The Authors would first like to acknowledge all students from the freshman Biology 121- Ecology Module lab at Juniata College for their help in generating data used in this study. We would also like to thank Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg, and Taylor Cox for their assistance in acquiring materials necessary to develop this methodology. Additionally, we would like to thank Dr. Norris Muth and Dr. John Unger for their advice on methodological development and Dr. Jill Keeney and the Biology department for their support of this endeavor. We would also like to thank the anonymous reviewers that have helped to shape and focus this manuscript.&#160; Last but not least, I&#39;d like to thank Hudson Grant for his help with the initial stonefly collection for use in development of this technique

注：この実験は、脊椎動物を使用していなかったため、動物実験委員会のためのジュニアータカレッジの研究所による承認を必要としませんでした。しかし、脊椎動物で使用するために、この方法を適応個人のために、IACUCの承認が求められるべきです。 1.フィールドのサンプル採取<ol><li> 1時間のトランジットでの最大推奨時間で輸送中の時間を最小限にするために迅速に決定し、評価収集する機能のための潜在的なフィールドサイトを、店舗、および輸送カワゲラ。 </li><li>少なくとも35カワゲラ12を収集するために、標準的なキック-netの手順に従って、選択したフィールドサイトで十分な時間をキックネットサンプリングを行います。 </li><li>ストリームから2センチメートルの最大径と河川水と岩の50 Lを収集します。 </li><li>ストリームサイトの温度に設定し冷蔵庫に水槽を置きます。水族館にストリームサイトで収集した岩を配布し、水槽ごとの河川水4Lで埋めます。場所20-30水族館あたりカワゲラを収集し、各タンクに水族館バブラーに取り付けられたバブリングの石を配置し、継続的に水に室内空気を追加するバブラーをオンにします。 </li><li>カワゲラは、48時間の期間のための水族館で新しい環境に調整することができます。 </li></ol><img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54430/54430fig1.jpg" /> 図1.溶存酸素操作のために設定します。（A）1）男性のホースバーブ2）ストッパーシールの場所に銅管用の継手はよく確保フラスコを密封するために検討しました。 （B）1）サイドアームフラスコに1.9水2）ガス管とそれぞれ窒素バブリングと室内空気のバブリングで使用するための空気バブラー（青）、3）窒素タンクのLとゲージ値4）2リットルのフラスコを充填した2 L真空管5水没）溶存酸素計で水0.4 Lで満たされた。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">にはこちらをクリックしてください</a>この図の拡大版を表示します。 2.実験のセットアップ<ol><li> （ 図1Bの1）に示されているように作業台の上に、2 Lサイドアームフラスコのサイドアームに標準壁の真空管を接続します。 </li><li> 12℃に設定し、冷蔵庫に集め河川水を保持する3 Lのプラスチック容器からの河川水の1.9リットルでフラスコを埋めます。 </li><li>フラスコ内部のビューを不明瞭にすることなく、サイドアームフラスコの周りに氷浴を保持し、氷でトレイを満たすのに十分な大きさのトレイ上のフラスコやチューブを置きます。 </li><li>容器にガスを提供し、するには、1）銅管の通過を可能にするためにゴム栓二つ直径3mmの穴をドリル2） 図1Bの2 LサイドアームフラスコにDO計のプローブ（1） 。 </li><li>ストッパーにDOプローブのワイヤーの着座を可能にするために、穴の一つにストッパーの端から横方向の切開を行います。 </li><li> 3ミリメートルオスホースとカプラーを接続バーブ（ 図1A中1）直径2mmの銅管の一部に。このパイプは、ストッパーを介して到達しながら、フラスコの底から10cm以内に到達するのに十分な長さであることを確認してください。 </li><li>ストッパーの底部からの長さまでのストッパーにおける第二の穴は、フラスコの底から10cm以内に到達するのに十分ですが、カプラーとのパイプを配置します。 </li><li>パイプ上のカプラに3ミリメートルの直径0.75メートルの長さ、薄壁ポリエチレンガス管を接続します。 </li><li>フラスコにDOプローブと銅管の両方をスライドさせ、ストッパー付きフラスコを密封します。 </li><li>ストッパーとフラスコ、ならびにパイプとストッパ内のプローブ線との間にぴったりとフィットとの間のセキュアシールを確認してください。 </li><li>水道水0.4リットルで1リットルのフラスコを記入し、氷浴と真空フラスコとトレイに隣接して配置します。 </li><li> 1Lのフラスコの水中に大きな真空フラスコからのポリエチレンチューブを浸します。確保しますそれは、実験を通して沈めたままになりますようにテープでチューブ。 </li><li>水族館室内空気バブラーに真空フラスコから3ミリメートルの直径のガスラインを接続します。水に室内空気と酸素を紹介する水族館バブラーに接続することによってバブルに2リットルのフラスコ内の水を開始します。 </li><li> 5分間またはDOの平衡がDOにほとんど変化が発生していることなど、チャンバ内に確立されるまで、DO計で水のDO濃度と温度を監視します。 </li></ol> 3.実験のセットアップの安定性試験<ol><li>カワゲラの添加前にDOの安定性のための各セットアップをテストします。 </li><li>カワゲラは腕立て伏せの助けとなる基板を有するように、2リットルのフラスコに3つまたは​​4つの岩を追加します。 </li><li>バブラーからのガス管を切断し、窒素ガスラインに取り付けることにより、DOのトライアル操作を開始します。 </li><li>約40のために時間あたり20立方フィート（CFH）で窒素をバブリング開始1分秒。 </li><li> DOは、標的濃度の0.5ミリグラム/ Lの範囲内まで低下した後、15 CFHに流れを減少し、濃度がターゲットに減少することを可能にします。 </li><li>目標濃度に達するとすぐに、窒素の流れを止めます。 </li><li> DOは目標を下回った場合に目標濃度に濃度を返すために水槽室内空気バブラーを使用してください。 </li><li> DOは、セットアップのテスト時に不安定である場合には、水温が安定して変化していない、水量は1.9 Lのままであると水が出て泡立てていない確認、およびすべての付属品にシールがしっかりと密封されたように見えます。 </li><li> 3試験が行われており、実験者は、DOを制御する能力に自信を持っていたら、再び平衡状態にバブラーバブルにガスラインを取り付けます。 </li><li>水族館バブラーに直径3mmのガスラインを取り付けての濃度まで水に室内空気の追加を開始することにより、平衡にバブル水中の酸素が増加または3分間変更されません。 </li><li>平衡状態でたら、バブリングを停止し、フラスコを開封。 </li></ol> 4.カワゲラプッシュアップ実験<ol><li>実行するための試行回数を決定するために、観察者の数でカワゲラの合計数を割ります。 </li><li>カワゲラ（腕立て伏せの回数）の行動反応を評価するために、2および10mg / Lの間で異なるDOレベルを決定します。 </li><li>ゴム栓でフラスコを再シール、その後、裁判ごとに1フラスコを設定し、フラスコ（この設計内の4カワゲラ）へのオブザーバーがあるとしてカワゲラの同じ番号を追加し、バックフラスコにプローブとのパイプを配置します。 注：それはカワゲラがサンプリングされた場所からのストリームのDO濃度だったので、最初は10ミリグラムの濃度をDO / Lは、最初の観測点として選ばれました。 </li><li>水は以下に2.10から2.11までステップバブリングすることによっての10mg / Lになったら、開始水温を記録可能フラスコ内の岩の基板に取り付けるためのカワゲラ。 </li><li>カワゲラが示す上下身体の動きであるプッシュアップ動作の正確なカウントを保証するために、単一のカワゲラを見るためにだけ1オブザーバーを割り当てます。 </li><li> 3分間の観察期間にわたって観察された腕立て伏せの回数をカウントし、記録します。 </li><li>次の実験DOレベルにDOを操作し、追加実験のレベルの3分の観察期間を繰り返します。 注記：この実験計画の範囲内で、三つの異なるDOレベルを評価しました。 </li></ol> 5.統計解析<ol><li>統計分析を実行するには、指定されたDOの裁判のためのグループ全体の4カワゲラ全体で腕立て伏せの平均数を使用します。 </li><li> COVとして各実験試験の順序（レベルDO）と温度を使用して、腕立て伏せやDO濃度の数に分散分析（ANOVA）を実行するために無料のR統計計算ソフトウェア12を使用してくださいariates。単一因子の離散レベルとしてDOを分析しました。 </li><li>正常13をチェックするために、残差にアンダーソン・ダーリングの正規性検定を使用してください。 </li><li> DO濃度に対する腕立て伏せの平均数をプロットすることにより、データに線形回帰を実行します。 </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

重要なステップ この手順では、水生生物の行動研究を実行するために実験室の設定でDOを操作するための簡単​​かつ効率的な方法を提供します。私たちは、直接成果に関連し、この実験を行う際に注意すべきいくつかの重要なステップ/アイテムがあることが見つかりました。試験内では、水、上記ガスの分圧の変化、及びそれに続くDO変動を回避するためにチャンバ圧力を維持するた?...

