The authors acknowledge continued funding the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC) to MBS.

1.幼虫の収集のためのブドウプレート及び持株ボトルを準備<ol><li>保持ボトルを作るために、空気供給用のフライバイアルプラグをフィットするのに十分な大きさ6オンスフライ培養ボトル、（ 図1D）の一方の側に穴をカット。 </li><li> （寒天、グレープジュースを沸騰させることによってブドウジュース培地（1.8％寒天、45％のグレープジュース、2.5％酢酸、2.5％エタノール）の250ミリリットルを用意し、水の大部分は、70ºCまで冷却、ブドウプレートを作成するには）を冷却しながら、その後、酢酸とエタノールを追加し、水で体積に持ち出すかき混ぜます。 </li><li>グレープジュース媒体の表面は、蓋（ 図1A）のリップ上記ドームするまで35×10ミリメートルペトリ皿の蓋を埋めるために（針なし）注射器を使用してください。 </li><li> 4ºCで多湿や密閉容器に保管してブドウのプレートを使用するまで（最長2週間まで）。 </li></ol>食品プレートの調製<ol><li>標準的なフライ食品のレシピを準備します。 注：トンへ10％ショ糖、1.3％寒天、0.8％酒石酸カリウムナトリウム、0.1％のリン酸一カリウム、0.05％塩化ナトリウム、0.05％塩化カルシウム、0.05％塩化マグネシウム：路長のEST飼育食品の品質の影響は、我々は、低栄養フライ食品を使用しました0.05％硫酸第二鉄、5％酵母及び水0.5％プロピオン酸;そして、高い栄養フライ食品：1.5％スクロース、1.4％寒天、3％グルコース、1.5％のコーンミール、1％の小麦胚芽、1％大豆粉、3％の糖蜜、3.5％酵母、0.5％のプロピオン酸、0.2％Tegosept 1水中の％エタノール。両方の食品についてプロピオン酸、Tegoseptとエタノールを加える前に50°Cの解決策とクールをオートクレーブ。 </li><li> 100×15ミリメートルペトリ皿にフライ食品の40ミリリットルを注ぎます。 </li><li> 4ºCで多湿や密閉容器に保管して食品のプレートを使用するまで（最長2週間まで）。 </li></ol> 3.試験板を準備します<ol><li> 、10と58×25センチ、厚さ​​6mmの黒色プレキシグラス板を準備する1ミリメートルの深円形井戸、直径10センチ、2×5（d）に配置されました幼虫でテストするESIGN（ 図1C）。 注：上記のプレキシグラス板の3以上が利用可能な場合に最大30幼虫は一度にテストすることができます。代替的に、幼虫は、ペトリ皿、直径10cmで試験することができます。このオプションは、はるかに面倒であり、テストされる幼虫の下の数字を可能にします。 </li><li>プレキシグラス試験板に酵母ペーストを拡散するため、黒39×8センチ、厚さ​​6mmのプレキシグラススプレッダーを取得します。 </li><li>事前に底部から蓋を分離することにより幼虫路長を記録するために100×15ミリメートルペトリ皿の蓋を準備します。 </li></ol> 4.親の集団を設定します<ol><li>アッセイ全体を通じて一定の飼育条件を保つ（ 例えば 、25ºC、湿度60％と12：12光：標準フライ食品に暗サイクル）。 </li><li>同じ飼育条件に親の人口を上げます。 </li><li> 150人の女性と50 - - 100集める75人の男性を、最適な産卵のために5±1日のためにそれらを熟成。 </li><li> Fを許可しますemalesと男性は、標準的なフライ食品と6オンスフライ培養瓶中で一晩交尾します。 </li><li>マスキングテープ（ 図1E）との上部に、転送が保持瓶にハエやブドウのプレート（ 図1B産卵を促進するブドウプレート上の新鮮な酵母ペーストを少量。）を確保します。 </li><li>大人はブドウ板に卵を産むことができるように下部にあるブドウプレートで、上下逆さま（ 図1F）に立ってボトルを残します。 </li><li> 24時間後に最初のブドウのプレートを捨て、保持ボトルに新しいブドウプレートを配置します。これは、幼虫が翌日に収集されるから、ブドウのプレートになります。 注意：グレーププレートは、セットアップ彼らは早期に次の日をクリアすることができるようにプレートを設定された後に幼虫22時間でクリアする必要があります（。 