Name: designing microfluidic devices for studying cellular responses under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli
Uploaded: 2016-08-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 35 s
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This work was financially supported by the Ministry of Science and Technology of Taiwan under Contract No. MOST 104-2311-B-002-026 (K. Y. Lo), No. MOST 104-2112-M-030-002 (Y. S. Sun), and National Taiwan University Career Development Project (103R7888) (K. Y. Lo). The authors also thank the Center for Emerging Material and Advanced Devices, National Taiwan University, for the use of the cell culture room.

1.チップ設計と製作<ol><li>描画パターンは、市販のソフトウェア24を使用して、PMMA基板と両面テープに切除されます。 <ol><li> 5培養領域（ 図1Aおよび1B）のそれぞれにおいて、その端部で変化する幅の「クリスマスツリー」パターンを描く、化学的濃度及びせん断応力の影響を研究するために。 </li><li>化学的濃度及び電界の影響を研究するために、塩橋のための2つ以上の流体チャネルとの「クリスマスツリー」パターン（ 図2Aおよび2B）を描きます。 </li></ol></li><li>スクライブPMMAシートまたはCO 2レーザースクライバーに対応するファイルをロードすることによって、両面テープ上の個々のパターン。 <ol><li>レーザースクライバーをオンにして、コンピュータとの接続を確認してください。市販のソフトウェアを使用して切除されるべきパターンを開きます。 </li><li> PMMAシートや両面テープOを配置スクライバーのステージのn個のトップ。キャリブレーションバーと可視He-Neレーザーを使用して、必要な場合、CO 2レーザーの焦点を調整します。 </li><li> PMMAシートまたはテープ上のアブレーションのためスクライバーにパターンをロードします。 </li><li> 、パターン化されたシートまたはテープを拾う不要な部分を削除し、窒素ブローで表面をきれいにします。 注：PMMAシートの厚さは1mmであり、両面テープの0.07 mm以上0.22 mmです。 </li></ol></li></ol> 2.チップ実装<ol><li>スーパー接着剤で、上部のねじ山と穴を整列させることにより、チップの最上層に（真ん中のねじ山付き長さ×幅×高さ= 10ミリメートル×10ミリメートル×5ミリメートル）アクリルアダプターを接続します - ほとんどの層。これらのアダプタは、入口/出口をと塩橋コネクタ媒体としての役割を果たす。 </li><li>層流フード内部のマイクロ流体チップを組み立てます。 </li><li>化学せん断応力マイクロ流体チップ（CSSチップ）を組み立てます。 <ol><li> Attachスクライブ両面テープの2枚を使用してスクライブPMMAシートの3枚。 （ 図1Aおよび1B）。 </li><li>チップの底に0.07ミリメートルの厚さの両面テープの1以上の部分を追加し、直径10cmのペトリ皿にチップを取り付けます。 </li><li>一晩のための真空チャンバー内のアセンブリのチップを置きます。 </li></ol></li><li>化学-電界チップ（CEFチップ）を構築するには、0.22ミリメートル（ 図2Aおよび図2B）=厚さの両面テープにPMMAシートを添付します。 <ol><li>テープのこの同じ部分を使用して、直径10cmのペトリ皿にスクライブPMMAシートと両面テープを取り付けます。 </li></ol></li><li>フードの内側に組み立てられたチップを残すと殺菌のために30分間UVにそれを公開します。 </li><li>プラスチックチューブと指締めナットを介して2つの3ミリリットル注射器への入口を接続します。プラスチックチューブと指締めナットを介して廃液チューブにコンセントを接続します。 注：オートクレーブ使用前に15分間、121℃で全てのチューブとナット。 </li><li>ゆっくりPBSでプライム流体チャネルに注射器のプランジャーを押し下げます。気泡を除去するために、前後にシリンジを押してください。 </li><li> 5％CO 2下、37℃で一晩培養器の内部にチップを置きます。 注：これらの2つのステップは、チップを洗浄し、チップ内の任意の残りの気泡を除去することを目的としています。 </li><li>インキュベーターからチップを取ります。 </li><li> CEFチップに電界を発生させるための寒天塩橋を準備します。 <ol><li>マイクロ波を用いて1×リン酸緩衝生理食塩水（PBS）緩衝液中の3％低融点アガロースを溶解します。 </li><li>塩橋チャンネルにアガロース溶液相化し注入し、その溶液が固化する前に電極を挿入します。 </li><li>筒状のナットに銀/塩化銀電極を配置します。 </li></ol></li><li>シリンジポンプにシリンジを接続し、連続的に培養液を流す（ダルベッコ変法EagleR17; PBSを交換する20μL/分の流速で10分間、流体チャネルへの培地、DMEM）。 </li></ol> 3.細胞の調製と実験のセットアップ注：前の暖かい1×PBS、培地（DMEMプラスFBS）、使用前に37℃の水浴中でトリプシン。 <ol><li>プレート2×10 5肺癌CL1-5細胞をDMEM + 10％ウシ胎児血清（FBS）が供給さ10 cmのペトリ皿中25,26。 90％コンフルエンスになるまで37℃で5％CO 2下で培養器内部の細胞をインキュベートします。 </li><li>培地を吸引し、予め温めておいた1×PBSで細胞を1回洗浄します。細胞に0.05％トリプシンバッファーの2ミリリットルを加え、細胞を剥離するために37℃で2〜3分間待ちます。 </li><li> 15ミリリットルの滅菌遠心チューブに細胞を移し、チューブに培養液の6ミリリットルを追加します。静かに混合するためにチューブを反転し、hemocytometeに細胞数をカウントするための細胞含有培地の5μLを取り出しますrを。 </li><li> 300 xでチューブを遠心 5分間G。培養液1ml中の10 6細胞を懸濁し、1 mlシリンジに細胞含有培地を配置します。 </li><li>コンセントからマイクロ流体チップに細胞含有培地を注入し、溶液を5培養領域を介してすべてを配布していることを確認してください。 2時間、37℃で5％CO 2下で培養器内部のチップをインキュベートします。 </li></ol> 4.実験のセットアップ<ol><li>インキュベーターからチップを取り、透明なインジウムスズ酸化物（ITO）ガラスヒーターの上部に置き。 注：ITOガラスは、熱カプラからのフィードバックを介して、37±0.5℃の温度を維持するために、比例積分微分（PID）コントローラに接続されているITOヒータとチップとの間でしっかりとクランプ。 </li><li>細胞移動または固定のXYステージを追跡するための倒立顕微鏡の電動XYステージの上にチップヒータアセンブリを置きますROSの産生を測定するための倒立蛍光顕微鏡。 </li><li> （培地中に溶解した）相対濃度0および1の化学溶液5mlで2つのシリンジを充填する、異なる化学濃度を生成し、所望の流速でチップにそれらをポンピングする：CSSチップに0.3 mlと流速で1時間/分;最初の20分間、20μL/分の流速でCEFチップ、および他の120分間（合計時間= 2時間）20μL/ hrの流量です。 </li><li>細胞移動を追跡するためのCEFチップ、プログラムでは、顕微鏡のXYステージは、2のための培養領域内のビュー（のFOV）の特定のフィールドの（DSLR）カメラ、デジタル一眼レフを経て、15分ごとに写真を撮って繰り返します時間。 </li><li> ROSの産生を測定するために、蛍光ベースインジケータ2&#39;-7&#39;- dichlorodihydrofluoresceジアセテート（2&#39;-7&#39;- DCFDA）を使用します。 <ol><li>分子生物学グレードジに10mMで2&#39;-7&#39;- DCFDAの株式を準備しますメチルスルホキシド（DMSO）。唯一の血清を含まないDMEM中DCFDA（DMEM中で5μM）を希釈します。潜在的な脱アセチル化酵素は、バックグラウンドシグナルを増加させ、細胞内シグナルを減少させる可能性があります。 </li><li> CSSチップ内またはCEFチップ内のEF刺激の2時間後のせん断応力刺激の1時間後、20μl/分の流速のためにチップに2&#39;-7&#39;- DCFDA（DMEM中で5μM）をポンプ最初の20分であり、さらに20分間、20μL/ hrの流速。洗浄のために、20分間、20μL/ hrの流速でチップにDMEMポンプ。 </li><li>蛍光強度を分析するための培養領域内の特定のFOVと、電荷結合素子（CCD）カメラを介して、写真を撮ります。 </li></ol></li></ol>化学濃度、せん断応力、および電場の5計算<ol><li> CSSチップとCEFチップの両方で、5培養領域において化学的な濃度を計算。例えば、concentrのH 2 O 2を注入しations 2つの入口から0と200μM、0の濃度が、25、100、175、および200μMが生成されます。 注：すべての液体がフォークの周りに円滑かつ均等に流れを分割すると仮定することにより、5培養分野での相対濃度は、それぞれ、0、1/8、1/2、7/8、および1です。 </li><li> CSSチップにおいて、用いた培養の各領域内の剪断応力（τ）を計算します <img alt="式（1）" src="/files/ftp_upload/54397/54397eq1.jpg" /> Qは体積流量であり、27は 、ηは流体の粘度であり、Hは、チャネルの高さであり、Wはチャンネルの幅です。 注：各入口（Q = 0.12 ml /分各培養領域）において、Q = 0.3 ml /分に設定することによりη= 0.0008ペンシルバニア・sの培地、H = 1 mmであり、w = 1~4 mmのためのせん断応力は、0.0048 PA（幅4mm領域）から0.0192 PA（幅1mmの領域）の範囲であると計算されます。 </li><li>にCEFチップ、Iは培地の導電率であるσ流体チャネルに流れる電流であるE = I /（σAのEFF）（オームの法則）を用いて培養の各領域内EF強度を計算し、そしてeffはチャネルの有効断面積です。 注：σを使用して= 1.38Ω-1メートル-1培地とEFF = 0.22ミリメートル2（幅= 1ミリメートル、高さ= 0.22ミリメートル）のために、EF強度はE（MV / mm）となるように計算された= I（ A）3.3×10 6×。 <ol><li> 図2Dに示すように、4つの（8 + 35 + 8）セグメントと一つ（5 + 35 + 5）セグメントと5のC部の回路と同等の回路を扱います。 注：キルヒホッフの電圧法則とオームの法則に従って、この並列回路を分析することにより、5文化を横切って流れる電流があります私は下から上にI 1〜5は 、周りの0.49 I（エリア1）、0.25 I（エリア2）、0.13 I（エリア3）、0.08 I（エリア4）、および0.05 I（面積になるように計算されています5）、それぞれ、 どこ総直流（DC）です。 0.157ミリアンペア、254の排出係数、130、67、41、および26 MV / mmでの適用直流で5培養領域内で生成されます。 注：マイクロ流体ネットワークの単純化された電気的分析のために、すべての流体セグメントは、それらの長さに比例した抵抗の抵抗として考えられています。 </li></ol></li></ol> 6.データ解析注：データ解析は、ImageJソフトウェアを使用して行われます。 <ol><li> ROSの産生を分析します。 <ol><li> ImageJソフトウェアを実行します。蛍光画像をロードするために、「ファイル」→オープンに行くが分析されます。 </li><li>イムを変更するには、「イメージ」→「タイプ」→「16ビット」に移動しますグレースケールの年齢。 </li><li>セルを囲むポリゴンを描画します。細胞の平均蛍光強度を測定するために→「測定」を「分析」に進んでください。 </li><li> 3つの独立した実験の少なくとも50個の細胞からの強度を収集し、平均値の標準誤差（SEM）との平均強度を計算するために6.1.3を繰り返します。 </li><li>各実験条件について6.1.1-6.1.4を繰り返します。 </li></ol></li><li>細胞移動を分析します。 <ol><li> ImageJソフトウェアを実行します。時間= 0で撮影した画像をロードするために、「ファイル」→オープンに行くが分析されます。 </li><li>セルを囲むポリゴンを描画します。 （Y 1、×1）のような細胞の重心を測定するための「分析」→「測定」に移動します。 </li><li>別の画像から（Y 2、X 2）と同じセルの重心を測定するために6.2.1- 6.2.2を繰り返し、時間= tに取ります。 </li><li>の（ミクロン/時間で）移動速度を計算しますこのセルとして<img alt="式（2）" src="/files/ftp_upload/54397/54397eq2.jpg" /> 。 </li><li> 3つの独立した実験の少なくとも50個の細胞からの移行率を収集し、平均値の標準誤差（SEM）で、平均移動速度を計算するために6.2.1-6.2.4を繰り返します。 </li><li> 6.2.2と6.2.3から、コサインθとして、この細胞の遊走directednessを計算したり、 <img alt="式3" src="/files/ftp_upload/54397/54397eq3.jpg" />ここで、θは （正から負への）適用されたEFのベクトルと、開始からのセル（ 図2G）の終了位置へのベクトル間の角度です。 </li><li> 3つの独立した実験の少なくとも50個の細胞からの移行directednessを収集し、平均値の標準誤差（SEM）で平均移行directednessを計算するために6.2.6を繰り返します。 </li><li> SEMで平均移動速度と各実験条件についてSEMで平均移行directednessを計算します。 注：directedness1のすべてのセルをカソードに向かって移動することを示し、-1の値は、すべてのセルは、陽極に向かって移動することを示しています。ランダムに移動する細胞群のdirectednessは0に近いです。 </li></ol></li><li>セルの配置を分析します。 <ol><li> ImageJソフトウェアを実行します。分析する画像をロードするために、「ファイル」→「開く」に移動します。 </li><li>楕円のような細胞を治療し、細胞の長軸を示すために線を引きます。ラインと水平EF方向の間の角度βを測定するための「分析」→「測定」に移動します。 </li><li> 3つの独立した実験の少なくとも50個の細胞からβを収集し 、平均値の標準誤差（SEM）で平均余弦βを計算するために6.3.2を繰り返します。 </li><li>各実験条件について6.3.1-6.3.3を繰り返します。 注：1のβのcos Aは、すべての細胞が適用されたEFに平行に整列することを示し、0の値は、すべての細胞がperpendicularlを揃えることを示しています適用されたEFへのy。 </li></ol></li></ol>

