この作品は、国立衛生研究所（R01DK092640）、国立科学財団（0920668）からJWWに研究助成金によって支えられている。

1。ハエ収集と飢餓<ol><li> 12時間の明/暗サイクルで制御された温度および湿度条件下で、実験後方ハエ（ 例えば、21°C、相対湿度50〜60％）。 </li><li>女性は羽化の日に飛ぶ収集し（最大30バイアル当たり）新しい食品バイアルに、4〜5人の男性と一緒に、それらを配置する。年齢は2〜5日飛ぶ。 </li><li>フライ飢餓のための室を準備します。 <ol><li>空のプラスチックバイアルの底に、単一の組織（4.8×8.4インチ）を押します。完全に蒸留水を用いて組織を浸す。組織を押し下げ、ゆっくりと余分な水分を絞り出すようにオブジェクトを使用します。 </li><li>余分な水を廃棄するように、バイアルを反転します。湿った、しかし、ハエを紛らすのに十分ではないで水和ハエや飢餓室を維持するのに十分な水があるはずです。 </li></ol></li><li>飢餓室に食品のバイアルからハエを転送し、実験を開始する前に、バイアルを約18〜24時間後に接続します。保存する一晩、制御された温度と湿度の条件の下でバイアル実験は次の日に開始されるまで。 </li></ol> 2。食品臭気の調製<ol><li>アガロースガラスフラスコ内の10mlの蒸留水に低い溶融温度を0.1gを添加して1％アガロース溶液を調製する。それが沸騰し始めるちょうどまで電子レンジでアガロース溶液を加熱しますが、それは上に沸騰するかなり前。 <ol><li>電子レンジを止めて、一度、フラスコを旋回。アガロースが完全に溶解するまでさらに2回、この手順を繰り返します。 50℃に設定したホットプレート上で、フラスコを暖かく保つことにより液体状態でアガロース溶液を保つ</li></ol></li><li> 1％のリンゴ酢液を作るために1.5ミリリットルエッペンドルフチュー​​ブに1％アガロース溶液を990μLとリンゴ酢の10μlを加える。ボルテックス混合するまで溶液を50℃に設定し、ドライ風呂インキュベーター内の場所</li></ol> 3。テストルームと行動室のセットアップ<ol><li&gt;希望条件（ 例えば 、温度、湿度）に試験室を設定します。 </li><li> LEDパネル（660 nm）をオンにします。 </li><li>お湯で篩および試験プレートをすすぎ、水分が全て蒸発するまで乾燥オーブンでそれらを加熱する。実験を開始する前に、試験室温にモレキュラーシーブ、プレートを冷却する。 </li><li>拡散板の上に浅い皿を置き、現地の湿度を高めるために、アガロース液滴の水をマスクするために水でそれを埋める。 </li><li>水皿の上でモレキュラーシーブを配置します。 </li></ol> 4。テストプレートにロードして飛ぶテスト版の仕様との図は、補足ファイル]セクションにあります。テストプレートは、透明なアクリル製で、6テストアリーナで構成されている。シンプルなスライダーがで、それぞれの室にハエのロード、一時的な封じ込め、および6ハエの同時放出を可能に保持チャンバーが含まれています実験開始。プレート中の各競技場の中央でエッチング十字線は、匂い物質をピペットでされるべき場所を示す。 <ol><li>アクリルテストプレートにスライダーを挿入します。 </li><li>優しく綿栓過去バイアルに吸引器をスライドさせて約6ハエがaspirator.itに歩くことを許可することは、それらを取り扱う際にはできるだけ優しくすることが重要です。一つは、薄暗い光源に向けて、バイアルの開口部を指すことによって吸引器に向かってクロールするハエを誘導することが走光性フライの動作を利用することができる。必要であれば、人はまた、約6メスのハエを吸引する穏やかな吸引を適用してもよい。 </li><li>テストプレートの第1穴に吸引器の先端を挿入します。シングルフライ、保持セル内に通過させ、ゆっくりと次のホールにフライをロードするために前進スライダを進めることができます。ハエは、プレートの全6保持セルを占有するまで継続する。 </li><li> CRの中心に直接1％リンゴ酢アガロース溶液をピペット5μLテスト板の内側面におけるOSS-毛。 </li></ol> 5。