溶存酸素（DO）、水生生態系内の生物学的および生態学的プロセスの数を媒介するのに重要な鍵と生理化学的パラメータです。急性および慢性の致死低酸素に対するエクスポージャーは、特定の水生昆虫の成長率を低下させ、1さらさ昆虫の生存率を低下させます。このプロトコルは、動物の行動への影響を観察するために河川水にDOレベルを操作する制御方法を提供するために開発されました。すべての好気性水生生物の生存が住んでいて、再生するためには、酸素濃度に依存するため、DOの濃度の変化は、多くの場合、生物による行動の変化に反映されます。複数のモバイル水生無脊椎動物や魚は高いDO 2,3でロケールを求めることにより、低酸素濃度（低酸素）に応答することが観察されています。あまり携帯水生生物については、DOの摂取量を増加させるための行動適応が唯一の現実的な選択肢かもしれません。 PLECの水生大型無脊椎動物順6 - optera（カワゲラ）は、それらの外鰓4渡って、酸素の水の流れ、および取り込みを増加させるために「プッシュアップ」の動きを実行するために注目されています。これらの適応行動は、自然環境および実験室の実験で観察されています。 水中のDOの実験室での操作は、動物行動研究のための重要な機会を開きますが、方法論の展開で大きなギャップが存在します。例えば、ある研究では、窒素でガス処理以下の低酸素環境にオオクチバス（ オオクチバス ）の生理学的な応答時間を評価するために、大きな水槽を使用したが、わずかな詳細は方法論7について与えられています。ゼブラフィッシュ（ ゼブラフィッシュ ）で実行別の研究では、水にガスを供給し、水8のDOを低減するために、窒素ガスと多孔質石を使用します。化学ベースのアプリケーションの場合は、溶剤の脱ガスのための方法は、特殊な利用します装置9から11の溶剤から酸素を除去するが、動物の行動研究には適していません。これらの研究は、水から酸素を除去する方法を採用しているが、何の記述方法は、変更を行うために応答して、動物の行動の評価を可能にするであろうが同定されませんでした。 以下に説明するこの方法は、十分に窒素ガスを用いて水のDOの操作のためのプロトコルを説明するための試みです。さらに、この方法は、新入生レベルの生物学実験室で使用したカワゲラの振る舞い​​（腕立て伏せ）とDOとの関係を観察することに向けて開発されました。この方法の主な利点の1つは、それが簡単に一般的なガラス製品、ほとんどの二次および高等教育機関へのアクセスの材料と実験室内で実行することができるということです。プロトコルは、個人が研究や教育用途のために記載された目標を達成するための手順をスケーリングするためにできるように、また容易に適応可能です。 </P&gt;

<table><tbody><tr><td>Filter flask 2 L</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td></td></tr><tr><td>Rubber Stopper size 6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z164534</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene 180 Clear Plastic Tubing</td><td>Thermo Scienfitic</td><td>8001-1216</td><td></td></tr><tr><td>Whisper 60 air pump</td><td>Tetra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard flexible Air line tubing</td><td>Penn Plax</td><td>ST25</td><td></td></tr><tr><td>0.25 inch Copper tubing</td><td>Lowes Home Improvement</td><td>23050</td><td></td></tr><tr><td>Male hose barb</td><td>Grainger</td><td>5LWH1</td><td></td></tr><tr><td>Female Connector</td><td>Grainger</td><td>20YZ22</td><td></td></tr><tr><td>Heavy Duty Dissolved Oxygen Meter</td><td>Extech</td><td>407510</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen gas</td><td>Matheson TRIGAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Radnor AF150-580 Regulator</td><td>Airgas</td><td>RAD64003036</td><td></td></tr></tbody></table>

a simple approach to manipulate dissolved oxygen for animal behavior observations