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K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+reactive+oxygen+species+in+endothelial+cells+under+different+pulsatile+shear+stresses+and+glucose+concentrations.">Production of reactive oxygen species in endothelial cells under different pulsatile shear stresses and glucose concentrations.</a> Lab Chip. 11, 1856-1863 (2011).</li><li>Tsai, H. F., Peng, S. W., Wu, C. Y., Chang, H. F., Cheng, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrotaxis+of+oral+squamous+cell+carcinoma+cells+in+a+multiple-electric-field+chip+with+uniform+flow+field.">Electrotaxis of oral squamous cell carcinoma cells in a multiple-electric-field chip with uniform flow field.</a> Biomicrofluidics. 6, 34116 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

PMMAベースのチップは、より複雑なソフトリソグラフィを必要とするPDMSベースのチップに比べて安価かつ容易な方法であるレーザーアブレーションと書き込みを使用して製造されます。マイクロ流体チップを設計した後、製造および組立はわずか5分以内に行うことができます。注意が実験を行う際にに支払われるべきであることを、いくつかの重要なステップがあります。最初は「組み立て」の問題です。アダプタは、チップの最上層に適切に接着されるべきです。あまりに多くが適用される場合、接着剤が流体チャネルに漏れる可能性があり、あまりにも少ない接着剤が使用される場合、液体は、チップの外に漏れる可能性があります。また、PMMA基板と両面テープを組み立てるには、任意の液漏れを防止するためにしっかりとチップ全体を押圧する圧力を適用することが重要です。第二は、「バブル」の問題です。気泡を除去するために、1×PBSを連続的に20μL/分の流速で1または2分間流路に流入し、次いで、チップをP37℃で一晩、5％CO 2下で培養器の内部に混入されました。流路内に残留する気泡がある場合は、フローは、不均一な化学物質濃度とEF分布を引き起こし、不均一になります。第三は、「セルの負荷」の問題です。培養領域にロードされたセルの数が十分に制御されるべきです。細胞数が低すぎると、多くの実験的なランは、統計目的のために十分なデータを収集するために行われるべきです。細胞数が高すぎる場合、個々の細胞を区別し、それらの移動を定量化することが困難になります。 CSSチップでは、三角形の文化圏と組み合わせた「クリスマスツリー」構造は、それぞれせん断応力勾配を有する、5つの領域で異なる化学濃度を生成します。流体せん断応力は付着、形態、遊走、及び細胞の活動に影響を与えることが知られていました。 Paは細胞付着をインターフェース可能性が0.25から0.6という低いのせん断応力、およびストレス（0.5 -10 Pa）でのより高い値は、接着細胞29を除去することが報告されました。層状のせん断応力は、0.8からの流れ30の方向に1.5 Paで誘導される細胞の配置に至るまで、さらに低い値（0.1〜PAが）細胞の形態と透磁率29に影響を与えることが知られていました。また、2-120ペンシルバニア州のせん断応力を受ける平滑筋細胞は、細胞数31の減少を経験しました。 Lu ら 。細胞接着27の定量分析のためのマイクロ流体せん断装置の設計および構築を報 ​​告しました。流体チャネル内のせん断応力は、チャネルの寸法を変更することによって修正されました。顎ら 。容器32内に血液の流れ特性を模倣するために、マイクロチャネル内の培地の流量を制御するための血行動態ラボ・オン・チップシステムを記載しています。流路内のせん断応力は、媒体の流量を変化させることによって改変しました。の中にSE 2つのデバイスは、任意の値の剪断応力を生成することができるにもかかわらず、ただ1つの値は、一度に1つの培養領域内で利用可能でした。比較により、本CSSチップは、スクリーニングの目的のために特に実験スループットを増加させる一つの三角形領域に剪断応力勾配を提供するという利点を有します。 CEFチップにおいて、「クリスマスツリー」構造の培養領域を垂直電気回路に類似の流体経路を形成するように接続されています。一方は直流電流を印加で、5 EF強度は、それぞれが特定の化学的濃度の流れを有する培養領域の内部で生成されます。従来、electrotactic実験が不正確EFでは、培地の蒸発、大細胞/試薬の消費量、および増加したジュール加熱の問題が発生する可能性がペトリ皿上で実施しました。囲まれた、小型のマイクロ流体デバイスは、効率的にこれらの欠点を克服します。たとえば、走電性O勉強しますFヒト血液メモリーT細胞、Lin ら 。 2変更されたピペットチップが中貯水池を務めた二つの同一の、サイド・バイ・サイドマイクロチャネル、およびEFアプリケーション15のための2つの白金電極を含むプラスチックマイクロ流体デバイスを報告しました。スループットを高めるために、PMMAベースelectrotacticチップは、単一のデバイス12,33内の複数のEF強度を提供するために作製しました。また、制御可能な化学的および電気的な刺激を生成することができるマイクロ流体デバイスは、同時に、高い関心が持たれています。 Li ら 。走化性またはT細胞14のelectrotactic移行を調査するための単一または共存化学勾配/のEFを生成するために、PDMSベースのマイクロ流体デバイスを作製しました。花王ら排出係数12を用いて、肺癌細胞の走化性を調節するための同様のマイクロ流体デバイスを用います。これら二つの装置では、Y字型の構造は、一つの応用EF安定濃度勾配を作成するために適用されました。侯ら 。肺癌細胞21に化学物質や排出係数の同時効果を研究するためのマルチチャンネル・デュアル電界チップを報告しました。このデバイスは、1つの実験で電気的/化学的刺激（2電気×4化学物質）の8の組み合わせを提供することができました。スループットが増加したものの、このチップの容量は、（1）一つだけのEF強度（プラスコントロールとして1つのゼロ）に限られていました、そして（2）4のシリンジポンプは、4つの独立したチャネルに化学物質をポンピングするために必要とされます。比較により、本CEFチップは、電極の一つの組と2シリンジポンプを介して一緒に5化学的濃度の5 EF強度を生成するという利点を有します。 これらのチップを製造することが容易であっても、それらはいくつかの限界があります。まず、5つだけ「特異的」濃度および5 &quot;特定の&quot; EF強度を生成することができます。第二に、流体チャネルの幅がの焦点合わせのために1mm未満にすることはできませんCO 2レーザービーム。しかし、正確に入口および流体チャネルを通過する電流の化学的濃度を制御することにより、任意の濃度及びEF強度は、培養領域で達成することができます。結論として、本CSSおよびCEFチップは、制御可能な単一または共存する化学的/電気的/せん断応力刺激を細胞に提供することができます。一つのCSSチップに、せん断応力勾配と組み合わせた5の異なる化学物質の濃度を生成することができます。また、一つのCEFチップに、5 EF強度と組み合わせた5異なる化学濃度を作成することができます。 「クリスマスツリー」構造の枝を増加させることにより、これらのチップのスループットをさらに向上させることができます。これらのチップは、化学/電気/せん断応力刺激下での細胞挙動の研究のための容易な、時間の節約、信頼性、およびハイスループットプラットフォームであることが実証されています。