例えば 、12 pmにプレートを設置し、10で明確には翌日午前）。女性が源泉徴収し、股関節された可能性がある卵を避けるために、最初のブドウのプレートを破棄することをお勧めしますtは開発が進んでいる可能性があります。 </li></ol> 5.ブドウプレートからL1（第一齢）幼虫を収集<ol><li> 60×15ミリメートルペトリ皿に彼らが設定した22時間後にボトルや場所からブドウのプレートを取り外します。 </li><li>保持ボトルに新鮮な酵母ペーストで新しいブドウのプレートを置きます。 </li><li>クリアと解剖プローブを使用して、シードされたブドウのプレートからすべての幼虫を捨てます。 </li><li>インキュベートは、標準的な条件で4時間、ブドウのプレートをクリア。 </li><li> 4時間後、ブドウプレートから1株あたり100 L1幼虫を選択し、食品のプレート上に配置します。 <ol><li> （食品を穿孔し、幼虫を埋めずに）優しく食品に幼虫を置き、食品プレート全体に幼虫を分散することにより、混雑を避けます。 </li></ol></li><li>試験動物は、放浪の開始前に約10時間になるまで、食品のプレートをインキュベートします。 注： - 孵化後96時間25ºCでは、一般的にさまよう10時間前に72に相当します。 exacインキュベーション時間のトン量は各菌株のための幼虫の初期セットを収集し、放浪の開始までの時間数を記録することによって、実験を開始する前に決定されるべきである（放浪幼虫は、食品の側面と蓋の上に食べ物の外に移動しますプレート）。 注：必要であれば、同じ親は3幼虫収集するために使用することができる - 5.5手順4.7を繰り返すことによって、テストの4日。株は、パスの長さに対する試験順序効果を避けるために日を横切って設定され、テストされる順序を変更します。同じ「コントロール」株をテスト/日の影響を制御するために、試験のそれぞれの日は、株。 </li><li>多くの株を試験している場合は、後で適切な時点で各系統のテストを可能にするために、幼虫の設定および収集時間をずらします。 </li></ol> 6.幼虫パスの長さのテスト<ol><li> 2の比率（重量対容量）：1で水にドライアクティブパン酵母を溶かします。完成した酵母ペーストは、PAより薄くすべきですncakeのバッターは、ペーストのうちスプーンを持ち上げるような方法で、それが滴下し、すぐに溶けたペーストの表面にリボンを残します。 注：酵母ペーストの一貫性が重要であり、実験を通して一定でなければなりません。正確な酵母：水の比は、ブランドと酵母のバッチに応じて調整することが必要になる場合があります。 </li><li>静かにペイントブラシを使用して、食品のプレートからテストされる最初の株の幼虫を選びます。 </li><li>ペトリ皿に幼虫を収集し、静かにすべての食品を除去するために水で洗ってください。 <ol><li>すばやく1で幼虫を洗う - 実験室で2 mlの水と穏やかDAB幼虫の乾燥試験板上に幼虫を配置する際に任意の水を移送避けるために拭いてください。ストレスを避けるために、湿ったが、水に沈めていない幼虫を保ちます。 </li></ol></li><li>側の3つのテストプレート側に配置し、各試験板のための5分のタイマーをセットします。 </li><li>試験板の上部に酵母ペーストを適用し、スプレッダーを使用して、薄層に広げ各試験板上の酵母ペーストのERすべてのウェルは、酵母の均一な層を持つように。 </li><li>静か各プレート上の最初の幼虫を配置した後、5分タイマーを開始し、各ウェルの中央に1幼虫を置きます。注：三プレートは500幼虫の合計まで、30 /歪み/試験日のサンプルサイズを得、一度に行うことができます。 </li><li>各ウェルの上にシャーレのふたを置きます。 </li><li>タイマーが切れると、プレートから幼虫を除去することなく、恒久的なマーカーを用いて、酵母に残さ路長のトレースを開始。幼虫と同じ順序でトレース路長は、試験プレート上に置きました。 <ol><li>幼虫は、プレート上に配置したのと同じ速度でトレースを行います。後でデータ分析で一貫性を保つため、すべてのパスの長さのために同じマーカーを使用します。永久的なマーカーが推奨されます。 </li></ol></li><li>繰り返しは、試験される各株について6.8.1に6.2を繰り返します。 PAに対する飢餓の影響を避けるために、試験の直前に食品から各菌株を選択してください番目の長さ。 </li></ol> 7.食品剥奪<ol><li>幼虫は試験前に奪わ食べ物であるとされている場合は、 例えば （前のステップ6.2〜6.3に記載されているように幼虫を集めるが、絶食時間の所望の量。幼虫が4時間奪わ食品であるとされている場合は、前幼虫4時間を収集試験時間）。 </li><li>二つのグループに洗浄幼虫を分割し、5ミリリットルの標準的な食品とペトリ皿で​​5ミリリットルの1％寒天と対照群と60×15ミリメートルペトリ皿に食べ物を奪わグループを配置。 </li><li> （そうでなければ幼虫は食べ物を検索するときに出てクロールすることができます）ペトリ皿の反転蓋の上に重量を配置します。 </li><li>以前に確立された食品の剥奪期間インキュベートし、ステップ6.9から6.2に記載されているようにテストを続行します。 </li><li>多くの株を試験する場合、絶食は、適切な時点でそれぞれの株の試験を可能にするために開始時刻をずらします。 </li></ol> 8.データ解析注：このセクションでは、他のソフトウェアを使用することができるが、経路長の処理のためのImageJ 7またはフィジー8を使用して、データ分析のための方法が記載されています。 <ol><li> （蓋は、エタノールで洗浄し、さらにパスの長さの記録のために再利用することができる）のホワイトペーパーをペトリ皿の蓋からトレースされたすべてのパスの長さを転送するライトテーブルを使用してください。 </li><li>用紙の1に50ミリメートルストレートな基準線をトレースします。 </li><li> 300dpiの解像度で路長をスキャンし、ビットマップまたはTIFF画像ファイルとして保存します。 </li><li> 「プロセス」タブ&gt;「バイナリ &quot;&gt;&quot;バイナリメイク」を選択し、画像ファイルを開きます。そして、「プロセス」タブで、「バイナリ &quot;&gt;&quot;骸骨にする」を選択します。これは関係なく、トレースの厚さの、1ピクセル幅のラインを生成します。 </li><li>各パスの長さがありませんクロスオーバーを有する連続1行で表示さていることを確認します。 </li><li> 「ストレート李を使用して任意の交差点を分離neのツールワンド」（トレース）ツール」とライン白（パスの連続性を着色をして確認することができます」、パス全体が黄色に強調表示されます（ 図2）。 </li><li> 「Analyseを &quot;タブ&gt; [設定の測定値を選択して、「境界」と「表示ラベル」を選択します。 </li><li> 「Analyseを &quot;タブ&gt;&quot;設定スケール」を選択し、「規模の削除」を選択します。 </li><li> 、「結果の表示」と「クリア結果テーブル」：画像上で、「Analyseを &quot;タブ&gt;&quot; Analyseを粒子」を選択し、「アウトライン表示」を選択し、唯一の基準線を選択します。注：出力が50mmスケールラインに対応する画素の数を表示します。 </li><li> 「Analyseを &quot;タブ&gt;&quot;スケールを設定」と「既知の距離」の「ピクセル単位の距離」の画素数と対応する距離（50ミリメートル）に記入を選択します。 </li><li>最後に、1遺伝子型aのすべてのパスの長さの図面を選択時間taは、「Analyseを &quot;タブ&gt;&quot; Analyseを粒子」を選択し、「表示：アウトライン」を選択し、「結果の表示」と「クリア結果テーブルを」。 <ol><li>エリアを選択し、白いそれを充填することによって選択された領域内の任意の書かれたラベルや明白な余分なマーキングを（彼らが路長として認識されます）を削除します。 </li></ol></li><li>視覚的に周囲が正しく確認した保証するために、「アウトライン」出力ファイルを検査します。出力は、選択中の各パスの長さの描画のためのミリメートルでのパスの長さが表示されます。これは、簡単にスプレッドシートにエクスポートし、任意の統計ソフトウェアを用いて分析することができます。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

