私たちは、現在の原稿に使用されるセンサーの開発に自分の仕事のために必ずSarissaバイオメディカルを感謝しています。この研究は、国立心肺血液研究所HL 116264（A.カウリー）およびHL 122662（A. StaruschenkoとA.カウリー）、医科大学によって資金を供給プロジェクト、HL108880（A. Staruschenko）を付与することによってサポートされていましたウィスコンシン調査委員会の＃9306830（O. Palygin）と健康ウィスコンシン研究教育プログラム＃9520217を推進、国立腎臓財団の若手研究グラント（O. Palygin）。

実験動物の管理と使用に関するNI​​Hガイドに付着した以下の動物手順。事前承認は、施設内動物管理使用委員会（IACUC）から入手しました。 注：センサーメーカーの説明書のレビューは、実験の設計時およびそれらの使用前に行われるべきです。センサーを使用している場合、これらの命令に従うことで、最適な結果が得られます。 1.センサーのキャリブレーション<ol><li>実験の開始前に、新鮮なストック溶液を準備します。 </li><li> 10mMのNaPi緩衝液、100mMのNaCl、1mMのMgCl 2、2mMのグリセロールを含む緩衝液Aを作成します。 NaOHを用いてpHを7.4に調整します。 2〜8℃で保存してください。 </li><li> -20℃で保存株式ATP濃度（100 mm）を使用して、緩衝液Aの90μlに10μlの株式を追加することにより、新鮮な10 mMのATP校正ソリューションを作成</li><li>トンにその先端（ 図2）を配置することにより、ATPセンサーを再水和2〜8℃で少なくとも10分間、緩衝液Aを含む彼水分補給室。 注：再水和の後、センサは、以上20秒間空気に曝されるべきではないか、センサ感度が低下することがあります。空気に長時間露光が予想される場合は、グリセロールの溶液に簡単にセンサーを浸し。センサは、複数の実験のために使用することができるが、これらは、センサ水分補給と同じ日に行われなければなりません。センサは、最大24時間、緩衝液Aでの再水和チャンバ内に格納することができます。 </li><li>デュアルチャネルポテンショスタット（ 図3）をオンにし、記録システムソフトウェアを起動します。 </li><li>校正室に緩衝液Aプレイス3mlの基準電極との校正室を準備します。その後、マニピュレータに取り付け、キャリブレーションチャンバ溶液に挿入し、再水和室から各センサーを取ります。 注：校正​​室のような標準的なシリコンコーティングされたシャーレを使用します。すべてのキャリブレーションを実施し、ST電流測定の記録（ 図4）の間に信号ノイズを低減するために、高性能ラボ空気テーブルにファラデーケージ内udies。キャリブレーションは、最高の可能な限りのデータ収集の開始に近くで行われています。 インビボ用途のためのキャリブレーションのための最適な時間は、動物の手術後の回復期間の間にあります。 </li><li> ex vivoでのキャリブレーション<ol><li> 10サイクルのための100 mVの/秒の速度で500 mVのに-500 mVのからセンサーを循環させることにより、校正室でのサイクリックボルタンメトリーを実行します。これは非常に、センサの感度を向上させます。 10サイクルから見たトレースについては、図5を参照してください 。 </li><li>最後のサイクルの後に600 mVのにセンサーを分極。センサ電流は、漸近線に減衰します。安定した読み取りが5分の最小後に達成されます。ゼロ読書を記録します。 </li></ol></li><li> インビボセンサ較正で <ol><li> in vivoでの戦争にサイクリックボルタンメトリーを実行しないでくださいRS。代わりに、500 mVで30秒間の較正室にセンサを偏光。その後、0 mVのにポテンショスタットを設定し、センサ電流が漸近線に上昇することができます。センサ電流は漸近線に少なくとも2分かかります。ゼロ読書を記録します。 </li></ol></li><li>連続して所望の検出範囲を網羅する検量線を生成するためにチャンバー内にATP溶液のセット量を追加します。 ATP溶液は、ATPがチャンバ全体に均等に拡散するにつれて減衰が続く、最初にセンサ信号に鋭いピークを生成します。記録信号の値は、信号レベル一旦各ATPを添加した後、図6A及び図7のトレースを安定化し、それぞれ、 インビボ研究の両方エキソビボおよび内 ATP濃度を示唆しています。 注：これは、分析物の捕捉剤を使用することにより、電極の選択性を確認することが重要です。現在のプロトコルは&lt;HのためのATPセンサーとカタラーゼの特異性をテストするためにアピラーゼを使用しましたサブ&gt; 2 O 2信号（ 図6B）。薬物を投与する場合は、センサーとの反応性の測定は、試験の前に決定されるべきです。 </li><li> ATPセンサー（ゼロレベル（ 図7）に削減する必要があり、ATPのアプリケーションによって生成される電流の特異性をテストするために2 mg / mlの（89 UN / mg）をストックからアピラーゼの3μLを追加します。 </li><li>ヌルセンサー（H 2 O 2のアプリケーションによって生成される電流がゼロの読み取りに減らす必要があります）の特異性をテストするために2mg / mlの（100 UN / mg）をストックからカタラーゼの3μLを追加します。 </li></ol>センサーの研究2.動物の手術<ol><li> ex vivoでの手術<ol><li>イソフルラン（5％誘導、1.5〜2.5％のメンテナンス）/医療グレードのO 2または他の承認された方法で実験動物を麻酔。15 &#39;12動物は、継続的に、麻酔の適切なレベルを確保するために監視されなければなりません。セントできる呼吸数及びつま先ピンチ反応は、適切な麻酔を確認するために使用されます。 注：承認済みIACUCプロトコルに従って動物を安楽死させます。すべての非生存手続きの完了時に動物12の人道的な終焉を確実にするために開胸誘導気胸により深く麻酔をかけた動物を安楽死させます。 </li><li>仰臥位で温度制御手術台の上にラットを置きます。適切な麻酔深度を維持しながら、左腎臓に沿って約5cmの正中切開を行い、遠位腹部大動脈を露出させます。 </li><li>腹腔と上腸間膜動脈、およびこれらの動脈上の腹部大動脈の周りの合字をラップするが連結しないでください。腎動脈下の腹部大動脈約2合字を包みます。 </li><li>合字以上の腹部大動脈をクランプします。下の合字を接続します。ポリエチレン管（PE50）と腹部大動脈をカテーテルを挿入。二大動脈結紮でカテーテルを固定します。 </li><li>クランプを外し、腸間膜や腹腔動脈を結紮。腎臓が完全にブランチングされるまで2〜3分間室温でハンクス平衡塩溶液で6 ml /分で腎臓を灌流。 </li><li>大動脈の一部を接続腎臓およびカテーテルを、切り出します。浴溶液を充填した3ミリリットルのペトリ皿に腎臓を置きます。 注：実験プロトコルは、室温で行うことができます。 145のNaCl、4.5のKCl、2のMgCl 2、1のCaCl 2、10 HEPES、NaOHでpH調整7.35：浴溶液はmm含まれています。 </li></ol></li><li> in vivoでの手術<ol><li>承認されたIACUCプロトコルを用いてラットを麻酔。 in vivoでの分析のためにケタミン（20 mgの/ kgのIM）とinactin（50ミリグラム/ kg、腹腔内）でラットを麻酔。動物は、継続的に、麻酔の適切なレベルを確保するために監視されなければなりません。安定した呼吸数及びつま先ピンチ反応は、適切な麻酔を確認するために使用されます。 </li><li>適切な麻酔深度が得られた後edは、エアテーブルの上に配置された温度制御された接地面上に仰臥位にラットを配置します。表面は、予熱し36℃に維持されるべきです。 </li><li>適切な麻酔深度を維持しながら、正中切開腎臓に沿って約5cmを作ります。 </li><li>腎臓全体が表示されるように、皮膚や皮下組織を偏向し、固定するために縫合糸を使用してください。あらゆる動きアーチファクトを最小限にするために腎臓カップに腎臓を置きます。 </li><li>血液量を維持するために、頚静脈を介して1ミリリットル/ 100グラム/時で0.9％のNaCl：2％BSAのIV注入を使用します。尿採取のための両方の尿管にカニューレを挿入。上腸間膜や腹腔動脈と腎灌流圧（ 図10A）を操作するための遠位大動脈の周りに置きネクタイ。 </li><li>薬剤の適用は、in vivo実験中に必要とされる場合、間質カテーテルの挿入は、（ 図10Bに推奨されます</strong&gt;）。 </li></ol></li></ol> 3.データ集録のセットアップ<ol><li>データ収集プログラムを開き、両方のex vivoおよび陽極ポジティブにin vivo実験のためにその極性を設定します。 ASCIIコードなどのデータを保存するためのプログラムを設定します。 </li><li>腎臓へのセンサーの迅速な挿入のためのマイクロマニピュレーターを置きます。 注：別の方法として、センサーの所望の配置を達成するためにマイクロマニピュレータに取り付けられたダミープローブを使用しています。 </li><li> エクスビボデータ収集<ol><li> 650μL/ minの一定速度でカニューレを挿入し、大動脈を介して（2.1.6）から浴溶液で腎臓を灌流。手術用ハサミを使用して、慎重にセンサ挿入するために必要な腎臓カプセルを、削除してください。 </li><li>ゴムバンド腎臓の上に縛り付けとピンとシリコーンコートディッシュに付着して腎臓を固定します。 </li><li>に沈め、その先端とペトリ皿の中で腎臓に近い基準電極を配置緩衝溶液。 </li></ol></li><li> インビボでのデータ取得で <ol><li>腎臓カップに腎臓を置きます。動物の歪みや年齢に応じて緩やかに腎臓を保持しているカップのサイズを使用します。8に示す腎臓カップの2つのサイズを図 。同様のカップは、微小穿刺等16と腎臓機能の分析に焦点を当てた異なる生理学的なアプローチのために使用されます。 注意：腎臓カップの位置は、動物の呼吸によって生成された機械的ノイズを除去することが重要ですが、妨害または腎臓灌流または尿の流れを遮断しないようにしてください。 </li><li>データ収集を行う前に、回復時間の45分を許可します。 </li><li> 26-30G針を使用して、腎臓におけるセンサーの所望の位置と深さでパンク穴を作ります。滲出血液を除去するために表面の穴を吸い取ります。腎臓の表面にグリセロール溶液を加えます。これは、実験中に乾燥から腎臓表面を防ぐことができます。 </li&gt; <li>再水和室から第一のセンサを取り外し、マイクロマニピュレータに取り付けます。すぐに、20秒以内に、腎臓における新規に作成した穴に電極を挿入します。繰り返しヌルセンサーの3.5から3.9を繰り返します。 </li><li>センサからから約1cm、腎臓に参照電極を挿入します。 </li></ol></li><li>ポテンショスタットをオンにして、コンピューター上の記録プログラムを活性化させる。 図9は、ex vivoで腎臓データ収集の最終セットアップを示します。 図10は、挿入されたカテーテルを用いたインビボ腎臓データ収集の最終セットアップを示します。 </li></ol> 4.データ解析<ol><li>起源または他の同様のソフトウェアへのASCIIデータファイルをインポートします。 </li><li>集中現在の関係<ol><li>現在まで直線濃度（x軸 ）を構築するために、ATPまたはH 2（Y -軸）の関係を線形フィット/外挿機能を使用</suB&gt; O 2の較正点（ 図6および図7）。 線形適合ライン：Y = MX + B </li></ol></li><li>濃度への電流を同一視</li><li>細胞内ATPによって生成される実際の電流を得るためにATPセンサのものからヌルセンサの測定されたトレースを引きます。 </li><li> 4.2.1で詳述した較正式を用いてnmの電流測定により得られたpAの中のATP値に変換します。 「X」の値にそれぞれ調整電流をインポートするとy（分析物の濃度）を解くことにより、ATPセンサの減算データトレースの濃度を決定します。 </li><li>必要に応じて同様に、その検量線からH 2 O 2濃度を算出。 </li></ol>