インビボで細胞は細胞外マトリックス（ECM）、炭水化物、脂質、および他の細胞を含む生体分子の様々な囲まれています。彼らは、このような種々の成長因子の化学的勾配にECMとの相互作用および応答としてマイクロ環境刺激に応答することによって官能基化。伝統的には、 インビトロの細胞研究は、細胞および試薬の消費量が大きく、細胞は、静的（非循環）環境で増殖細胞培養皿で行われます。最近では、流体コンポーネントと統合微細加工デバイスは、より制御方法で細胞研究のための代替プラットフォームを提供してきました。このような装置は、細胞および試薬の消費を最小限に抑えながら、化学的および物理的刺激の正確な微小環境を作り出すことが可能です。これらのマイクロ流体チップは、ガラス基板、シリコンウエハ、ポリジメチルシロキサン（PDMS）ポリマー、ポリメチルメタクリレート（PMMA）基板、またはpolyethylenetereで作ることができますフタレート（PET）は、1-3基質。 PDMSベースのデバイスは、長期細胞培養および研究に適してい、透明な生体適合性、およびガスに対して透過性です。 PMMA及びPET基板が安いとレーザーアブレーションと書き込みを使用して処理することが容易です。 マイクロ流体デバイスは、細胞が異なる化学的および物理的な刺激を受けやすい安定して制御可能な微小環境で細胞を提供する必要があります。例えば、マイクロ流体チップは、細胞の走化性を研究するために使用されます。代わりに、Boydenチャンバー及びキャピラリー4,5を採用する伝統的な方法でこれらの小型化流体デバイスは、細胞の行動1,6,7を研究するための正確な化学的勾配を生成することができます。別の例は、電界（EFS）の下のセルの方向性のある移動、走電性という名前の現象を研究することです。細胞のElectrotactic行動は、神経再生8、胚発生9に関連していることが報告されましたそして、10,11創傷治癒。そして、多くの研究は、癌細胞12,13を含む様々な細胞型の走電性を調査するために行われた、14,15リンパ球、白血病細胞11、及びセル16を生じます。従来から、ペトリ皿とカバーガラスは、排出係数17を生成するためelectrotacticチャンバを構築するために使用されます。このような簡単なセットアップは、媒体の蒸発と不正確な排出係数の問題を提起するが、彼 ​​らは囲まれた、明確に定義された流体チャネル12,18,19のマイクロ流体デバイスによって克服することができます。 体系的に正確な、制御可能な化学的および電気刺激下で細胞応答を研究するために、同時に複数の刺激を細胞に提供することができるマイクロ流体デバイスを開発するために非常に有用であろう。例えば、リーら 。単一または共存する化学勾配とのEF 20を作成するための PDMSベースのマイクロ流体デバイスを報告しました。花王ら 。 devのEF 6により肺癌細胞の走化性を調節するための同様のマイクロ流体チップを駆け落ち。また、スループット、侯らを増加させます。設計及び（2 EF強×4化学物質濃度）であり、8つの異なる複合刺激を細胞に提供するために、PMMAベースのマルチチャネルデュアル電界チップを作製した21。さらに全体で増加し、せん断応力刺激を追加するために、我々は、単一または共存化学/電気/せん断ストレス刺激下で細胞応答を研究するための2つのPMMAベースのマイクロ流体デバイスを開発しました。 ローら 22,23により報告され、これらのデバイスは、インビボ循環系を模倣する連続的な流体流動を受ける5つの独立した細胞培養チャネルを含みます。第1チップ（化学せん断応力チップまたはCSSチップ）、5相対0の濃度は、1/8、1/2、7/8、および1培養領域において生成され、せん断応力勾配があるれていますprodu5文化領域のそれぞれの内部をced。第2のチップ（化学電界チップまたはCEFチップ）において、電極2シリンジポンプの単一のセットを使用して、5 EF強度は、これらの培養領域に5つの異なる化学物質の濃度に加えて生成されます。数値計算とシミュレーションは、より良好な設計を行い、これらのチップを動作し、これらのデバイスの内部に培養肺癌細胞は、活性酸素種（ROS）の産生に対するそれらの応答を観察するための移動速度単一または共存刺激の対象とされていますそして、移動方向。これらのチップは、時間を節約する細胞は、種々の微小環境刺激に応答する方法を調査するため、高スループットと信頼性の高いデバイスであることが実証されています。