実験室環境中の溶存酸素（DO）を操作する能力は、生態系と生物行動の質問の数を調査する重要なアプリケーションを持っています。ここで説明するプロトコルは、低酸素と無酸素状態に起因する水​​生生物における行動反応を研究するために、DO操作するための、簡単な再現性、および制御方法を提供します。窒素は、一般的に実験室の設定で使用されていると、水の脱ガスを行いながら、生態（水生）アプリケーションのための明示的な方法は、文献中に存在せず、このプロトコルは、生物応答を観察するために水をdegasifyするためのプロトコルを記述する最初のものです。この技術およびプロトコルは、水生無脊椎動物のために直接適用するために開発されました。しかし、小魚、両生類、および他の水生脊椎動物を簡単に置き換えることができます。これは、2 mg / Lでから5分の動物観察期間までのための安定した11ミリグラム/ Lの範囲のDOレベルを簡単に操作することができます。5分間の観察期間を超えて水の温度が上昇し始め、10分にはDOでレベルが維持するにはあまりにも不安定になりました。プロトコルは、入門教育ラボや高レベルの研究用途への迅速な実装を可能にし、研究の生物へのスケーラブルな再現性、および信頼性があります。この技術の期待される結果は、生物の行動応答に溶存酸素の変化を関連付ける必要があります。

<html>説明セットアップの6件の試験は、カワゲラが水の中に別のDO濃度に応じて行う腕立て伏せの回数を定量化するために教育実験室の設定で24新入生学部学生によって行われました。 DOレベル内および各試行内で行わ腕立て伏せの平均数は、図2にDOレベルに対する腕立て伏せをプロットするためにプールした。ANOVAとしてだけでなく、DO濃度、試験の順序?...

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A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

この記事では、動物行動研究のための実験室の設定で溶存酸素条件を操作するためのシンプルで再現性のあるプロトコルについて説明します。このプロトコルは、溶存酸素濃度の変化に大型無脊椎動物、魚類、または両生類の生物応答を評価するために、両方の教育と研究室の設定で使用してもよいです。

動物の行動観察のための溶存酸素を操作するための単純なアプローチ

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

a-simple-approach-to-manipulate-dissolved-oxygen-for-animal-behavior

Research

JoVE Journal

Environment

9.2K ビュー.  Juniata College. この記事では、動物行動研究のための実験室の設定で溶存酸素条件を操作するためのシンプルで再現性のあるプロトコルについて説明します。このプロトコルは、溶存酸素濃度の変化に大型無脊椎動物、魚類、または両生類の生物応答を評価するために、両方の教育と研究室の設定で使用してもよいです。 

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The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

Oの底生交流<sub&gt; 2</sub&gt;、N<sub&gt; 2</sub小さなコアインキュベーションを使用&gt;と溶存栄養素

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

環境学

Laboratory Simulation of an Iron(II)-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria

A conventional concept for the deposition of some Precambrian Banded Iron Formations (BIF) proceeds on the assumption that ferrous iron [Fe(II)] upwelling from hydrothermal sources in the Precambrian ocean was oxidized by molecular oxygen [O2] produced by cyanobacteria. The oldest BIFs, deposited prior to the Great Oxidation Event (GOE) at about 2.4 billion years (Gy) ago, could have formed by direct oxidation of Fe(II) by anoxygenic photoferrotrophs under anoxic conditions. As a method for testing the geochemical and mineralogical patterns that develop under different biological scenarios, we designed a 40 cm long vertical flow-through column to simulate an anoxic Fe(II)-rich marine upwelling system representative of an ancient ocean on a lab scale. The cylinder was packed with a porous glass bead matrix to stabilize the geochemical gradients, and liquid samples for iron quantification could be taken throughout the water column. Dissolved oxygen was detected non-invasively via optodes from the outside. Results from biotic experiments that involved upwelling fluxes of Fe(II) from the bottom, a distinct light gradient from top, and cyanobacteria present in the water column, show clear evidence for the formation of Fe(III) mineral precipitates and development of a chemocline between Fe(II) and O2. This column allows us to test hypotheses for the formation of the BIFs by culturing cyanobacteria (and in the future photoferrotrophs) under simulated marine Precambrian conditions. Furthermore we hypothesize that our column concept allows for the simulation of various chemical and physical environments &#8212; including shallow marine or lacustrine sediments.

Laboratory Simulation of an IronII-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria

We simulated a Precambrian ferruginous marine upwelling system in a lab-scale vertical flow-through column. The goal was to understand how geochemical profiles of O2 and Fe(II) evolve as cyanobacteria produce O2. The results show the establishment of a chemocline due to Fe(II) oxidation by photosynthetically produced O2.

光合成細菌の増殖を探検する鉄（II）リッチ先カンブリア時代マリン湧昇システムの実験室でのシミュレーション

A conventional concept for the deposition of some Precambrian Banded Iron Formations (BIF) proceeds on the assumption that ferrous iron [Fe(II)] upwelling ...

