This research was supported in part by Program for Creating Start-ups from Advanced Research and Technology (START Program) from the Japan Society for the Promotion of Science (ST261006IP, TM) and by Program for the Strategic Research Foundation at Private Universities (2014-2019) (S1411018, TM) from the Ministry of Education, Sports, Science and Technology.

人間の皮下脂肪のサンプルは、形成外科、泌尿器科、小児外科と日本大学板橋病院（東京、日本）の整形外科の部門で手術を受ける患者から得ました。患者は書面によるインフォームドコンセントを与えた、と医学の倫理委員会日本大学の学校は研究を承認しました。 1.組織標本<ol><li>研究室に手術室からの組織サンプルを持参してください。 </li><li>一旦室温（RT）で、50mlチューブ中で、次いで、10cmのプラスチック皿に試料を置く（ - ）洗浄1-2 PBS 5 mlの脂肪組織のG。 </li></ol> 2.コラゲナーゼ消化<ol><li>組織サンプルを含む皿に（w / v）のコラゲナーゼ溶液（コラゲナーゼII型）の無菌の0.1％の10ミリリットルを追加し、 - （）PBSからサンプルを削除します。 </li><li>それは構成さピューレに到達するまで、約15分間、外科用ハサミで組織をミンチency。 </li><li>続いて、シェーカー上で穏やかに撹拌しながら50mlのチューブ中で30分間（60 rpm）で37℃で0.1％（w / v）のコラゲナーゼ溶液中で細分化した組織を消化します。 </li><li> 50ミリリットルチューブに100μmのフィルターを通して消化されたサンプルをフィルタリングします。次に、フィルターを介して、2％FBSを補充した（ 材料の表を参照）、DCMの10ミリリットルを渡します。 </li></ol> 3.細胞の単離<ol><li>室温で1分間、100×gでろ過し、細胞を遠心。 </li><li>この時点で、DCMの調製5mlを50mlチューブ中の2％FBSを補充しました。 </li><li>次に、千μlのピペットを用いて、浮遊脂肪細胞を策定し、培地を含む50 mlチューブに細胞を追加します。 </li><li>その後、細胞をDCM媒体を混合するために穏やかに50ミリリットルチューブを振ります。 </li><li>その後、室温で1分間、100×gでチューブを遠心します。 </li><li> 18 G針と20ミリリットルの注射器を使用して、チューブの底に培地を捨てます。 </li><li>次に、DCM秒の10ミリリットルを追加します。採取した細胞を、2％FBSをupplemented。 </li><li>穏やかに50ミリリットルチューブを振とうすることにより細胞を用いて、DCMを混ぜます。 </li><li>室温で1分間、100×gでチューブを遠心。 </li></ol> 4.めっきセル<ol><li> 12.5センチメートルフラスコに20％FBSを補充DCMまたはDMEMの41ミリリットルを追加します。 </li><li>次に、200μlのピペットを用いて、フラスコに脂肪細胞の40μlを添加します。 </li><li>その後、DCMまたはDMEMでフラスコを埋めるには、20％FBSを補充しました。重要なステップ：この時点で、細胞を培地全体に広がっていることを確認してください。視覚的に剥離した細胞を確認し、その後フラットそれを維持するラウンドペトリ皿の蓋の上にフラスコを保ちます。 </li><li>最後に、インキュベータの内側にフラスコを置き、7日間37℃、5％CO 2インキュベーター内で邪魔されずにそのままにしておきます。 </li><li>インキュベーションの週に続いて、フラスコを反転し、DFAT細胞を確認してください。この点fibroblで以来、10を説明するよう次に、DFAT細胞の生成能力を評価しますAST様細胞（DFAT細胞）は、脂肪細胞とは異なる領域に配置されています。 </li><li> DCMまたはDMEMを5mlを加える前に細胞培養培地を除去した後、フラスコに、20％FBSを補充しました。 DFAT細胞は、培地を交換した後、別の週のために成長することを可能にします。 </li><li>細胞カウンターを用いて、種々の細胞培養条件（DMEM対DCM）で生成DFAT細胞の数を数えます。 </li></ol>

<ol><li>Lanzoni, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concise+review%3A+clinical+programs+of+stem+cell+therapies+for+liver+and+pancreas%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Concise review: clinical programs of stem cell therapies for liver and pancreas.</a> Stem Cells. 31 (10), 2047-2060 (2013).</li>
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</ol>

The authors have nothing to disclose.