ここで概説路長アッセイは、 ショウジョウバエの幼虫の採餌行動の堅牢かつシンプルな手段を提供しています。プロトコルは、Sokolowski 2に記載された一般的な方法論を使用しますが、以来、効率性と実験のコントロールに関してで改善されました。我々の知る限り、この方法は、幼虫の経路長を測定するための唯一の利用可能な方法です。経路長のプロトコル2、3、15、16の元のバージョンは、ブラシで塗布酵母ペーストの薄い層、及びロッドを拡散後ガラスをペトリ皿上に幼虫を試験しました。プロトコル10、17の最近のバージョンは、ここで説明したプレキシグラス板を使用することに移行しました。ペトリ皿やガラススプレッダーを使用することは、非常に長いパスの長さが得られたとローバーとシッターの表現型との違いを悪化させた酵母の非常に薄い層、の利点を提示しました。プレキシグラス板の使用は、全体のより短い経路長をもたらしたが、RO版シッターの差は維持されたと同じように再現可能。プレキシグラス板の使用がはるかに少ない面倒ですが、ペトリ皿法で得られた長い路長は、遺伝子3 のためにローバーシッター差の遺伝子マッピングを容易に、ローバーとシッター表現型のより良好な分離を可能にしました。プレキシグラスのテストの代わりにペトリ皿のプレート、およびパス長のトレースの計算分析の使用は、最初に開発された方法以来のプロトコルに加えられた主な変更点で、非常に一人でテストすることができる幼虫の数を増加していますだけでなく、データの高速分析します。私たちは、それが以下に概説されているそのうちのいくつかのアッセイの結果に影響を与えることができることをいくつかの実験的および環境的要因に関する知識をも改善しています。 まず、このアッセイは、採餌基板（酵母水ペースト）上のパス長の行動の個人差を測定します。重要なDこのアッセイでifferencesは一般幼虫歩行中の欠陥に起因する可能性があります。これは、同時に非栄養寒天プレート上幼虫の歩行動作をアッセイすることによってのために制御することができます。系統差が寒天プレート上で維持されている場合、酵母水基板上に見られる違いは行動の具体的な採餌していないと仮定しても安全です。以前の対立遺伝子のためのローバは、酵母に有意に長い路長を付与しながら、彼らは寒天9上で、同様に長いパスの長さを示すように、ローバーとシッターは、食品の非存在下では異ならないことが示されています。幼虫は、一般食品、寒天プレート上にほとんど、あるいは全く運動を見つけるの不在下で彼らの運動を高めるため、また、歩行中の欠陥の可能性が高いことを示すです。採餌行動を調査する際食品独立運動の欠陥が交絡変数として作用することができるので、寒天制御は、遺伝子スクリーニングで10の偽陽性を減らすことができます。注意することも重要であるLAR場合VAEは、試験前に被害を受けた、彼らは全く動かない可能性があります。不動、死亡または損傷した幼虫は、口のフックの動きを観察することによって、健康な幼虫と区別することができます。任意の口のフックの動きのない不動の幼虫は破棄されるべきです。 第二に、他の行動と同様に、幼虫の経路長は、このアッセイを実行する際に考慮し、制御する必要がある環境要因の影響を受けることができます。パスの長さに影響を与えることが知られている環境要因が飼育温度、湿度、食品の品質、飼育密度、酵母ペーストの厚さ、日の間の偶然の違い、および幼虫の取扱いを含みます。テスト時の幼虫の発育や年齢も経路長11に影響を与えます。 図1に示すように。 4、低品質の食品中の幼虫を上げることは、パスの長さを減少させます。このプロトコルまたはその栄養内容で同等である別の死んだ酵母レシピに記載のフライ料理のレシピの1つの使用が推奨されます。またsuggeです常に100幼虫を食品プレートを播種し、食品に均一にそれらを間隔により、高または低密度飼育環境を避けるために、STED。高い密度で幼虫を飼育することは、食品の利用を制限し、テスト12時の幼虫の間の発達の違いをもたらすことができる幼虫発育を遅延させます。 ショウジョウバエの幼虫は食べ物を打破し、成功13採餌高めるために社会的な採餌グループを形成することができるので、低密度飼育条件は、開発に影響を与えることができます。幼虫の大きさに影響を与える変異を有する幼虫をアッセイする場合には、幼虫の体の周囲または長さの関数として経路長を計算することにより、これらの効果を考慮する必要があるかもしれません。全ての場合において、それらが試験されているときに放浪段階に移行していないこと幼虫を確保することが重要です。幼虫は、試験中にペトリ皿のふたの上まで移動した場合、彼らが徘徊していると実験は破棄され、若いラで繰り返されるべきであると思われますrvae。 それは幼虫のクロール速度に影響を与えるので、言及する価値がある別の要因は、経路長の試験に使用される酵母ペーストのコンシステンシーです。厚い酵母ペーストでテストした幼虫は、より多くの水性酵母ペーストでテストされた幼虫よりも短い路長を持つことになります。また、試験日の間の確率的な違いも、絶対パスの長さのスコアに影響を与えます。株/遺伝子型が日以内にテストされ、日の間、それらをブロックするに順序をランダム化することが不可欠です。最後に、注意がパスの長さの試験前に幼虫を強調しないように注意してください。一般的に取り扱いを介して導入された2つのストレス要因は飢餓と溺死しています。 図1に示すように。図3は 、試験前に幼虫飢えする経路長を減少させ、そして飢餓環境操作として導入することができるが、その不用意な発生は回避されるべきです。強調した幼虫は、このように時間SPの量を制限し、穏やかに、しかしすぐに働くことによって回避されるべきです耳鼻咽喉科、収​​集クリーニング、幼虫を転送します。幼虫の展示負の走光性14ので、強い光はまた、ストレッサーとして作用することができ、アッセイはあっても、拡散照明の下で行われるべきです。パス長を変化させることができる複数の環境要因にもかかわらず、絶対パスの長さのスコアは環境条件の影響を受けやすいが、すべての個体が同等に扱われている場合、系統間の相対的な差が維持されていることに留意することが重要です。 定量化の精度、効率性と堅牢性は、行動を媒介する遺伝的要因と環境要因を理解することを目的とした研究の中心です。 ショウジョウバエの幼虫のパス長のアッセイは、低コスト、高スループット、および実行が容易であることに加えて、これらの利点のすべてを提供しています。このように、このアッセイは、広く行動応答に関連する分子及び遺伝的経路を同定するための遺伝子スクリーニングのために使用することができます。さらに、このアッセイであることができます毒性試験や薬理の画面にpplied、または教室で教えるために適合。