<table><tbody><tr><td>Dulbecco&#039;s Modified Eagle Medium (DMEM)</td><td>Gibco</td><td>11965-092</td><td>Cell culture medium</td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td>detach cell from the dish</td></tr><tr><td>Fetal bovine serum (FBS)</td><td>Gibco</td><td>10082147</td><td>Cell culture medium</td></tr><tr><td>10 cm cell culture Petri dish</td><td>Nunc</td><td>150350</td><td>Cell culture</td></tr><tr><td>Bright-Line&amp;nbsp;Hemacytometer</td><td>Sigma</td><td>Z359629</td><td>Cell Counting Equipment</td></tr><tr><td>PMMA</td><td>Customized</td><td>Customized</td><td>Microfluidic chip</td></tr><tr><td>Adaptor</td><td>Customized</td><td>Customized</td><td>Microfluidic chip</td></tr><tr><td>0.07/0.22 mm double-sided tape&amp;nbsp;</td><td>3M</td><td>8018/9088</td><td>Microfluidic chip</td></tr><tr><td>Low melting point agarose</td><td>Sigma</td><td>A9414</td><td>Salt bridge</td></tr><tr><td>2&#039;-7&#039;-dichlorodihydrofluoresce diacetate</td><td>Sigma</td><td>D6883</td><td>Intracellular ROS measurement</td></tr><tr><td>Indium tin oxide (ITO) glass</td><td>Merck</td><td>300739</td><td>Heater</td></tr><tr><td>Proportional-integral-derivative controller&amp;nbsp;</td><td>JETEC Electronics Co.</td><td>TTM-J4-R-AB</td><td>Temperature controller</td></tr><tr><td>Thermal coupler</td><td>TECPEL</td><td>TPK-02A</td><td>Temperature controller</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; laser scriber</td><td>Laser Tools &amp;amp; Technics Corp.</td><td>ILS2</td><td>Microfluidic chip fabrication</td></tr><tr><td>Syringe pumps</td><td>New Era</td><td>NE-300</td><td>Pumping medium and chemicals into the chip</td></tr><tr><td>Power supply</td><td>Major Science&amp;nbsp;</td><td>MP-300V</td><td>Supplying direct currents</td></tr><tr><td>Inverted microscope</td><td>Olympus</td><td>CKX41</td><td>Monitoring cell migration</td></tr><tr><td>Inverted fluorescent microscope</td><td>Nikon</td><td>TS-100</td><td>Monitoring cell migartion and fluorescencent signals</td></tr><tr><td>DSLR camera</td><td>Canon</td><td>60D</td><td>Recording bright-field images&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Nikon</td><td>DS-Qi1</td><td>Recording fluorescent images&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>super glue</td><td>3M Scotch</td><td>7004</td><td>Attaching adaptors to PMMA substrates</td></tr><tr><td>AutoCAD</td><td>Autodesk Inc.</td><td></td><td>Designing microfluidic chips</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>D8418</td><td>Dissolving DCFDA</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>National Institutes of Health</td><td></td><td>Quantifying fluorescent intensities and cell migration</td></tr></tbody></table>

designing microfluidic devices for studying cellular responses under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli

マイクロ流体デバイスは、pH、温度、塩濃度、および他の物理的又は化学的刺激の正確で制御可能な細胞の微小環境を作り出すことが可能です。彼らは一般的に、周囲のように生体内で提供することにより、in vitro細胞研究のために使用されています。これらの現象は、細胞の性質や機能を理解する上で重要であるため、特に、細胞は化学勾配、電界、およびせん断応力に応じどのように多くの関心を集めています。これらのマイクロ流体チップは、ガラス基板、シリコンウエハ、ポリジメチルシロキサン（PDMS）ポリマー、ポリメチルメタクリレート（PMMA）基板、またはポリエチレンテレフタレート（PET）基板を用いることができます。これらの材料のうち、PMMA基板は安価であり、容易にレーザーアブレーション及び書き込みを使用して処理することができます。いくつかのマイクロ流体デバイスは、化学的および電気的な刺激を共存、複数の生成のために設計され、製作されてきたが、それらのどれもが考慮されませんでしたスクリーニング目的のために特に、実験の繰り返しを低減するのに十分な効率的。本稿では、単一または共存化学/電気/せん断応力刺激の下で、活性酸素種の産生および遊走に、細胞応答を調査するための2つのPMMAベースのマイクロ流体チップの私達の設計および製造を説明します。最初のチップが一緒に、これらの各領域内部に発生するせん断応力勾配で、文化領域に0、1/8、1/2、7/8、および1の5相対濃度を生成します。第2のチップは、同じ相対濃度が生成されますが、各培養領域内に作成された五つの異なる電界強度を持ちます。これらのデバイスは、正確な、制御可能な微小環境で細胞を提供するだけでなく、非常に実験的なスループットを向上させるだけではなく。