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この原稿のビデオ録画のためのセンサは、必ずSarissaバイオメディカル・リミテッド（コベントリー、UK）により提供されました。

現在のプロトコルは、ATPの強化時間・空間分解能を提供するために開発したex vivoでの灌流、単離され、in vivoでの血液灌流腎臓用のH 2 O 2シグナリングが。プロトコルと、ここで使用されるセンサとの違いは、薬理学的薬剤または生理学的研究のいずれかに最適なデータ収集を提供します。プロトコルは、1）センサ較正、2）外科的処置、3）データ収集の設定、及...

（も、本原稿内のセンサとして参照）酵素微小電極のバイオセンサーは、生細胞や組織におけるダイナミックなシグナル伝達プロセスを研究するための貴重なツールとなっています。センサーは、生物学的に関連する濃度で、細胞シグナル伝達分子の時間的および空間分解能が向上してい。サンプリングと長期間にわたって間隔で採取した細胞外体液を分析する代わりに、これらのセンサは、高速、その酵素は、それによってリアルタイム測定1,2を製造 、分析物に反応するように反応します。高速プリンまたは過酸化水素のようなオートクリンおよびパラクリン因子の間質濃度の検出、及びそれらの放出の動力学は、正常および病的状態3における薬剤の効果のプロファイルを確立するために使用することができます。現在、センサを使用するアプリケーションの大部分は、脳組織切片および細胞培養物4-10にされています。この原稿を目的に詳細なプロトコル正確全体腎臓中の分析物のリアルタイムの濃度を測定する手段を確立します。 以下のプロトコルは、腎臓で間質ATP及びH 2 O 2シグナル伝達を研究するために開発されました。腎臓のネイティブ環境では、細胞外ATPは急速にその誘導体（ADP、AMPおよびアデノシン）に内因性ectonucleotidasesによって異化されます。ここで使用されるセンサは、他のプリンまたはATPの分解生成物11の上に、ATPに高度に選択的です。それはATP放出とそのシグナル伝達機能の定数と動的濃度の正確なモニタリングを可能にするので、これは大きな利点を提供しています。間質ATP濃度は、二つの微小電極、ATPセンサ及びヌルセンサーの組み合わせを使用して測定されます。カタラーゼのアプリケーションとの組み合わせでヌルのセンサは、間質H 2 O 2濃度12を検出することができます 。次のプロトコルは、戦争の二つの異なるデザインを使用しますエキソビボまたはインビボのいずれかのアプリケーションでのための最適な特性を持つRS。 両方の設計は、センサ酵素層中に含まれるグリセロールキナーゼとグリセロール-3-リン酸オキシダーゼの逐次触媒反応に基づいており、ATPの存在によって駆動されます。 ex vivoでの研究で使用されるセンサのセットでは、H 2 O 2、最終酵素反応生成物は、白金/イリジウム白金（Pt-IR）は、ワイヤ電極上の酸化によって検出されます。 in vivoでの研究のためのセンサーではなく、血液灌流組織のために設計されたメディエータコーティングされた金電極上に2 O 2還元 Hに基づいています。 図1に示す本原稿に記載され両方のプロトコルのスキームです。それが結合酵素を欠いている以外ヌルセンサーは、対応するATPセンサーと同じです。したがって、カタラーゼ酵素とH 2 O 2の検出に加えて、ヌルセンサMEAsures非特異的な干渉を。 ATP濃度は、ATPセンサ信号からの非特異的な干渉および背景H 2 O 2を検出したヌルを減算することによって計算されます。対応するヌルと対になったときに、いくつかのセンサは、アデノシン、ionosine、ヒポキサンチン、アセチルコリン、コリン、グルタミン酸、グルコース、乳酸、ex vivoでのアプリケーションまたはアデノシン、ionosine、およびin vivoのためのヒポキサンチンのためのD-セリンを含む他の検体を検出するために、市販されていますセンサー。 正確に検体を検出するためのセンサの能力は、適切な前後のキャリブレーション13に依存します。これは、分析は、生物学的組織での使用時に発生するセンサ感度のドリフトを占めていることを保証します。センサは、センサの酵素反応における試薬として使用されるグリセロールのデポを保持しています。センサはグリセロールを含む浴溶液中で使用されていない場合、それは時間をかけて洗います。短いRecording回次に、センサドリフトを最小化するために必要です。さらに、内因性プロテアーゼとタンパク質断片によって汚れセンサーが大きく、センサ14の感度を減少させることができます。 現在の原稿は 、ex vivo およびインビボ腎臓製剤中の酵素微小電極のバイオセンサーの使用を確立します。リアルタイムの分析物の定量化は、腎疾患や薬剤のメカニズムに新たな洞察を明らかにすることができる細胞内シグナル伝達の前例のない詳細を提供します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sensor Kit</td>
			<td>Sarissa Biomedical</td>
			<td>SBK-ATP-05-125</td>
			<td>The kit includes storage bottle, rehydration chamber, electrode leads, and reference electrodes.&#160; Also included with the kit is the user&#39;s choice of sensors.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sarissaprobe ATP Biosensor 125 &#956;m</td>
			<td>Sarissa Biomedical</td>
			<td>SBS-ATP-05-125</td>
			<td>store at 2-8 C before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sarissagold ATP Biosensor 50 &#956;m</td>
			<td>Sarissa Biomedical</td>
			<td>SGS-ATP-10-50</td>
			<td>store at 2-8 C before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sarissaprobe null sensor 125&#956;m</td>
			<td>Sarissa Biomedical</td>
			<td>SBS-NUL-20-125</td>
			<td>store at 2-8 C before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sarissagold null sensor 50 &#956;m</td>
			<td>Sarissa Biomedical</td>
			<td>SGS-NUL-10-50</td>
			<td>store at 2-8 C before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sarissaprobe ATP Manual</td>
			<td>Sarissa Biomedical</td>
			<td></td>
			<td><a href="http://www.sarissa-biomedical.com/media/31563/instructions-atp.pdf">http://www.sarissa-biomedical.com/media/31563/instructions-atp.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Faraday cage&#160;</td>