1910年にトーマス・ハント・モーガンの研究室での白の遺伝子の発見以来、ショウジョウバエ、 キイロショウジョウバエ （ キイロショウジョウバエ）は 、様々な生物学的プロセスの分子および生理学的基盤の研究のためのモデルとして使用されてきました。 D.の人気ショウジョウバエは、主に遺伝的ツールのかなりの量と多様に由来する。 ショウジョウバエの小型、ハンドリングと短い世代時間の相対的な容易さはそれを遺伝学研究のための理想的なモデルをレンダリングします。同様に重要なのは、哺乳動物を含む、より複雑な生物によって発現される表現型の多くを実証するためのショウジョウバエの能力です。これは、生物とその環境との間の界面に立つような行動のような複雑な表現型が含まれています。ミバエ上のような、行動の研究では、遺伝子と環境が行動を仲介する方法の我々の理解に大きく貢献してきたように1。 D.の最初の研究の一つショウジョウバエ幼虫の行動は供給しながら幼虫2の路長を測定することにより、幼虫の採餌戦略の個人差を調査しました。経路長さは5分以内に、酵母の単一幼虫が移動した総距離として定義しました。彼らの採餌行動に変えトロントの自然集団から両方の実験室株とハエや経路長の個人差への遺伝的要素がありました。二つの幼虫の採餌モーフは、定量路長分布から説明された、彼らはローバーとシッターと呼ばれていました。シッターより食品基板上にしながら、より広い領域を横断しながらローバーズ長い路長を示します。この経路長のアッセイを用いて、デベルら 3は chromosome- 2（24A3-24C5）上の離散位置にこれらの個々の動作の違いを基になる採餌（ための）遺伝子をマッピングしました。 D.メートル遺伝子のための elanogasterは後で4をクローン化およびcGMP依存性プロテインキナーゼ5、 ショウジョウバエの生理学および行動の変調器および他の生物6であることが明らかになりました。 ここでは、元々 Sokolowski 2で開発された幼虫の経路長アッセイのための現在のプロトコルの概要を説明します。アッセイのいくつかの側面が長年にわたって変更されていますが、デザインのコンセプトはいません。また、 ショウジョウバエの幼虫の採餌行動の個人差に遺伝的要因と環境貢献を評価するためのアッセイの可能性を説明するためのデータを提供します。幼虫の経路長アッセイは、単純、効率的、しかも強固です。一人は、4時間で容易に500幼虫までテストすることができ、その結果は再現性の高いレベルで得ることができます。 元々局在化するために開発され、それは遺伝子スクリーニング、量的形質遺伝子座のマッピングにおいて、および研究に使用することができ遺伝子ごとの環境（GXE）の相互作用の。また、そのシンプルさと再現性は、学部教育のための素晴らしいリソースにします。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="789">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:260px;">6 oz&#160; fly culture bottles&#160;</td>
			<td style="width:121px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:139px;">AS355&#160;</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Fly vial plugs</td>
			<td>Droso-Plugs</td>
			<td>59-201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">35X10mm Petri dishes&#160;</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100X15 mm Petri dishes&#160;</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>875712</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60x15mm Petri dishes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-168&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting probes</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>2325-58-5300&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Yeast</td>
			<td>Lab Scientific</td>
			<td>FLY-8040-20F</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae

キイロショウジョウバエ幼虫のパス長の表現型は、行動変化に遺伝的要因と環境貢献を研究するために使用される確立された尺度です。幼虫のパス長のアッセイは、後に採餌遺伝子に結合し、採餌行動の個人差を測定するために開発されました。幼虫の経路長は、遺伝子スクリーニングのために、最小限のコストで、大規模なサンプルサイズの収集を容易に簡単に得点形質です。ここでは、最初Sokolowskiで使用される幼虫の経路長アッセイのための現在のプロトコルの詳細な説明を提供します。プロトコルは、再現性、試験動物を扱う行動分析を実行し、データを分析する方法について説明します。アッセイは、環境の供給操作前にアッセイを行うことにより、環境変化に応じて行動の可塑性を測定するために用いることができる方法の例も提供されます。最後に、適切な試験デザインだけでなく、変更することができます環境要因このような食品の品質などの幼虫の経路長、発達年齢と一日の効果が議論されています。

<html>ローバーとベビーシッター株および経路長の絶食の効果の経路長の差は、図に示されています。 。ローバーが遠くシッターよりも旅行で、;（ 図3A。F（1,421）= 351.89、P &lt;2.20×10 -16）3データは、テストの3日連続にわたって収集は重要な歪み効果を示しました。食品試験前に4時間を奪われた幼虫を、;歪み効果に加えて、重要な食品の治療効果（ 図3A F（1、421）= 461.62、P &lt;×10 -16 2.20）もありました供給された幼虫よりも有意に低いパス長さを有します。さらに、ANOVAはローバーとシッターが異なる程度に食物欠乏に応答した意味、治療の相互作用（F（1,423）= 9.78、P = 2×10 -3）ことにより、大幅な歪みを示しました。 「FO：キープtogether.withinページ= &quot;1&quot;&gt;また、上記のデータは、試験日の有意な効果を示したが（F（2,420）= 7.22、P = 8×10 -4; 図3（b） - （c））。そこそれにもかかわらず、治療の相互作用（F（2,420）= 8.07によって重要な日があった。その日は、同様ローバーとシッターに影響を与えた意味、その日の相互作用（F（2,846）= 2.32、P = 0.10）によって有意な歪みではなかった、P = 4.00のx 10 -4）、治療の効果は日にわたって変化することを示す。食品の飼育品質も路長（ 図4）に大きな影響を持っていた。両株の幼虫をオン飼育したときに全体のパス長が長かったです低栄養食品と比較して、当社の高栄養食品（F（1、352）= 126.38、P &lt;2.20×10 -16）。ローバーシッターの違いがしかし、まだ幼虫飼育中の食品の品質にもかかわらず維持された（F（1、352） = 94.89、P &lt;2.20×10 -16<html> ）。有意であった日の効果（F（2、351）= 3.77、P = 0.024）が統計モデルに含まれました。また、当日の相互作用による大幅な株（F（1,704）= 7.15、P = 9.00×10 -4）、並びに日の相互作用（F（1,704）= 5.06、pで重要な食品= 7.60×10がありました- 3）。 最後に、相対的なローバシッターの違いは一日、食品の品質と食品の剥奪の効果を横断的に有意であったことに留意することが重要ですが、絶対パスの長さの測定は、日と処置の間で異なっていること。これらの結果は、幼虫の経路長アッセイの堅牢性を強調するだけでなく、条件を飼育するための制御の重要性、テストの日々に興味のあるすべての歪み/処置を実行している、と分析への一日の影響でファクタリングだけではなく。 <html> 1 &quot;SRC =&quot; /ファイル/ ftp_upload / 53980 / 53980fig1.jpg &quot;/&gt; ホールディングボトルとテストプレートの図1.準備。（A）、産卵用のブドウのプレートは、メディアの円滑なドームを形成するために、リムの上に満たされるべきです。