化学せん断応力（CSS）チップ CSSチップは、二つの両面テープを介して貼り合わせ3 PMMAシート、厚さ1mmのそれぞれ、厚さ0.07ミリ（ 図1Aおよび1B）のそれぞれで構成されています。 「クリスマスツリー」構造は、5つの培養領域に0、1/8、1/2、7/8、および1の5相対濃度を生成します。体積流量、流体の粘度、および流体チャネルの寸法を関連する大きさで、三角形、せん断応力勾配として培養面積を設計することにより、各領域内で作成されます。このチップは、その後、CL1-5細胞およびROSの産生が異なる化学濃度および剪断応力に応答して観察された肺癌を培養するためのペトリ皿に、別の0.07 mm厚両面テープを介して取り付けられています。肺癌細胞におけるROSの産生を強くLUに関連していますngの癌転移および開発、ならびに特定の化学物質及びせん断応力がROS生成23に関与することが示されました。 まず、H 2 O 2、化学的刺激の影響を研究するために、ROSの産生に、細胞を2 O 2 0で溶液、25、100、175、および200μMHの流れの連続と共にインキュベートしました。 図1Cに示すように、蛍光強度は、H 2 O 2は、ROSの産生を刺激したことを示す、増加したH 2 O 2の濃度が増加しました。次に、ROSの産生に対するせん断応力の影響を調べるために、細胞を、0.0192 PAに0.0048 Paの剪断応力勾配に曝露した。 図1Dは、せん断応力が増加するにつれて、蛍光強度が増加した（せん断応力が最も高かったことを示しそして、）それぞれ、フロントとバックの分野で最も低い、ことをお勧め高いせん断応力をよりROS産生を誘導することがる。また、このCSSチップはαトコフェロールの異なる濃度に応じて、ROSの産生を研究するために使用された、ビタミンE細胞の形態の酸化防止剤は、せん断応力を加えた0のαトコフェロール、3.2、12.5、21.9によって刺激しました、および25μg/ mlの。 図1Eに示すように、濃度が増加するにつれて、21.9μgの/ mlのより低いαトコフェロール濃度について、蛍光強度は、ROSの産生を減少させるのにαトコフェロールの効果を示し、減少しました。しかし、濃度としてαトコフェロールのこの高い濃度は、より低い濃度と比較してはるかにROSを排除しなかったことを示唆し、25μgの/ mlの、また、増加した平均強度に増加しました。 化学・電気フィールド（CEF）チップ CEFチップは、1mm厚のPMMAおよび0.2で形成されていますその上にパターン化流体チャネルと2 mmの両面テープ（ 図2Aおよび2B）。同様に、「クリスマスツリー」構造は、5つの培養領域に0、1/8、1/2、7/8、および1の5相対濃度を作成します。また、これらの5つの並列領域は、電気回路に類似の流体経路を形成するように垂直に接続されています。培養領域内に発生する電界が領域を通過する流体流路の断面積、及び直流（DC）の導電率に関係しています。キルヒホッフの電圧法則とオームの法則によると、5培養の分野における電流Iが印加されたDC（ 図2C）であり、それぞれ0.49 I、0.25 I、0.13 I 0.08 I、および0.05 I、です。このチップは、細胞遊走およびproductioを観察するために肺癌CL1-5細胞を培養するためのペトリ皿に0.22 mm厚両面テープを介して取り付けられています。異なる化学濃度および電場に応答したROSのN。 まず、このチップは、ホノキオールの異なる濃度、排出係数の異なる強度、および両方の併用治療に応答してROSの産生を研究するために使用しました。ホノキオール、属マグノリアから単離された低分子ポリフェノールは、前臨床試験28における抗血管新生、抗炎症、および抗腫瘍特性を有することが見出されました。 図2Dに示すように、ROSの生成はほぼ67 MV /ミリメートル未満のEFについて同じであったが、この値以上のEFの増加とともに増加した。 図2Eは、電界およびホノキオールの併用治療の下で、ROSレベルはほぼとどまったことを示し同、ホノキオールは、外因性のROSの産生を阻害し（ すなわち 、EFの刺激に関連するROS）、特により高い排出係数下であることを示します。単一または共存化学下での細胞遊走/電気刺激もまた、このCEFチップを用いて調べました。 図2Fに見られるように、EFの強度が増加するにつれて、ホノキオールを添加せずに、移動速度が増加しました。異なる濃度のホノキオールを加えた後、移動速度は、ホノキオールのROSの産生を阻害することを介して、おそらく細胞遊走を減少させたことを示唆している、一般的に減少しました。移行directednessは、図2Gに示されています。 EFの存在下でのみ、肺癌細胞（負の値を有する）は、アノードに向かって顕著な指向性遊走を示しました。異なる濃度のホノキオールを追加した後、すべてのEF-刺激領域の移行directednessのわずかな減少が見られました。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54397/54397fig1.jpg" /> 図1：化学物質の影響とせん断が肺癌細胞にストレスを研究するために使用される化学せん断応力（CSS）チップ2。3 PMMA基板の（A）三層がCSSのチップを形成するために2つの両面テープを介して一緒に結合されています。 （B）統合CSSチップ。 （C）上部：CL 1-5細胞の蛍光および明視野像H 2 O 2の異なる濃度で処理しました。 =50μmのスケールバー。底：SEMで平均蛍光強度は、H 2 O 2の異なる濃度でプロットしました。 （D）トップ：異なるせん断応力下でのCL 1-5細胞の蛍光画像。 =50μmのスケールバー。下：SEMで平均蛍光強度が異なるせん断応力でプロットしました。 （E）トップ：CL 1-5細胞の蛍光および明視野画像αトコフェロールの異なる濃度のせん断応力で刺激された後。 =50μmのスケールバー。下：SEMで平均蛍光強度は、αトコフェロールの異なる濃度でプロットしました。 wがここに提示されたデータもともと参照23で公開されている。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54397/54397fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/54397/54397fig2.jpg" /> 図2：化学物質の影響および肺癌細胞22に電場を研究するために使用される化学-電界（CEF）チップ。 PMMAの（A）1層CEFチップを形成するために、両面テープを介して培養皿上に結合されます。 （B）CSSチップの流体パターン。 （C）マイクロ流体チップの等価電気回路。 （D）左：排出係数の異なる強度で処理された後の蛍光およびCL 1-5細胞の明視野像。 =50μmのスケールバー。右：平均蛍光SEMでの強度は、排出係数の異なる強度でプロットしました。 （E）左：蛍光およびCL 1-5細胞の明視野像を組み合わせたホノキオールとのEFで処理された後。 =50μmのスケールバー。右：SEMで平均蛍光強度を合わせホノキオールとのEFでプロットしました。 （F）のみ（対照としてマーク）のEFと組み合わせホノキオールとのEFで処理された後CL1-5細胞の移動速度が（ホノキオールとしてマークされています）。 （G）（ホノキオールとしてマーク）のみ（対照としてマーク）のEFと組み合わせホノキオールとのEFで処理された後CL1-5細胞の遊走directedness。ここで提示されたデータは、もともと参照22に掲載された。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54397/54397fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Designing Microfluidic Devices for Studying Cellular Responses Under Single or Coexisting Chemical/Electrical/Shear Stress Stimuli