			<td>TMC</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual channel potentiostat</td>
			<td>Digi-Ivy</td>
			<td>DY2021</td>
			<td>Type II Faraday cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition program</td>
			<td>Digi-Ivy</td>
			<td>DY2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion pump</td>
			<td>Razel Scientific Instruments</td>
			<td>Model R99E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber optic illuminator</td>
			<td>Schott</td>
			<td>ACE 1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MM-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator magnetic stand</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>GJ-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>air table</td>
			<td>TMC</td>
			<td>63-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane ventilator</td>
			<td>LEI Medical</td>
			<td>M2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 ml petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S3358OA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td></td>
			<td>26-30 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pins</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Standard dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>catheter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Polyethylene tubing (PE50)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>catheter tissue glue</td>
			<td>Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suture</td>
			<td>Look</td>
			<td>SP117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rubber bands</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any 2-4 mm wide rubber bands</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone</td>
			<td>Momentive</td>
			<td>RTV-615 Clear 1#</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>clamp</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18052-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>standard dissection kit</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kit should include scalpel and dissection sissors&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kidney Cup</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Of own design</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>standard chemicals</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATP</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A6559-25UMO</td>
			<td>100 mM ATP solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hydrogen peroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>216763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G9012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apyrase</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A7646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catalase</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>Clipper</td>
			<td>10250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inactin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>Clipper</td>
			<td>2010012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hanks Balanced Salt Solution&#160;</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14025092</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of enzymatic biosensors to quantify endogenous atp or h2o2 in the kidney