インビトロ脱分化に天井文化として知られているプロセスを経る成熟脂肪細胞は、より原始的な表現型に復帰し、増殖能力を得てもよいです。これらの細胞は、以下のように脱分化脂肪（DFAT）細胞と呼ばれます。 DFAT細胞の多分化能を評価しました。分析および遺伝子発現のフローサイトメトリー分析DFAT細胞のASC 6と比較して非常に均質であったことを明らかにしました。実際には、DFAT細胞の細胞表面抗原プロファイルは、ASCを6に見られるものと非常に類似しています。従って、DFAT細胞は、MSCと同様に機能することができます。 正常の20％ウシ血清7-8を添加したDMEM F12細胞培養培地を利用DFAT細胞を生成した他の基。我々は、10％FBSを補充した細胞培養培地を用いてDFAT細胞を産生することを試みているが、このプロトコルを用いて製造DFAT細胞の数は、Wよりも有意に低かったです鶏は、20％FBS（データは示していない）を補充しました。従って、FBS濃度および/またはその内容はDFAT細胞の脱分化及び/又はDFAT細胞の増殖のいずれかのために重要です。今後の研究の一環として、我々はさらに、血清コンテンツはDFAT細胞の生成および増殖を支配するメカニズムを解明しようとします。一方、DCMは、私たちの研究で使用したDMEM未満グルコース、脂肪酸および他の化学物質が含まれています。細胞培養におけるこの変動は、培地成分はDFAT細胞の発生と増殖の両方の効率を調節することができます。実際には、低グルコース濃度がわずかにDMEMを用いDFAT細胞の生成効率を向上させる（データは示さず）。 DFAT細胞の生成と成長にDCMの効果の基礎となる正確なメカニズムは不明であるが、我々は特定の培地成分の濃度は、これらの細胞事象を駆動することをここに仮定する。さらなる研究は、この点を明確にするために必要とされています。さらに、我々は限られをテストしているので、DMEM製剤の次元数は、さらに実験をDFAT細胞を産生する他のDMEM変動（ 例えば 、DMEMを含有するL-グルタミンまたはピリドキシン）の効率を比較するために必要とされます。 我々はDFAT細胞を産生することができるが、DFAT細胞の生成を支配する分子メカニズムはまだ不明です。同様の質問がiPS細胞11の産生を囲みます。これらの治療法のような臨床使用は、細胞の状態調節機構のさらなる調査が必要になります。したがって、我々は強くDFAT細胞が外部遺伝子形質導入の自由、細胞は幹細胞様の状態に戻す方法を解明するためのモデルを提供すると信じています。 DFAT細胞産生プロトコールは、従って、将来の臨床試験での使用のために現在に最適化されています。 コラゲナーゼ処理し、脂肪細胞の単離は、両方適正に行われることを確保することが正常にこのプロトコルを使用してDFAT細胞を生成する際に重要な要因です。 APPR培養中の微細なハサミや気泡の除去opriate使用もDFAT細胞増殖を増強するのに役立ちます。

細胞治療および組織工学、再生医療1-5の分野におけるホットなトピックです。これらの治療法は偉大な約束を保持している間、いくつかの技術的な問題は、現在、その臨床使用を妨げます。この点において、iPS細胞の生成のように、すべての組織工学的療法は、患者の安全性を維持するために、外部遺伝子形質導入を含まない細胞を産生しなければなりません。したがって、我々が正常に人間DFAT細胞6を生成するために、最初のグループでした。いくつかの他の研究グループがいるので、さらに我々のモデルの有用性を強調し、哺乳動物起源7-9のDFAT細胞を生成するために私たちの方法を採用しています。 いくつかの研究の過程で、我々は、細胞培養環境の質は、細胞培地の含有量を調整することによって修正することができることを見出しました。この知見は、DFAT細胞の産生および改善された細胞質の成功率の増加につながっています。両方の重要な要素で効率的に将来の臨床試験のための細胞を生成します。この点に関して、改善されたDFAT培地中で（DCM、組換えヒトインスリンを含有する細胞培地、血清アルブミン、L-グルタミン酸、いくつかの脂肪酸、およびコレステロール幹間葉する媒体と同様）とDFAT細胞の生成のための方法および増殖は、（DCMの内容の詳細は、リクエストに応じて入手可能です）を開発しました。使用して、この方法の高品質DFAT細胞が脂肪生成、骨形成、および軟骨細胞を含むいくつかの細胞型に分化する能力を生成しました。要するに、この検証済みの細胞培養プロトコルはDFAT細胞の質を高め、細胞治療および組織工学の臨床応用性を高めるために非常に有用であり得ます。