テストプレートを配置<ol><li>テストプレートを中央に、「位置決めTool.vi.」という名前のファイルを開きます位置決めツールの「LabVIEWのVI。 viは補足ファイル]セクションにあります。画面の左上隅にある白い矢印をクリックして、ファイルを実行します。 </li><li>アリーナの開口部がふるい床に面しており、臭気ターゲットはプレートの天井になるように、ふるいの上にテストプレートを置きます。モニター画面上の十字線を使用したテストプレートの背面にエッチングされた十字線の位置を合わせます。 </li><li>アライメントが完了すると、ディスプレイの左上隅に位置する赤い点をクリックすることで実行を中断する。 </li></ol> 6。実験中にフライ位置を記録<ol><li>各食品の検索試験中にハエの座標を追跡し、記録するために、収集ソフトウェアファイルを開き「FLYトラッキング - シックスZones.vi「LabVIEWのVIは「フライ追跡 - シックスZones.viは「補足ファイルのセクションを参照してモニターの左上隅にある白い矢印をクリックして、ファイルを実行します。 。 </li><li>ファイルに名前を割り当てて、上で「OK」をクリックします。 </li><li>テストアリーナにハエを解放するために、試験室でスライダを進める。これは解析ソフト座標との不適切なアライメントにつながるように、試験室を移動させないように注意してください。 </li><li> &quot;スタート&quot;（録音が始まる）をクリックして、検査室での光の唯一の供給源は、660nmのLEDパネルであることを確認してください。 </li><li>試験が終了すると、ふるいや行動チャンバーを取り外します。ふるいからテストプレートを持ち上げ、氷の中にプレートを浸漬することでハエを削除します。そっとお湯でプレートをきれいにし、任意のアガロース片を除去。水分を除去するために乾燥炉での試験プレートを配置します。 </li><li> Smalのをオンにすることで、テスト場所を換気約2分間のLファン。ファンの電源をオフにして、次のテストプレートにハエの次のグループをロードします。 </li></ol> 7。カスタムソフトウェアを使用したデータ分析 「フライトラッキング6つのゾーンを持つデータ分析「補足ファイル]セクションにあります。データ取得中に、取得ソフトウェア·レコードの個々のハエ位置は、テキストフ​​ァイル内の各時点の座標。試験プレートの上方に配置された単一のデジタルカメラは、0.5ヘルツのフレームレートで画像を取得する。 「フライ·トラッキング·6つのゾーンをデータ解析」は、そのテキストフ​​ァイルから情報を抽出し分析ソフトウェアプログラム）が平均速度を計算し、b）正常臭気源を配置し、フライc）は、グラフィカルウィンドウを構築する時点を決定するそれは見ることができるように、場所、時間をかけて、時間と平均フライオーバースピード臭気源からのハエの距離を飛ぶ。また、SPREに簡単にエクスポート用のデータをフォーマットadsheetプログラム。このマクロでは、食品検索遅延はアリーナの中央の半径5mm以内に少なくとも5秒を費やすハエた時点として定義される。 <ol><li> &quot; - 6つのゾーンフライ追跡のためのデータ解析「解析ソフトウェアファイルを開きます。の「Windows」タブで、「新しいテーブルを作成します。」をクリックしてください6テーブルが作成されるまで、この手順を繰り返します。 </li><li> 「マクロ」タブで、をクリックして「Foodfinding。 &quot;メインパネルには、以下のオプションを使用して表示されます：オープン生データは、レイアウト用のファイル、オープンRAWデータは、データ·ファイルのファイル、フライ場所、距離、スピード、レイアウト、FormatDataFile。 </li><li> 、テキストフ​​ァイルに値を追加することなく、生のデータを表示するにはをクリックして「レイアウトのためのオープンRAWデータファイル。 &quot;表示されるブラウザウィンドウでの実験データファイルを探し、選択します。をクリックして「開く」 </li><li> 6アリーナ（各フライを描いた6 XYプロット」のそれぞれで各ハエの場所を表示するには、 &quot;フライの場所」をクリックします時間をかけてs位置）は画面に表示されるはずです。 </li><li> （時間の経過に臭気源からハエの距離を描いた6プロットが画面に表示されます）臭気源からの各ハエの距離を表示するには、「距離」をクリックします。 yは5ミリメートルでの水平線は、フライ食品源に位置していると考えられるしきい値を示す。 </li><li> （時間をかけてハエのスピードを描いた6プロットが画面に表示されます）試験期間中に、各ハエの平均速度を表示するには、「スピード」をクリックします。 </li><li> （最初の50秒の間）の平均速度に加えて、各ハエ（図1）のための臭気源を見つけるの待ち時間、すべてのハエの位置、距離、速度グラフでレイアウトを表示するには、「レイアウト」をクリックします。適切にレイアウトを表示するためには、マージンを調整する必要があり得る。これを行うには、最初のレイアウトウィンドウをクリックしてください。 「ファイル」タブで、「レイアウトのページ設定。」をクリックしてくださいに余白をリセット0.2インチとで「OK」をクリックします。すぐにそれぞれの場所プロットの左の見出し「速度」とした小さなテーブルで「レイテンシ」各見出しの下に入力した値は、秒単位の平均速度100mm /秒と食品の検索の待ち時間を示す。レイテンシの下の空白のエントリは、ハエが臭気発生源を突き止めることができなかったを示している。食品検索遅延はハエは、チャンバの中心から半径5mm以内に少なくとも5秒を過ごした時点として定義される。 </li><li>レイアウトを印刷するには、レイアウト領域（現在のファイルへの更新·レイアウト）をクリックしてください。 「ファイル」をクリックし、をクリックして「印刷レイアウト。 &quot; </li><li>次のファイルを表示するには、単にクリックして「レイアウトのためのオープンRAWデータファイル。 &quot;あなたが上で表示し、クリックしたい次の生データファイルをクリックして「OK」新しいデータファイルを使用してウィンドウを更新するために、レイアウトウィンドウをクリックします。 </li><li>設定は、後で使用するために、実験ファイルに保存することができる。 </li></ol> 8。からのデータのエクスポート表計算プログラムへのデータ解析ソフトウェア<ol><li>それぞれのファイルに対して、速度とレイテンシのデータをエクスポートするには、をクリックして「開く生データがデータ·ファイルのファイル。 &quot;実験データファイルを選択し、をクリックして「開く。」新しいブラウザウィンドウが表示されます。 </li><li>新しいブラウザウィンドウで、「新規作成」を右クリックしてをクリックして「テキストドキュメント。 &quot;新しいテキストドキュメントに名前を付けます。新しい名前のテキストフ​​ァイルを選択し、をクリックして「開く。」これはテキストフ​​ァイルに生データファイルからのデータを格納します。 </li><li>別のファイルからデータをエクスポートするには、「オープン生データがデータ·ファイルのファイル。」をクリックしてください別のファイルをクリックし、をクリックして「開く。」 ）ステップ8.2からテキストフ​​ァイルを選択します。エクスポートする残りのデータファイルに対してこの処理を続行します。 </li><li>すべての必要なデータファイルがテキストフ​​ァイルに追加されたら、をクリックして「形式のデータファイル。 &quot;ドキュメントは、前のステップからのデータを保存し、「開く」をクリックするために使用されるテキスト（新しいWINDOを選択wは自動的に）開きます。 </li><li>ウィンドウ内に新しいテキストフ​​ァイルを作成し、ファイル名を割り当てて、をクリックして「保存」。これは、各フライのテキストフ​​ァイル名を含むファイル、平均速度、および待ち時間を作成し、表計算プログラムにインポートすることができます。 </li><li>累積的なプロットは、時間の関数（図3）などの食品臭ターゲットに到達するハエの総数のデータから構築される。 </li><li>実験データセットは、比率のZ検定を用いて統計的有意性について分析する。 </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