酵素微小バイオセンサーは広くリアルタイムで細胞外シグナルを測定するために使用されてきました。それらの用途のほとんどは、脳切片および神経細胞培養物に限られていました。最近、この技術は、全体の臓器に適用されています。センサ設計の進歩は、血液灌流生体腎臓内での細胞のシグナル伝達の測定を可能にしました。現在のプロトコルは、ラット腎臓の間質におけるATP と H 2 O 2のシグナル伝達を測定するために必要な手順を示します。二つの別々のセンサ設計は、 エキソビボおよびインビボのプロトコールにおいて使用されます 。センサーの両方のタイプは、高速応答、高感度かつ選択的なバイオセンサーを与えるために選択透過性層の上に薄い酵素生物層で被覆されています。選択透過性膜は、生体組織内の干渉から信号を保護し、酵素層は、グリセロールキナーゼとグリセロール-3- PHOSの連続触媒反応を利用しATPの存在下で酸塩オキシダーゼはH 2 O 2を生成します。 ex vivoでの研究のために使用されるセンサのセットは、さらに、白金/イリジウム白金（Pt-IR）は、ワイヤ電極の上にH 2 O 2の酸化による分析物を検出しました。 in vivoでの研究のためのセンサーではなく、血液灌流組織のために設計されたメディエータコーティングされた金電極上のH 2 O 2の還元に基づいています。最終濃度の変化は、分析物の既知濃度のキャリブレーションに続いて、リアルタイムの電流測定により検出されます。また、電流測定信号の特異性は、それに対応し、H 2 O 2及びATPを分解し、そのようなカタラーゼやアピラーゼなどの酵素を添加することによって確認することができます。これらのセンサは、各実験の前と後の正確なキャリブレーションに大きく依存しています。次の2つのプロトコルは、ATPとH 2のリアルタイム検出の研究を確立します腎組織中のO 2は 、さらに他の生物学的製剤または全臓器での使用のために記載した方法を拡張するために改変することができます。

酵素微小電極のバイオセンサーの設計は、いずれかのエキソビボまたはインビボ研究の一般的実験計画を図1【選択を使用するセンサや外科的処置に示されている。全体の腎臓中の分析物のリアルタイム検出を可能にするかどうか調査によって異なりますエクスビボまたはインビボです 。 再現性のある結果、正確な前?...

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Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

Enzymatic microelectrode biosensors enable real-time measurements of extracellular cell signaling in biologically-relevant concentrations. The following protocols extend the applications of biosensors to the ex vivo and in vivo detection of ATP and H2O2 in the kidney.

酵素バイオセンサの使用は、内因性ATPまたはHを定量します<sub&gt; 2</sub&gt; O<sub&gt; 2</sub&gt;腎臓で

Enzymatic microelectrode biosensors have been widely used to measure extracellular signaling in real-time. Most of their use has been limited to brain ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

11.8K ビュー.  Medical College of Wisconsin. Enzymatic microelectrode biosensors enable real-time measurements of extracellular cell signaling in biologically-relevant concentrations. The following protocols extend the applications of biosensors to the ex vivo and in vivo detection of ATP and H2O2 in the kidney. 