新鮮な酵母ペースト（B）の少量の添加は、産卵を促進します。井戸やスプレッダーで縁取られたと（C）プレキシグラステストプレート。 （D）は、空気供給用の穴をカットして培養瓶を飛びます。培養瓶に親の人口を転送した後、ブドウのプレートはマスキングテープ（E）と開口部に嵌合されるべきであり、ボトルは底（F）でブドウプレートを配置する必要があります。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53980/53980fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 。</a> G &quot;/&gt; 回旋パスの長さのトレースの図2.画像解析。幼虫は自らの道を渡ってきた路長を手動で単一の連続した線を生成するために、交差点で区切る必要があります。 （A）は 、トップ路長の交点の赤い矢印がで、3スキャンした路 ​​長の例を示します。 （B）は、交差点を分離するためにImageJの中で編集したときと同じ経路長を表示します。 （C）が原因で交差点へのパス1の周囲の誤評価と交差路長の出力、周囲のImageJを表示します。 （D）は 、切断された交差点や経路長1の周囲の正確な評価と、編集したファイルの出力周囲のImageJを示し<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53980/53980fig2large.jpg" target="_blank">、この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 図3.連邦食品はローバーとシッター幼虫路長を奪わローバーとシッターのための（SEM±ミリメートル）幼虫路長平均、実証：（A）連続した3上に供給し、4時間絶食幼虫のためにプール路長テストの日、105 &lt;N &lt;120; 38日&lt;N &lt;一日あたり40により（B）連邦幼虫路長;および（C）1日4時間の日によって幼虫路長を奪わ食品、38 &lt;N &lt;40、。 Dサイクル：すべての幼虫と両親は25ºC、湿度60％と12：12 Lの低栄養食品で飼育しました。試験群および/ ​​または治療の間の相違は分散分析（ANOVA） およびポストホックペアごとの多重比較のためのTukeyの試験によって評価しました。 （A）の場合は当日のブロック化係数は、モデルに追加されました。手紙には、統計的なグループを表し;同じ文字で意味は、Siされていませんgnificantly異なる（p &lt;0.05）。連邦およびFDが供給されると、4時間絶食条件を表す。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53980/53980fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53980/53980fig4.jpg" /> 図4.食品品質と幼虫路長は 、高および低栄養食品上に成長した幼虫の路長を実証し、ローバーとシッターのための幼虫の経路長（SEM±ミリメートル）を意味します。データは、統計モデルに追加された日のブロック化係数とテストの3日連続の上にプールされ、75 &lt;N &lt;90すべての幼虫と両親は25ºC、湿度60％と12時12分で、低または高栄養食で飼育しました。 L：Dサイクル。試験群および/ ​​または治療間の差は、分散分析（ANOVA）および事後ペアワイズmultiplためのTukeyの検定によって評価しました電子比較。手紙には、統計的なグループを表し;同じ文字で意味が大きく異なる（P &lt;0.05）ではありません。高栄養、低栄養食品の品質のための高・低スタンド。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53980/53980fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