著者らは、競合する経済的利害関係を宣言していません。

このプロトコルでは、食品の検索行動の分析のためのステップバイステップの手順を説明します。食品関連臭気に加えて、それはまた、他の臭気のオブジェクトを検索するハエの能力の研究のために適合させることができる。例えば、それは男性のハエ3におけるメイトローカリゼーション行動の研究に向かって適用してもよい、いくつかの追加の考慮事項は、我々は、この手順につ?...

食品の検索と食料消費1：飢餓の状態は欲求行動の2種類を推進しています。この単純な行動アッセイは、2,3採餌に関連する走化性行動の研究のために有用である。具体的には、食品の匂いターゲットを見つけるに飛ぶ位置、歩行速度と遅延を追跡します。食品所見のレイテンシは、その内部欲求状態の変化の下流フライ臭気検出システムの感度の変化を測定するための測定基準として機能する。このアッセイの説明書のバージョンは、以前はGABA-B受容体シグナル伝達が3ハエ成虫における臭気定位挙動にとって重要であることを示すために使用した。アッセイの現在の自動化されたバージョンはどのように短い神経ペプチド-F（sNPF）のシグナル伝達の研究に尽力したショウジョウバエの嗅覚マップの形状を変更し、影響が行動2を食欲。 試験は暗い、温度及び湿度制御された部屋で行われる。デジタル透明アクリルのテストプレートの上に設定されたビデオカメラは、660 nmのLED照明によりバックライトハエを追跡。カメラからの情報は、次の検査エリアに駐留するコンピュータによりリアルタイムで処理される。我々は、試験期間中にフライ位置の座標を記録して保存するデータ取得ソフトウェアを使用する。 このパラダイムでは、被写体が中央に食べ物の匂いが含まれているアリーナ中に放出され、臭気オブジェクトは、フライ食品の検索動作を誘導アリーナ内の食品のにおいのグラデーションを作成します。同じような匂い検索プロトコルは、単一のショウジョウバエの幼虫7における化学感覚の研究に向かって適用されている。このような4フィールドオルファクトメーター4,5またはT-迷路6など他の行動アッセイは、臭気嫌悪やアトラクションの行動を評価しながら、このパラダイムは、嗅覚感度および走化性行動を評価することが最も適しています。 いくつかの重要な利点は、このASSAに同行Y。データ収集と分析は主に自動化されているので、第一に、それは、大規模なデータセットの迅速な取得を可能にする。第二に、このアッセイは、単離するので、それらの挙動に影響を与え得る社会的嗅覚の手がかりを排除する、単一のハエの行動を測定する。第三に、プロトコルとシンプルな実験デザインのシンプルさは、アッセイが、効率的で他の人を教えることが簡単になります。 さらに、このアッセイは、さらに、 キイロショウジョウバエ 8で使用可能な大規模な遺伝的ツールキットと組み合わせることにより、食物探索行動の基礎となる神経回路をプローブするために使用することができる。無音またはするニューロンを興奮させることを目標と導入遺伝子の発現は、GAL4-UASシステムだけでなく、UAS-shibireのTS1、UAS-破傷風毒素、およびUAS-TRPA1（B）の導入遺伝子9月12日などのツールを用いて達成することができる。

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

多くの動物の場合は、飢餓は、適切な食料源の検索を容易にする方法で、嗅覚系の変化を促進する。このビデオの記事では、我々は大人のフルーツキイロショウジョウバエを飛んでの嗅覚に依存する食品の検索行動に空腹や満腹の効果を測定するための自動化されたアッセイを説明します。ショウジョウバエには見えない赤い光で照明光を通さない箱では、カスタムデータ収集ソフトウェアにリンクされたカメラは、同時に6ハエの位置を監視します。各ハエを中心に食品の匂いを含む個々の競技場の中を歩くに限定されている。臭いの蓄積を防ぐために機能し、多孔性床に残りアレナステスト。臭気源、異なる生理学的状態の下で嗅覚感度を反映したメトリックを検索するレイテンシは、ソフトウェア分析により決定される。ここでは、この行動パラダイムを実行する重要な仕組みを議論し、フライLOADIに関する具体的な問題をカバーngの、臭気汚染、アッセイ温度、データ品質、および統計分析。

データ解析ソフトウェア及びレイアウトは、 図1に見られるその一例は、分析基準のセットに従って、その10分間の試験中に、各ハエの性能を評価するために使用される。以下の基準は、各ハエからのデータがデータ分析のために使用され、負傷、疾病、ストレス、または意欲の欠如のために、食品検索タスクが実行できないそれらのハエを排除するように設計されているかどう?...

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A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

このビデオの記事では、我々は大人のフルーツキイロショウジョウバエを飛んでの嗅覚に依存する食品の検索行動に空腹や満腹の効果を測定するための自動化されたアッセイを説明します。

での採餌行動のためのシングル·フライアッセイ<em&gt;ショウジョウバエ</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

a-single-fly-assay-for-foraging-behavior-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K ビュー.  University of California-San Diego. このビデオの記事では、我々は大人のフルーツキイロショウジョウバエを飛んでの嗅覚に依存する食品の検索行動に空腹や満腹の効果を測定するための自動化されたアッセイを説明します。 

ビデオ: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

アッセイのメソッドショウジョウバエ行動

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

縦断のために脊髄商工を移植するための手順<em&gt;インビボ</emマウス脊髄の&gt;イメージング

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

行動アッセイの染色昆虫：麻酔の配偶行動<em&gt;ショウジョウバエ</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

パスの長さのプロトコルを採餌<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;幼虫

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

ショウジョウバエのグルーミング行動の定量

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

ショウジョウバエ島アッセイにおける歩行行動の高スループット解析

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

嗅覚ニューロンの光刺激に対する応答のショウジョウバエ幼虫の行動を追跡

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

ショウジョウバエメラメラノガスターにおける学習誘発シナプス可塑性の生体内光学カルシウムイメージング

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

ショウジョウバエにおける急速な食品嗜好アッセイ

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...