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The use of SC1 (Pluripotin) to Support mESC Self-renewal in the Absence of LIF

Mouse embryonic stem (ES) cells are conventionally cultured with Leukemia Inhibitory Factor (LIF) to maintain self-renewal.1 However, LIF is expensive and activation of the LIF/JAK/STAT3 pathway is not absolutely required to maintain the self-renewal state.2 The SC1 small molecule may be an economical alternative to LIF. SC1 functions through dual inhibition of Ras-GAP and ERK1.3 Illustration of its mechanism of action makes it a useful tool to study the fundamental molecular mechanism of self-renewal. Here we demonstrate the procedure for culturing mouse ES cells in the presence of SC1 and show that they are able to maintain self-renewal in the absence of LIF. Cells cultured with SC1 showed similar morphology compared to cells maintained with LIF. Both exhibited typical mouse ES morphology after five passages. Expression of typical pluripotency markers (Oct4, Sox2, Nanog, and SSEA1) was observed after five passages in the presence of SC1. Furthermore, SC1 caused no overt toxicity on mouse ES cells.

The use of SC1 Pluripotin to Support mESC Self-renewal in the Absence of LIF

SC1 functions through dual inhibition of Ras- GAP and ERK1. We tested the function of SC1 in supporting mouse ES cell self-renewal in the absence of LIF and showed that SC1 is able to maintain self-renewal of mouse ES cell cultures.

LIFの不在下で自己再生MESCをサポートするためのSC1（Pluripotin）の使用

Mouse embryonic stem (ES) cells are conventionally cultured with Leukemia Inhibitory Factor (LIF) to maintain self-renewal.1 However, LIF is expensive and ...

生物学

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

アダルトゼブラフィッシュ腎臓の解剖

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

FRET Microscopy for Real-time Monitoring of Signaling Events in Live Cells Using Unimolecular Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring of biochemical and signaling events in live cells and tissues. Compared to classical biochemical methods, this novel technology is characterized by high temporal and spatial resolution. FRET experiments use various genetically-encoded biosensors which can be expressed and imaged over time in situ or in vivo1-2. Typical biosensors can either report protein-protein interactions by measuring FRET between a fluorophore-tagged pair of proteins or conformational changes in a single protein which harbors donor and acceptor fluorophores interconnected with a binding moiety for a molecule of interest3-4. Bimolecular biosensors for protein-protein interactions include, for example, constructs designed to monitor G-protein activation in cells5, while the unimolecular sensors measuring conformational changes are widely used to image second messengers such as calcium6, cAMP7-8, inositol phosphates9 and cGMP10-11. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from single commercially available components and how to control the whole setup using the Micro-Manager freeware. This simple but powerful instrument is designed for routine or more sophisticated FRET measurements in live cells. Acquired images are processed using self-written plug-ins to visualize changes in FRET ratio in real-time during any experiments before being stored in a graphics format compatible with the build-in ImageJ freeware used for subsequent data analysis. This low-cost system is characterized by high flexibility and can be successfully used to monitor various biochemical events and signaling molecules by a plethora of available FRET biosensors in live cells and tissues. As an example, we demonstrate how to use this imaging system to perform real-time monitoring of cAMP in live 293A cells upon stimulation with a &beta;-adrenergic receptor agonist and blocker.

F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy is a powerful technique for real-time monitoring of signaling events in live cells using various biosensors as reporters. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from commercially available components and how to use it for FRET experiments.

単分子バイオセンサーを用いた生細胞中のシグナル伝達事象をリアルタイムで監視するための顕微鏡のFRET

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy  continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring  of biochemical ...

The Use of Chemostats in Microbial Systems Biology

Cells regulate their rate of growth in response to signals from the external world. As the cell grows, diverse cellular processes must be coordinated including macromolecular synthesis, metabolism and ultimately, commitment to the cell division cycle. The chemostat, a method of experimentally controlling cell growth rate, provides a powerful means of systematically studying how growth rate impacts cellular processes - including gene expression and metabolism - and the regulatory networks that control the rate of cell growth. When maintained for hundreds of generations chemostats can be used to study adaptive evolution of microbes in environmental conditions that limit cell growth. We describe the principle of chemostat cultures, demonstrate their operation and provide examples of their various applications. Following a period of disuse after their introduction in the middle of the twentieth century, the convergence of genome-scale methodologies with a renewed interest in the regulation of cell growth and the molecular basis of adaptive evolution is stimulating a renaissance in the use of chemostats in biological research.

Cell growth rate is a regulated process and a primary determinant of cell physiology. Continuous culturing using chemostats enables extrinsic control of cell growth rate by nutrient limitation facilitating the study of molecular networks that control cell growth and how those networks evolve to optimize cell growth.