Micro-fabricated devices integrated with fluidic components provide an in vitro platform for cell studies mimicking the in vivo micro-environment. We developed polymethylmethacrylate-based microfluidic chips for studying cellular responses under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli.

シングルまたは共存化学/電気/せん断応力刺激下で細胞応答を研究するためのマイクロ流体デバイスを設計

Microfluidic devices are capable of creating a precise and controllable cellular micro-environment of pH, temperature, salt concentration, and other ...

designing-microfluidic-devices-for-studying-cellular-responses-under

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.8K ビュー.  National Taiwan University. Micro-fabricated devices integrated with fluidic components provide an in vitro platform for cell studies mimicking the in vivo micro-environment. We developed polymethylmethacrylate-based microfluidic chips for studying cellular responses under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli.

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Microfabricated Platforms for Mechanically Dynamic Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or fundamental cell biology studies is limited by current bioreactor technologies, which cannot simultaneously apply a variety of mechanical stimuli to cultured cells. In order to address this issue, we have developed a series of microfabricated platforms designed to screen for the effects of mechanical stimuli in a high-throughput format. In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and further demonstrate how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

機械的にダイナミックな細胞培養のための微細加工プラットフォーム

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or ...

生物工学

Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well quantifiable fluid shear stresses1.
Our flow chamber design and flow circuit (Fig. 1) contains a transparent viewing region that enables testing of cell adhesion and imaging of cell morphology immediately before flow (Fig. 11A, B), at various time points during flow (Fig. 11C), and after flow (Fig. 11D). These experiments are illustrated with human umbilical cord blood-derived endothelial progenitor cells (EPCs) and porcine EPCs2,3.
This method is also applicable to other adherent cell types, e.g. smooth muscle cells (SMCs) or fibroblasts.
The chamber and all parts of the circuit are easily sterilized with steam autoclaving. In contrast to other chambers, e.g. microfluidic chambers, large numbers of cells (&gt; 1 million depending on cell size) can be recovered after the flow experiment under sterile conditions for cell culture or other experiments, e.g. DNA or RNA extraction, or immunohistochemistry (Fig. 11E), or scanning electron microscopy5. The shear stress can be adjusted by varying the flow rate of the perfusate, the fluid viscosity, or the channel height and width. The latter can reduce fluid volume or cell needs while ensuring that one-dimensional flow is maintained. It is not necessary to measure chamber height between experiments, since the chamber height does not depend on the use of gaskets, which greatly increases the ease of multiple experiments. Furthermore, the circuit design easily enables the collection of perfusate samples for analysis and/or quantification of metabolites secreted by cells under fluid shear stress exposure, e.g. nitric oxide (Fig. 12)6.

We are describing a method to subject adherent cells to laminar flow shear stress in a sterile continuous flow circuit. The cells' adhesion, morphology can be studied through the transparent chamber, samples obtained from the circuit for metabolite analysis and cells harvested after shear exposure for future experiments or culture.

層流のせん断応力下の内皮前駆細胞を評価するために、平行平板フローチャンバーと定常流回路

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well ...

A Microfluidic Device with Groove Patterns for Studying Cellular Behavior

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior. This microfluidic platform consists of a top fluidic channel and a bottom microgrooved substrate. To fabricate the microgrooved channels, a top poly(dimethylsiloxane) (PDMS) mold containing the impression of the microfluidic channels was aligned and bonded to a microgrooved substrate. Using this device, mouse fibroblast cells were immobilized and patterned within microgrooved substrates (25, 50, 75, and 100 &mu;m wide). To study apoptosis in a microfluidic device, media containing hydrogen peroxide, Annexin V, and propidium iodide was perfused into the fluidic channel for 2 hours. We found that cells exposed to the oxidative stress became apoptotic. These apoptotic cells were confirmed by Annexin V that bound to phosphatidylserine at the outer leaflet of the plasma membrane during the apoptosis process. Using this microfluidic device with microgrooved patterns, the apoptosis process was observed in real-time and analyzed by using an inverted microscope containing an incubation chamber (37&deg;C, 5% CO2). Therefore, this microfluidic device incorporated with microgrooved substrates could be useful for studying the cellular behavior and performing high-throughput drug screening.

We describe a protocol for the fabrication of microfluidic devices that can enable cell capture and culture. In this approach patterned microstructures such as grooves within microfluidic channels are used to create low shear stress regions within which cell can dock.

細胞挙動を研究するための溝パターンを用いたマイクロ流体デバイス

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior.  This microfluidic platform consists of a top fluidic channel ...

生物学

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a comparative manner. Multiwell plates are routinely used to compare many different strains or cell lines, but allow limited control over the environment dynamics. Microfluidic devices, on the other hand, allow exquisite dynamic control over the surrounding conditions, but it is challenging to image and distinguish more than a few strains in them. Here we describe a method to easily and rapidly manufacture a microfluidic device capable of applying dynamically changing conditions to multiple distinct yeast strains in one channel. The device is designed and manufactured by simple means without the need for soft lithography. It is composed of a Y-shaped flow channel attached to a second layer harboring microwells. The strains are placed in separate microwells, and imaged under the exact same dynamic conditions. We demonstrate the use of the device for measuring protein localization responses to pulses of nutrient changes in different yeast strains.