<table><tbody><tr><td>CSTI303-MSC medium&amp;nbsp;</td><td>CSTI</td><td>87-671</td><td>This medium is defined as DCM in the text</td></tr><tr><td>PBS(-)</td><td>Wako</td><td>166-23555</td><td>It does not contain Mg&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; and Ca&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>DMEM medium</td><td>Gibco</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>Sigma</td><td>172012</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase type II</td><td>Sigma</td><td>C-6885</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Takasago Medical Industry Co., Ltd</td><td>TKZ-F2194-1</td><td></td></tr><tr><td>Shaker</td><td>TAITEC</td><td>Bioshaker V.BR-36</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Cell Strainer 100 &amp;mu;m Yellow</td><td>CORNING LIFE SCIENCES&amp;nbsp;</td><td>DL 352360</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 12.5 cm&amp;sup2; Rectangular Canted Neck Cell Culture Flask with Blue Vented Screw Cap</td><td>CORNING LIFE SCIENCES&amp;nbsp;</td><td>353107</td><td></td></tr><tr><td>18 G needle</td><td>NIPRO</td><td>02-002</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Syringe&amp;nbsp;</td><td>NIPRO</td><td>08-753</td><td></td></tr><tr><td>Z Series Coulter Counter</td><td>BECKMAN COULTER</td><td>383550</td><td></td></tr></tbody></table>

an efficient method to obtain dedifferentiated fat cells

組織工学や細胞治療は、臨床的に偉大な約束を保持します。この点に関して、このような間葉系幹細胞（MSC）のような多能性細胞は、損傷した器官に機能を回復するために、近い将来に、治療的に使用することができます。それにもかかわらず、MSCおよびそれらの増幅を囲む非効率を単離する高度に侵襲的な手順を含むいくつかの技術的な問題は、現在、これらの治療法の潜在的な臨床使用を妨げます。ここで、我々は、脱分化脂肪細胞（DFAT）、MSC様細胞の生成のための非常に効率的な方法をご紹介します。興味深いことに、DFAT細胞が脂肪生成、骨形成、および軟骨細胞を含むいくつかの細胞型に分化することができます。他のグループが以前に成熟した脂肪組織からDFAT細胞を生成するための様々な方法を提示しているが、我々の方法は、私たちはより効率的にDFAT細胞を産生することができます。この点において、我々は、20％FBSを補充したものDFAT培地（DCM）を実証します20％FBSを補充したDMEMよりDFAT細胞を、生成においてより効果的です。さらに、我々の細胞培養法で製造DFAT細胞は、いくつかの組織型に再分化することができます。このように、組織の脱分化の研究のために非常に興味深く、有用なモデルが提示されています。