微生物システム生物学のケモスタットの使用

Cells regulate their rate of growth in response to signals from the external world. As the cell grows, diverse cellular processes must be coordinated ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

ゼブラフィッシュにおける腎毒素マイクロインジェクションは急性腎障害をモデルに

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

Measuring Lactase Enzymatic Activity in the Teaching Lab

Understanding how enzymes work, and relating this to real life examples, is critical to a wide range of undergraduate degrees in the biological and biomedical sciences. This easy to follow protocol was developed for first year undergraduate pharmacy students and provides an entry-level introduction to enzyme reactions and analytical procedures for enzyme analysis. The enzyme of choice is lactase, as this represents an example of a commercially available enzyme relevant to human disease/pharmaceutical practice. Lactase is extracted from dietary supplement tablets, and assessed using a colorimetric assay based upon hydrolysis of an artificial substrate for lactase (ortho-nitrophenol-beta-D-galactopyranoside, ONPG). Release of ortho-nitrophenol following the hydrolytic cleavage of ONPG by lactase is measured by a change in absorbance at 420 nm, and the effect of the temperature on the enzymatic reaction is evaluated by carrying out the reaction on ice, at room temperature and at 37 &#176;C. More advanced analysis can be implemented using this protocol by assessing the enzyme activity under different conditions and using different reagents.

The enzymatic activity of lactase is essential for the catabolic processing of the disaccharide lactose. Here, the activity of lactase found in dietary supplements is assayed using a colorimetric assay. This provides students with an experimental platform for understanding the activity of lactase and enzyme kinetics.

教育実習でラクターゼ酵素活性の測定

Understanding how enzymes work, and relating this to real life examples, is critical to a wide range of undergraduate degrees in the biological and ...

The Mouse Isolated Perfused Kidney Technique

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a prerequisite for studying the physiology of the isolated organ and for many innovative applications that may be possible in the future, including perfusion decellularization for kidney bioengineering or the administration of anti-rejection or genome-editing drugs in high doses to prime the kidney for transplantation. During the time of the perfusion, the kidney can be manipulated, renal function can be assessed, and various pharmaceuticals administered. After the procedure, the kidney can be transplanted or processed for molecular biology, biochemical analysis, or microscopy.
This paper describes the perfusate and the surgical technique needed for the ex vivo perfusion of mouse kidneys. Details of the perfusion apparatus are given and data are presented showing the viability of the kidney&#39;s preparation: renal blood flow, vascular resistance, and urine data as functional, transmission electron micrographs of different nephron segments as morphological readouts, and western blots of transport proteins of different nephron segments as molecular readout.

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. The buffers and surgical technique are described in detail.

マウス単離された灌流腎臓テクニック

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a ...

Visualizing and Tracking Endogenous mRNAs in Live Drosophila melanogaster Egg Chambers

Fluorescence-based imaging techniques, in combination with developments in light microscopy, have revolutionized how cell biologists conduct live cell imaging studies. Methods for detecting RNAs have expanded greatly since seminal studies linked site-specific mRNA localization to gene expression regulation. Dynamic mRNA processes can now be visualized via approaches that detect mRNAs, coupled with microscopy set-ups that are fast enough to capture the dynamic range of molecular behavior. The molecular beacon technology is a hybridization-based approach capable of direct detection of endogenous transcripts in living cells. Molecular beacons are hairpin-shaped, internally quenched, single-nucleotide discriminating nucleic acid probes, which fluoresce only upon hybridization to a unique target sequence. When coupled with advanced fluorescence microscopy and high-resolution imaging, they enable one to perform spatial and temporal tracking of intracellular movement of mRNAs. Although this technology is the only method capable of detecting endogenous transcripts, cell biologists have not yet fully embraced this technology due to difficulties in designing such probes for live cell imaging. A new software application, PinMol, allows for enhanced and rapid design of probes best suited to efficiently hybridize to mRNA target regions within a living cell. In addition, high-resolution, real-time image acquisition and current, open source image analysis software allow for a refined data output, leading to a finer evaluation of the complexity underlying the dynamic processes involved in the mRNA&#39;s life cycle.
Here we present a comprehensive protocol for designing and delivering molecular beacons into Drosophila melanogaster egg chambers. Direct and highly specific detection and visualization of endogenous maternal mRNAs is performed via spinning disc confocal microscopy. Imaging data is processed and analyzed using object detection and tracking in Icy software to obtain details about the dynamic movement of mRNAs, which are transported and localized to specialized regions within the oocyte.