We present a simple method to produce microfluidic devices capable of applying similar dynamic conditions to multiple distinct strains, without the need for a clean room or soft lithography.

複数の異なった株を勉強するためのマイクロ流体デバイス

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

マイクロ流体技術は、Cell変形能の探査

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

微細と3D微小血管の組立

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

動的圧縮で軟性細胞を刺激するマイクロ流体プラットフォーム

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...

Generation of Dynamical Environmental Conditions using a High-Throughput Microfluidic Device

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and organs are either highly expensive, like robotics, or lack nanoliter volume and millisecond time accuracy in liquid manipulation. We herein present the design and fabrication of a microfluidic system, which consists of 1,500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. To demonstrate the capacities of the microfluidic device, neural stem cell (NSC) spheres are maintained in the proposed system. We observed that when the NSC sphere is exposed to CXCL in day 1 and EGF in day 2, the round-shaped conformation is well maintained. Variation in the input order of 6 drugs causes morphological changes to the NSC sphere and the expression level representative marker for NSC stemness (i.e., Hes5 and Dcx). These results indicate that dynamic and complex environmental conditions have great effects on NSC differentiation and self-renewal, and the proposed microfluidic device is a suitable platform for high throughput studies on the complex life machinery.

We present a microfluidic system for high throughput studies on complex life machinery, which consists of 1500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. The microfluidic chip allows for the analysis of the highly complex and dynamic micro-environmental conditions in vivo.

ハイスループットマイクロ流体装置を用いた動的環境条件の生成

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and ...

Developing 3D Organized Human Cardiac Tissue within a Microfluidic Platform

The leading cause of death worldwide persists as cardiovascular disease (CVD). However, modeling the physiological and biological complexity of the heart muscle, the myocardium, is notoriously difficult to accomplish in vitro. Mainly, obstacles lie in the need for human cardiomyocytes (CMs) that are either adult or exhibit adult-like phenotypes and can successfully replicate the myocardium&#39;s cellular complexity and intricate 3D architecture. Unfortunately, due to ethical concerns and lack of available primary patient-derived human cardiac tissue, combined with the minimal proliferation of CMs, the sourcing of viable human CMs has been a limiting step for cardiac tissue engineering. To this end, most research has transitioned toward cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) as the primary source of human CMs, resulting in the wide incorporation of hiPSC-CMs within in vitro assays for cardiac tissue modeling.
Here in this work, we demonstrate a protocol for developing a 3D mature stem cell-derived human cardiac tissue within a microfluidic device. We specifically explain and visually demonstrate the production of a 3D in vitro anisotropic cardiac tissue-on-a-chip model from hiPSC-derived CMs. We primarily describe a purification protocol to select for CMs, the co-culture of cells with a defined ratio via mixing CMs with human CFs (hCFs), and suspension of this co-culture within the collagen-based hydrogel. We further demonstrate the injection of the cell-laden hydrogel within our well-defined microfluidic device, embedded with staggered elliptical microposts that serve as surface topography to induce a high degree of alignment of the surrounding cells and the hydrogel matrix, mimicking the architecture of the native myocardium. We envision that the proposed 3D anisotropic cardiac tissue-on-chip model is suitable for fundamental biology studies, disease modeling, and, through its use as a screening tool, pharmaceutical testing.

The goal of this protocol is to explain and demonstrate the development of a three-dimensional (3D) microfluidic model of highly aligned human cardiac tissue, composed of stem cell-derived cardiomyocytes co-cultured with cardiac fibroblasts (CFs) within a biomimetic, collagen-based hydrogel, for applications in cardiac tissue engineering, drug screening, and disease modeling.

マイクロ流体プラットフォーム内での3D組織化ヒト心臓組織の開発

The leading cause of death worldwide persists as cardiovascular disease (CVD). However, modeling the physiological and biological complexity of the heart ...

Electrophysiological Recordings of Single-cell Ion Currents Under Well-defined Shear Stress

Fluid shear stress is well known to play a major role in endothelial function. In most vascular beds, elevated shear stress from acute increases in blood flow triggers a signaling cascade resulting in vasodilation thereby alleviating mechanical stress on the vascular wall. The pattern of shear stress is also well known to be a critical factor in the development of atherosclerosis with laminar shear stress being atheroprotective and disturbed shear stress being pro-atherogenic. While we have a detailed understanding of the various intermediate cell signaling pathways, the receptors that first translate the mechanical stimulus into chemical mediators are not completely understood. Mechanosensitive ion channels are critical to the response to shear and regulate shear-induced cell signaling thereby controlling the production of vasoactive mediators. These channels are among the earliest activated signaling components to shear and have been linked to shear-induced vasodilation through promoting nitric oxide production (e.g., inwardly rectifying K+ [Kir] and transient receptor potential [TRP] channels) and endothelium hyperpolarizing factor (e.g., Kir and calcium-activated K+ [KCa] channels) and shear-induced vasoconstriction through an undetermined mechanism that involves piezo channels. Understanding the biophysical mechanism by which these channels are activated by shear forces (i.e., directly or through a primary mechano-receptor) could provide potential new targets to resolve the pathophysiology associated with endothelial dysfunction and atherogenesis. It is still a major challenge to record flow-induced activation of ion channels in real time using electrophysiology. The standard methods to expose cells to well-defined shear stress, such as the cone and plate rheometer and closed parallel plate flow chamber do not allow real time study of ion channel activation. The goal of this protocol is to describe a modified parallel plate flow chamber that allows real time electrophysiological recording of mechanosensitive ion channels under well-defined shear stress.

The goal of this protocol is to describe a modified parallel plate flow chamber for use in investigating real time activation of mechanosensitive ion channels by shear stress.

明確に定義されたせん断応力下の単一細胞イオン電流の電気生理学的記録

Fluid shear stress is well known to play a major role in endothelial function. In most vascular beds, elevated shear stress from acute increases in blood ...