<html>本研究では、DFAT細胞の生成のための方法およびツールキットは、（ 図1）に向上しました。我々の方法は、私たちは、DCMおよび20％FBS（ 図2A）を含むDMEM培地の両方を使用してDFAT細胞を生成することができます。このように、我々はDFAT細胞を生成するDCMとDMEMの効率を比較しました。この点で、DCMにかかわらず、脂肪細胞の数（ 図2AおよびB）を、DMEMに比べ3倍DFAT細胞増殖を増強しました。 10％FBS（データは示さず）を使用したプロトコルと比較した場合20％を用いてFBSは、細胞増殖を増強します。我々は、さらにDCMを用いて製造DFAT細胞が脂肪細胞への再分化および骨芽細胞（ 図3）へと分化する能力を有することが確認されました。アッセイのための方法は、我々の以前の研究6に記載されています。 7 / 54177fig1.jpg &quot;/&gt; 図1： 分離を示す概略、脱分化、および成熟脂肪細胞の培養物は、脂肪組織の小片を、0.1％コラゲナーゼで消化し ​​ました。遠心分離後、単房脂肪細胞浮遊層から単離しました。単離された細胞は、7日間、20％FBSを含む培地で満たされたフラスコ中で培養しました。 DFAT細胞に変換した後、培養の間、細胞が付着し、フラスコの上面に平坦化。次に、フラスコを反転させ、DFAT細胞は、従来の方法を用いて培養した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54177/54177fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/54177/54177fig2.jpg" /> 図2：DCM はDFAT細胞の生成を増強します。 （ <strong&gt; A）DMEMまたはDCM中での培養の14日後DFAT細胞コロニー。スケールバー= 200μmの（B）DMEMまたはDCM（平均±SD、n = 3）でのいずれかでDFAT細胞増殖の定量化。 DFAT細胞を生成する際にDCMとDMEMの効率を比較しました。増強細胞増殖をDCMを用いて観察されます。私たちは、製造業者の指示に従って、セルカウンタを使用して、DFAT細胞の増殖を定量化した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54177/54177fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/54177/54177fig3.jpg" /> 図 3：DCMを使用して生成DFAT細胞の多電位ヒトDFAT細胞はDFAT細胞の再分化および分化能力を評価するための適切な誘導培地中で3週間培養しました。 C言語ellsは、骨形成（ALPおよびアリザリンレッドS）、脂肪生成（オイルレッドO）能力について分析した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54177/54177fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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An Efficient Method to Obtain Dedifferentiated Fat Cells

We have modified the conditions for DFAT cell generation and provide herein information regarding the use of an improved growth medium for the production of these cells.

脱分化脂肪細胞を得るために効率的な方法

Tissue engineering and cell therapy hold great promise clinically. In this regard, multipotent cells, such as mesenchymal stem cells (MSCs), may be used ...

an-efficient-method-to-obtain-dedifferentiated-fat-cells

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

7.9K ビュー.  Nihon University. We have modified the conditions for DFAT cell generation and provide herein information regarding the use of an improved growth medium for the production of these cells.

ビデオ: An Efficient Method to Obtain Dedifferentiated Fat Cells

Generation of Human Adipose Stem Cells through Dedifferentiation of Mature Adipocytes in Ceiling Cultures

Mature adipocytes have been shown to reverse their phenotype into fibroblast-like cells in vitro through a technique called ceiling culture. Mature adipocytes can also be isolated from fresh adipose tissue for depot-specific characterization of their function and metabolic properties. Here, we describe a well-established protocol to isolate mature adipocytes from adipose tissues using collagenase digestion, and subsequent steps to perform ceiling cultures. Briefly, adipose tissues are incubated in a Krebs-Ringer-Henseleit buffer containing collagenase to disrupt tissue matrix. Floating mature adipocytes are collected on the top surface of the buffer. Mature cells are plated in a T25-flask completely filled with media and incubated upside down for a week. An alternative 6-well plate culture approach allows the characterization of adipocytes undergoing dedifferentiation. Adipocyte morphology drastically changes over time of culture. Immunofluorescence can be easily performed on slides cultivated in 6-well plates as demonstrated by FABP4 immunofluorescence staining. FABP4 protein is present in mature adipocytes but down-regulated through dedifferentiation of fat cells. Mature adipocyte dedifferentiation may represent a new avenue for cell therapy and tissue engineering.

Mature adipocytes may represent an abundant source of stem cells through dedifferentiation, which leads to a homogenous population of fibroblast-like cells. Collagenase digestion is used to isolate mature adipocytes from human fat. The goal of our protocol is to obtain multipotent, dedifferentiated fat cells from human mature adipocytes.

天井の培養における成熟脂肪細胞の脱分化を経てヒト脂肪幹細胞の生成

Mature adipocytes have been shown to reverse their phenotype into fibroblast-like cells in vitro through a technique called ceiling culture. Mature ...

発生生物学

Immunomagnetic Separation of Fat Depot-specific Sca1high Adipose-derived Stem Cells (ASCs)

The isolation of adipose-derived stem cells (ASCs) is an important method in the field of adipose tissue biology, adipogenesis, and extracellular matrix (ECM) remodeling. In vivo, ECM-rich environment consisting of fibrillar collagens provides a structural support to adipose tissues during the progression and regression of obesity. Physiological ECM remodeling mediated by matrix metalloproteinases (MMPs) plays a major role in regulating adipose tissue size and function1,2. The loss of physiological collagenolytic ECM remodeling may lead to excessive collagen accumulation (tissue fibrosis), macrophage infiltration, and ultimately, a loss of metabolic homeostasis including insulin resistance3,4. When a phenotypic change of the adipose tissue is observed in gene-targeted mouse models, isolating primary ASCs from fat depots for in vitro studies is an effective approach to define the role of the specific gene in regulating the function of ASCs. In the following, we define an immunomagnetic separation of Sca1high ASCs.