パスの長さのプロトコルを採餌<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;幼虫

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

foraging-path-length-protocol-for-drosophila-melanogaster-larvae

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

9.2K ビュー.  University of Toronto. We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

ビデオ: Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

でProprioceptorsの可視化<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫および蛹

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

神経科学

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

で食欲連想嗅覚学習<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

での採餌行動のためのシングル·フライアッセイ<em&gt;ショウジョウバエ</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

社会回避での定量化のための簡単​​なアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

で社会空間に影響を与える条件<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

臭気誘導挙動の高分解能定量<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;使用<em&gt; Flywalk</em&gt;パラダイム

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

でMARCMベースのクローンのMechanosensationための行動アッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at the synaptic level. The Active Zone (AZ) is the region at the presynaptic membrane that mediates neurotransmitter release and is composed of a dense collection of scaffold proteins. AZs of Drosophila melanogaster (Drosophila) photoreceptors undergo molecular remodeling after prolonged exposure to natural ambient light. Thus the level of neuronal activity can rearrange the molecular composition of the AZ and contribute to the regulation of the functional output.
Starting from the light exposure set-up preparation to the immunohistochemistry, this protocol details how to quantify the number, the spatial distribution, and the delocalization level of synaptic molecules at AZs in Drosophila photoreceptors. Using image analysis software, clusters of the GFP-fused AZ component Bruchpilot were identified for each R8 photoreceptor (R8) axon terminal. Detected Bruchpilot spots were automatically assigned to individual R8 axons. To calculate the distribution of spot frequency along the axon, we implemented a customized software plugin. Each axon&#39;s start-point and end-point were manually defined and the position of each Bruchpilot spot was projected onto the connecting line between start and end-point. Besides the number of Bruchpilot clusters, we also quantified the delocalization level of Bruchpilot-GFP within the clusters. These measurements reflect in detail the spatially resolved synaptic dynamics in a single neuron under different environmental conditions to stimuli.

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Here we show how to quantify the number and spatial distribution of synaptic active zones in Drosophila melanogaster&#160;photoreceptors, highlighted with a genetically encoded molecular marker, and their modulation after prolonged exposure to light.

のシナプス変調を分析<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;長時間の光照射後の感光体

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

冷痛覚のための新規アッセイ<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

パスの長さのプロトコルを採餌

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でProprioceptorsの可視化

で食欲連想嗅覚学習

で逃避行動のOptogenetic刺激

での採餌行動のためのシングル·フライアッセイ

社会回避での定量化のための簡単なアッセイ

で社会空間に影響を与える条件

臭気誘導挙動の高分解能定量

でMARCMベースのクローンのMechanosensationための行動アッセイ

のシナプス変調を分析

冷痛覚のための新規アッセイ