Visualizing and Tracking Endogenous mRNAs in Live Drosophila melanogaster Egg Chambers

Here, we present a protocol for the visualization, detection, analysis and tracking of endogenous mRNA trafficking in live Drosophila melanogaster egg chamber using molecular beacons, spinning disc confocal microscopy, and open-source analysis software.

ライブショウジョウバエメラノガスター卵室における内因性mRNAの可視化と追跡

Fluorescence-based imaging techniques, in combination with developments in light microscopy, have revolutionized how cell biologists conduct live cell ...

Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ

Ca2+ imaging of isolated cells or specific types of cells within intact tissues often reveals complex patterns of Ca2+ signaling. This activity requires careful and in-depth analyses and quantification to capture as much information about the underlying events as possible. Spatial, temporal and intensity parameters intrinsic to Ca2+ signals such as frequency, duration, propagation, velocity and amplitude may provide some biological information required for intracellular signalling. High-resolution Ca2+ imaging typically results in the acquisition of large data files that are time consuming to process in terms of translating the imaging information into quantifiable data, and this process can be susceptible to human error and bias. Analysis of Ca2+ signals from cells in situ typically relies on simple intensity measurements from arbitrarily selected regions of interest (ROI) within a field of view (FOV). This approach ignores much of the important signaling information contained in the FOV. Thus, in order to maximize recovery of information from such high-resolution recordings obtained with Ca2+dyes or optogenetic Ca2+ imaging, appropriate spatial and temporal analysis of the Ca2+ signals is required. The protocols outlined in this paper will describe how a high volume of data can be obtained from Ca2+ imaging recordings to facilitate more complete analysis and quantification of Ca2+ signals recorded from cells using a combination of spatiotemporal map (STM)-based analysis and particle-based analysis. The protocols also describe how different patterns of Ca2+ signaling observed in different cell populations in situ can be analyzed appropriately. For illustration, the method will examine Ca2+ signaling in a specialized population of cells in the small intestine, interstitial cells of Cajal (ICC), using GECIs.

Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ

Genetically encoded Ca2+ indicators (GECIs) have radically changed how in situ Ca2+ imaging is performed. To maximize data recovery from such recordings, appropriate analysis of Ca2+ signals is required. The protocols in this paper facilitate the quantification of Ca2+ signals recorded in situ using spatiotemporal mapping and particle-based analysis.

その場で細胞内 Ca2 +シグナル伝達を定量化する時空マッピングと粒子分析技術の応用

Ca2+ imaging of isolated cells or specific types of cells within intact tissues often reveals complex patterns of Ca2+ signaling. This activity requires ...

The Use of the Patch-Clamp Technique to Study the Thermogenic Capacity of Mitochondria

Mitochondrial thermogenesis (also known as mitochondrial uncoupling) is one of the most promising targets for increasing energy expenditure to combat metabolic syndrome. Thermogenic tissues such as brown and beige fats develop highly specialized mitochondria for heat production. Mitochondria of other tissues, which primarily produce ATP, also convert up to 25% of the total mitochondrial energy production into heat and can, therefore, have a considerable impact on the physiology of the whole body. Mitochondrial thermogenesis is not only essential for maintaining the body temperature, but also prevents diet-induced obesity and reduces the production of reactive oxygen species (ROS) to protect cells from oxidative damage. Since mitochondrial thermogenesis is a key regulator of cellular metabolism, a mechanistic understanding of this fundamental process will help in the development of therapeutic strategies to combat many pathologies associated with mitochondrial dysfunction. Importantly, the precise molecular mechanisms that control acute activation of thermogenesis in mitochondria are poorly defined. This lack of information is largely due to a dearth of methods for the direct measurement of uncoupling proteins. The recent development of patch-clamp methodology applied to mitochondria enabled, for the first time, the direct study of the phenomenon at the origin of mitochondrial thermogenesis, H+ leak through the IMM, and the first biophysical characterization of mitochondrial transporters responsible for it, the uncoupling protein 1 (UCP1), specific of brown and beige fats, and the ADP/ATP transporter (AAC) for all other tissues. This unique approach will provide new insights into the mechanisms that control H+ leak and mitochondrial thermogenesis and how they can be targeted to combat metabolic syndrome. This paper describes the patch-clamp methodology applied to mitochondria to study their thermogenic capacity by directly measuring H+ currents through the IMM.

This method article details the main steps in measuring H+ leak across the inner mitochondrial membrane with the patch-clamp technique, a new approach to study the thermogenic capacity of mitochondria.

ミトコンドリアの熱発生能力を研究するためのパッチクランプ技術の使用

Mitochondrial thermogenesis (also known as mitochondrial uncoupling) is one of the most promising targets for increasing energy expenditure to combat ...