Immunomagnetic Separation of Fat Depot-specific Sca1high Adipose-derived Stem Cells ASCs

We present the techniques required to isolate the stromal vascular fraction (SVF) from mouse inguinal (subcutaneous) and perigonadal (visceral) adipose tissue depots to assess their gene expression and collagenolytic activity. This method includes the enrichment of Sca1high adipose-derived stem cells (ASCs) using immunomagnetic cell separation.

脂肪デポ固有のSca1の免疫磁気分離<sup&gt;高</sup&gt;脂肪由来幹細胞（ASCに）

The isolation of adipose-derived stem cells (ASCs) is an important method in the field of adipose tissue biology, adipogenesis, and extracellular matrix ...

A Microphysiologic Platform for Human Fat: Sandwiched White Adipose Tissue

White adipose tissue (WAT) plays a crucial role in regulating weight and everyday health. Still, there are significant limitations to available primary culture models, all of which have failed to faithfully recapitulate the adipose microenvironment or extend WAT viability beyond two weeks. The lack of a reliable primary culture model severely impedes research in WAT metabolism and drug development. To this end we have utilized NIH's standards of a microphysiologic system to develop a novel platform for WAT primary culture called 'SWAT' (sandwiched white adipose tissue). We overcome the natural buoyancy of adipocytes by sandwiching minced WAT clusters between sheets of adipose-derived stromal cells. In this construct, WAT samples are viable over eight weeks in culture. SWAT maintains the intact ECM, cell-to-cell contacts, and physical pressures of in vivo WAT conditions; additionally, SWAT maintains a robust transcriptional profile, sensitivity to exogenous chemical signaling, and whole tissue function. SWAT represents a simple, reproducible, and effective method of primary adipose culture. Potentially, it is a broadly applicable platform for research in WAT physiology, pathophysiology, metabolism, and pharmaceutical development.

White adipose tissue (WAT) has critical deficiencies in its current primary culture models, hindering pharmacological development and metabolic studies. Here, we present a protocol to produce an adipose microphysiological system by sandwiching WAT between sheets of stromal cells. This construct provides a stable and adaptable platform for primary WAT culture.

人間の脂肪のための Microphysiologic プラットフォーム: 白色脂肪組織に挟まれた

White adipose tissue (WAT) plays a crucial role in regulating weight and everyday health.  Still, there are significant limitations to available primary ...

行動学

Robust Differentiation of Human iPSCs into a Pure Population of Adipocytes to Study Adipocyte-Associated Disorders

Recent advances in induced pluripotent stem cell (iPSC) technology have allowed the generation of different cell types, including adipocytes. However, the current differentiation methods have low efficiency and do not produce a homogenous population of adipocytes. Here, we circumvent this problem by using an all-trans retinoic-based method to produce mesenchymal stem cells (MSCs) in high yield. By regulating pathways governing cell proliferation, survival, and adhesion, our differentiation strategy allows the efficient generation of embryonic bodies (EBs) that differentiate into a pure population of multipotent MSCs. The high number of MSCs generated by this method provides an ideal source for generating adipocytes. However, sample heterogeneity resulting from adipocyte differentiation remains a challenge. Therefore, we used a Nile red-based method for purifying lipid-bearing mature adipocytes using FACS. This sorting strategy allowed us to establish a reliable way to model adipocyte-associated metabolic disorders using a pool of adipocytes with reduced sample heterogeneity and enhanced cell functionality.

The protocol allows the generation of a pure adipocyte population from induced pluripotent stem cells (iPSCs). Retinoic acid is used to differentiate iPSCs into mesenchymal stem cells (MSCs) which are used for producing adipocytes. Then, a sorting approach based on Nile red staining is used to obtain pure adipocytes.

