。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53051/53051fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> ヒトRaji細胞（10 5細胞/ mlで、平均粒径8~10ミクロン25）、デングウイルス（DENV、10でスパイクした：生物学的粒子を分離するため、このプラットフォームの有用性を実証するために、我々は最初に、十分に特徴付けられた生物学的サンプルを処理するために使用されます5 PFU / mlで、直径約50nmの26）。 図7ショーSPOとLPO（チップから収集した各粒子の総量と比較して、各コンセントから収集された各粒子タイプの割合と定義される）の両方に集めRaji細胞とDENVの割合。実験を三連で繰り返し、DENVを逆転写定量的ポリメラーゼ連鎖反応（RT-qPCRの）を用いて定量しながらRaji細胞を、コールターカウンターを用いて定量しました。 次に、システムの性能は、粒子の正確な物理的特性が不明であってもよく、利用可能な試料量が低いいる臨床試料を処理するためのより現実的なシナリオで試験しました。ここでは、最近同定されたゴールデンゲートウイルス（GGV）、ボア・コンストリクター腎細胞に感染ヘビの病原体の分離を評価した。GGVウイルス粒子の27サイズがまだ測定されていないが、GGVはアレナウイルス科ファミリーに属しているので、それをの可能性があります100と150 nmの間で同様のサイズ、28我々はGGVでサンプルを処理したがラジヒト細胞（ウイルスのためではない感染対象）、およびボア腎臓細胞（GGVのための感染症の対象、おおよそのサイズ10に（10 4 PFU / mlに）スパイク10 4細胞/ mlの両方の細胞型と27ミクロン）。これらのサンプルは少量で利用可能であったように、一つだけの実験からの分離結果を図7（b）は、Raji細胞、ボア細胞の割合を示している。この研究で報告され、GGVはSPOとLPOから収集されます。細胞を血球計でカウントすることによってこれらの実験で定量化されたウイルスは、RT-qPCRにより定量しました。

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A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

マイクロ流体精密小容量サンプル処理のためのプラットフォームとアコースティックマイクロデバイスで区切り生物学的粒子サイズのためのその使用

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

a-microfluidic-platform-for-precision-small-volume-sample-processing

Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.6K ビュー.  Lawrence Livermore National Laboratory. This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15–1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

単一粒子のためのマイクロ流体ベースの流体力学的トラップ

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

生物工学

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

あらかじめ設計されたサイズと形状を用いるポリマー繊維およびバイオハイブリッド繊維のマイクロ流体製造

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

Cell Squeezing as a Robust, Microfluidic Intracellular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This technology has shown potential in addressing previously challenging applications; including, delivery to primary immune cells, cell reprogramming, carbon nanotube, and quantum dot delivery. This vector-free microfluidic platform relies on mechanical disruption of the cell membrane to facilitate cytosolic delivery of the target material. Herein, we describe the detailed method of use for these microfluidic devices including, device assembly, cell preparation, and system operation. This delivery approach requires a brief optimization of device type and operating conditions for previously unreported applications. The provided instructions are generalizable to most cell types and delivery materials as this system does not require specialized buffers or chemical modification/conjugation steps. This work also provides recommendations on how to improve device performance and trouble-shoot potential issues related to clogging, low delivery efficiencies, and cell viability.

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This protocol provides detailed steps on how to use the system for a broad range of applications.

堅牢、マイクロ流体細胞内送達プラットフォームとしての細胞絞る

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

ICPMSサンプル導入のためのマイクロ流体チップ

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

Fast Enzymatic Processing of Proteins for MS Detection with a Flow-through Microreactor

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. This step is necessary for the generation of small molecular weight peptides, generally with MW &#60; 3,000-4,000 Da, that fall within the effective scan range of mass spectrometry instrumentation. Conventional protocols involve O/N enzymatic digestion at 37 &#186;C. Recent advances have led to the development of a variety of strategies, typically involving the use of a microreactor with immobilized enzymes or of a range of complementary physical processes that reduce the time necessary for proteolytic digestion to a few minutes (e.g., microwave or high-pressure). In this work, we describe a simple and cost-effective approach that can be implemented in any laboratory for achieving fast enzymatic digestion of a protein. The protein (or protein mixture) is adsorbed on C18-bonded reversed-phase high performance liquid chromatography (HPLC) silica particles preloaded in a capillary column, and trypsin in aqueous buffer is infused over the particles for a short period of time. To enable on-line MS detection, the tryptic peptides are eluted with a solvent system with increased organic content directly in the MS ion source. This approach avoids the use of high-priced immobilized enzyme particles and does not necessitate any aid for completing the process. Protein digestion and complete sample analysis can be accomplished in less than ~3 min and ~30 min, respectively.

A quick protocol for proteolytic digestion with an in-house built flow-through tryptic microreactor coupled to an electrospray ionization (ESI) mass spectrometer is presented. The fabrication of the microreactor, the experimental setup and the data acquisition process are described.

フロースルーマイクロリアクターとMS検出のためのタンパク質の高速酵素処理

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

ハイスループットシングルセルの単離および培養のためのマイクロ流体プラットフォーム

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

粒子の空間追跡のための多重化された電子の検出とマイクロ流体プラットフォーム

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by their natural environment, root hair morphology and function are difficult to study and often excluded from plant research. In recent years, microfluidic platforms have offered a way to visualize root systems at high resolution without disturbing the roots during transfer to an imaging system. The microfluidic platform presented here builds on previous plant-on-a-chip research by incorporating a two-layer device to confine the Arabidopsis thaliana main root to the same optical plane as the root hairs. This design enables the quantification of root hairs on a cellular and organelle level and also prevents z-axis drifting during the addition of experimental treatments. We describe how to store the devices in a contained and hydrated environment, without the need for fluidic pumps, while maintaining a gnotobiotic environment for the seedling. After the optical imaging experiment, the device may be disassembled and used as a substrate for atomic force or scanning electron microscopy while keeping fine root structures intact.

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

This article demonstrates how to culture Arabidopsis thaliana seedlings in a two-layer microfluidic platform that confines the main root and root hairs to a single optical plane. This platform can be used for real-time optical imaging of fine root morphology as well as for high-resolution imaging by other means.

二層流体プラットフォームシロイヌナズナ実生の根毛の形態のイメージング

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by ...

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

カエノラブディティス ・ エレガンスにおける縦断的イメージングのためのマイクロ流体プラットフォーム

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...

An Ultrahigh-throughput Microfluidic Platform for Single-cell Genome Sequencing

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of cellular heterogeneity in biological systems. However, single-cell sequencing of large populations has been hampered by limitations in processing genomes for sequencing. In this paper, we describe a method for single-cell genome sequencing (SiC-seq) which uses droplet microfluidics to isolate, amplify, and barcode the genomes of single cells. Cell encapsulation in microgels allows the compartmentalized purification and tagmentation of DNA, while a microfluidic merger efficiently pairs each genome with a unique single-cell oligonucleotide barcode, allowing &gt;50,000 single cells to be sequenced per run. The sequencing data is demultiplexed by barcode, generating groups of reads originating from single cells. As a high-throughput and low-bias method of single-cell sequencing, SiC-seq will enable a broader range of genomic studies targeted at diverse cell populations.

Single-cell sequencing reveals genotypic heterogeneity in biological systems, but current technologies lack the throughput necessary for the deep profiling of community composition and function. Here, we describe a microfluidic workflow for sequencing &gt;50,000 single-cell genomes from diverse cell populations.

単一細胞のゲノムの配列のための超高スループット マイクロ流体プラットフォーム

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of ...