脂肪細胞関連疾患を研究するためのヒトiPS細胞を純粋な脂肪細胞集団に確実に分化させる(英語)

Recent advances in induced pluripotent stem cell (iPSC) technology have allowed the generation of different cell types, including adipocytes. However, the ...

<meta charset="utf8"></head><body>マウスの心臓と骨格筋の消化による線維脂肪形成前駆細胞培養

Fibro-Adipogenic Progenitor Isolation, Expansion, and Differentiation from the Spiny Mouse Model

Due to its exceptional repair program, the spiny mouse is an emerging research model for regenerative medicine. Fibro-adipogenic progenitors are tissue-resident cells that are able to differentiate into adipocytes, fibroblasts, and chondrocytes. Fibro-adipogenic progenitors are fundamental for orchestrating tissue regeneration as they are responsible for extracellular matrix remodeling after injury. This study focuses on investigating the specific role of fibro-adipogenic progenitors in spiny mouse cardiac repair and skeletal muscle regeneration. To this end, a protocol has been optimized for the purification of spiny mouse fibro-adipogenic progenitors by flow cytometry from enzymatically dissociated skeletal and cardiac muscle. The population obtained from this protocol is capable of expanding in vitro, and can be differentiated to myofibroblasts and adipocytes. This protocol offers a valuable tool for researchers to examine the distinctive properties of spiny mouse, and to compare them to the Mus musculus. This will provide insights that could advance the understanding of regenerative mechanisms in this intriguing model.

<meta charset="utf8"></head><body>著者スポットライト:とげのあるマウスモデルを研究するための革新的なプロトコルによる細胞解析の合理化(英語)

This protocol outlines the isolation of skeletal and cardiac muscle fibro-adipogenic progenitors (FAPs) from spiny mouse (Acomys) via enzymatic dissociation and fluorescence-activated cell sorting. The FAPs obtained from this protocol can be effectively expanded and differentiated to myofibroblasts and adipocytes.

とげマウスモデルからの線維脂肪形成前駆細胞の単離、拡大、および分化

Due to its exceptional repair program, the spiny mouse is an emerging research model for regenerative medicine. Fibro-adipogenic progenitors are ...

Isolation, Expansion, and Adipogenic Induction of CD34+CD31+ Endothelial Cells from Human Omental and Subcutaneous Adipose Tissue

Obesity is accompanied by an extensive remodeling of adipose tissue primarily via adipocyte hypertrophy. Extreme adipocyte growth results in a poor response to insulin, local hypoxia, and inflammation. By stimulating the differentiation of functional white adipocytes from progenitors, radical hypertrophy of the adipocyte population can be prevented and, consequently, the metabolic health of adipose tissue can be improved along with a reduction of inflammation. Also, by stimulating a differentiation of beige/brown adipocytes, the total body energy expenditure can be increased, resulting in weight loss. This approach could prevent the development of obesity co-morbidities such as type 2 diabetes and cardiovascular disease.
This paper describes the isolation, expansion, and differentiation of white and beige adipocytes from a subset of human adipose tissue endothelial cells that co-express the CD31 and CD34 markers. The method is relatively cheap and is not labor-intensive. It requires access to human adipose tissue and the subcutaneous depot is suitable for sampling. For this protocol, fresh adipose tissue samples from morbidly obese subjects [body mass index (BMI) &#62;35] are collected during bariatric surgery procedures. Using a sequential immunoseparation from the stromal vascular fraction, enough cells are produced from as little as 2&#8211;3 g of fat. These cells can be expanded in culture over 10&#8211;14 days, can be cryopreserved, and retain their adipogenic properties with passaging up to passage 5&#8211;6. The cells are treated for 14 days with an adipogenic cocktail using a combination of human insulin and the PPAR&#947; agonist-rosiglitazone.
This methodology can be used for obtaining proof of concept experiments on molecular mechanisms that drive adipogenic responses in adipose endothelial cells, or for screening new drugs that can enhance the adipogenic response directed either towards white or beige/brown adipocyte differentiation. Using small subcutaneous biopsies, this methodology can be used to screen out non-responder subjects for clinical trials aimed to stimulate beige/brown and white adipocytes for the treatment of obesity and co-morbidities.

The differentiation of white and beige adipocytes from adipose tissue vascular progenitors bears potential for metabolic improvement in obesity. We describe protocols for a CD34+CD31+ endothelial cell isolation from human fat and for a subsequent in vitro expansion and differentiation into white and beige adipocytes. Several downstream applications are discussed.

分離、拡張、および CD31 cd34 陽性 + + ひと大網と皮下脂肪組織から血管内皮細胞の脂肪分化誘導

Obesity is accompanied by an extensive remodeling of adipose tissue primarily via adipocyte hypertrophy. Extreme adipocyte growth results in a poor ...

免疫・感染学

A Human 3D Extracellular Matrix-Adipocyte Culture Model for Studying Matrix-Cell Metabolic Crosstalk

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of cellular function. The ECM plays a particularly important role in adipose tissue function in obesity, and alterations in adipose tissue ECM deposition and composition are associated with metabolic disease in mice and humans. Tractable in vitro models that permit dissection of the roles of the ECM and cells in contributing to global tissue phenotype are sparse. We describe a novel 3D in vitro model of human ECM-adipocyte culture that permits study of the specific roles of the ECM and adipocytes in regulating adipose tissue metabolic phenotype. Human adipose tissue is decellularized to isolate ECM, which is subsequently repopulated with preadipocytes that are then differentiated within the ECM into mature adipocytes. This method creates ECM-adipocyte constructs that are metabolically active and retain characteristics of the tissues and patients from which they are derived. We have used this system to demonstrate disease-specific ECM-adipocyte crosstalk in human adipose tissue. This culture model provides a tool for dissecting the roles of the ECM and adipocytes in contributing to global adipose tissue metabolic phenotype and permits study of the role of the ECM in regulating adipose tissue homeostasis.

We describe a 3D human extracellular matrix-adipocyte in vitro culture system that permits dissection of the roles of the matrix and adipocytes in contributing to adipose tissue metabolic phenotype.

マトリックス細胞代謝クロストークを研究するためのヒト3D細胞外マトリックス-脂肪細胞培養モデル

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of ...

生物工学

Preparation of Adipose Progenitor Cells from Mouse Epididymal Adipose Tissues

Obesity and metabolic disorders such as diabetes, heart disease, and cancer, are all associated with dramatic adipose tissue remodeling. Tissue-resident adipose progenitor cells (APCs) play a key role in adipose tissue homeostasis and can contribute to the tissue pathology. The growing use of single cell analysis technologies &#8211; including single-cell RNA-sequencing and single-cell proteomics &#8211; is transforming the stem/progenitor cell field by permitting unprecedented resolution of individual cell expression changes within the context of population- or tissue-wide changes. In this article, we provide detailed protocols to dissect mouse epididymal adipose tissue, isolate single adipose tissue-derived cells, and perform fluorescence activated cell sorting (FACS) to enrich for viable Sca1+/CD31-/CD45-/Ter119- APCs. These protocols will allow investigators to prepare high quality APCs suitable for downstream analyses such as single cell RNA sequencing.

We present a simple method to isolate highly viable adipose progenitor cells from mouse epididymal fat pads using fluorescence activated cell sorting.

マウス上端体脂肪組織からの脂肪前駆細胞の調製

Obesity and metabolic disorders such as diabetes, heart disease, and cancer, are all associated with dramatic adipose tissue remodeling. Tissue-resident ...

脱分化脂肪細胞を得るために効率的な方法

要約

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天井の培養における成熟脂肪細胞の脱分化を経てヒト脂肪幹細胞の生成

脂肪デポ固有のSca1の免疫磁気分離

人間の脂肪のための Microphysiologic プラットフォーム: 白色脂肪組織に挟まれた

脂肪細胞関連疾患を研究するためのヒトiPS細胞を純粋な脂肪細胞集団に確実に分化させる(英語)

とげマウスモデルからの線維脂肪形成前駆細胞の単離、拡大、および分化

とげマウスモデルからの線維脂肪形成前駆細胞の単離、拡大、および分化

とげマウスモデルからの線維脂肪形成前駆細胞の単離、拡大、および分化

分離、拡張、および CD31 cd34 陽性 + + ひと大網と皮下脂肪組織から血管内皮細胞の脂肪分化誘導

マトリックス細胞代謝クロストークを研究するためのヒト3D細胞外マトリックス-脂肪細胞培養モデル

マウス上端体脂肪組織からの脂肪前駆細胞の調製