A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response to diel-cycling hypoxia. A Wheatstone bridge was connected to strain gauges that were attached to the shells of oysters (Crassostrea virginica). The recorded signals allowed for the opening and closing of the bivalves to be recorded continuously over two-day periods of experimentally-induced diel-cycling hypoxia and diel-cycling changes in pH. Here, we describe a protocol for developing an inexpensive strain gauge monitor and describe, in an example laboratory experiment, how we used it to measure the valve gape behavior of Eastern oysters (C. virginica), in response to diel-cycling hypoxia and cyclical changes in pH. Valve gape was measured on oysters subjected to cyclical severe hypoxic (0.6 mg/L) dissolved oxygen conditions with and without cyclical changes in pH, cyclical mild hypoxic (1.7 mg/L) conditions and normoxic (7.3 mg/L) conditions. We demonstrate that when oysters encounter repeated diel cycles, they rapidly close their shells in response to severe hypoxia and close with a time lag to mild hypoxia. When normoxia is restored, they rapidly open again. Oysters did not respond to cyclical pH conditions superimposed on diel cycling severe hypoxia. At reduced oxygen conditions, more than one third of the oysters closed simultaneously. We demonstrate that oysters respond to diel-cycling hypoxia, which must be considered when assessing the behavior of bivalves to dissolved oxygen. The valve SGM can be used to assess responses of bivalve molluscs to changes in dissolved oxygen or contaminants. Sealing techniques to better seal the valve gape strain gauges from sea water need further improvement to increase the longevity of the sensors.

A Strain Gauge Monitor SGM for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

Understanding the behavioral responses of bivalve suspension-feeders to environmental variables, such as dissolved oxygen, can explain some ecosystem processes. We have developed an inexpensive, laboratory-based, strain gauge monitor (SGM) to measure valve gape responses of oysters, Crassostrea virginica, to diel-cycling hypoxia and cyclical pH.

ひずみゲージ モニター (SGM) 研究室による日周サイクリング酸素分圧および pH 応答の二枚貝軟体動物の連続弁 Gape 測定

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response ...

Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological states of islet hypoxia, especially in transplant environments. Standard hypoxic chamber techniques cannot modulate both stimulations at the same time nor provide real-time monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors. To address these difficulties, we applied a multilayered microfluidic technique to integrate both aqueous and gas phase modulations via a diffusion membrane. This creates a stimulation sandwich around the microscaled islets within the transparent polydimethylsiloxane (PDMS) device, enabling monitoring of the aforementioned coupling factors via fluorescence microscopy. Additionally, the gas input is controlled by a pair of microdispensers, providing quantitative, sub-minute modulations of oxygen between 0-21%. This intermittent hypoxia is applied to investigate a new phenomenon of islet preconditioning. Moreover, armed with multimodal microscopy, we were able to look at detailed calcium and KATP channel dynamics during these hypoxic events. We envision microfluidic hypoxia, especially this simultaneous dual phase technique, as a valuable tool in studying islets as well as many ex vivo tissues.

Microfluidic oxygen control confers more than just convenience and speed over hypoxic chambers for biological experiments. Especially when implemented via diffusion through a membrane, microfluidic oxygen can provide simultaneous liquid and gas phase modulations at the microscale-level. This technique enables dynamic multi-parametric experiments critical for studying islet pathophysiology.

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological ...

生物工学

Anaerobic Protein Purification and Kinetic Analysis via Oxygen Electrode for Studying DesB Dioxygenase Activity and Inhibition

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic purification methods. This manuscript illustrates the technical details involved in the anaerobic purification process, including the preparation of buffers and reagents, the methods for column chromatography in a glove box, and the desalting of the protein prior to kinetics. Also described are the methods for preparing and using an oxygen electrode to perform kinetic characterization of an oxygen-utilizing enzyme. These methods are illustrated using the dioxygenase enzyme DesB, a gallate dioxygenase from the bacterium Sphingobium sp. strain SYK-6.

Here we present a protocol for anaerobic protein purification, anaerobic protein concentration, and subsequent kinetic characterization using an oxygen electrode system. The method is illustrated using the enzyme DesB, a dioxygenase enzyme which is more stable and active when purified and stored in an anaerobic environment.

嫌気性蛋白質の浄化および DesB ジオキシゲナーゼ活性と抑制の勉強用酸素電極による速度論的解析

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic ...

生化学

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system comprises a chamber featuring a simple setup that is nevertheless robust to induce and maintain a specific oxygen concentration and temperature in any experimental solution of choice. The presented system is very cost-effective but highly functional, it allows induction and sustainment of hypoxia for direct experiments in vivo and for various time periods up to 48 h.
To monitor and study the effects of hypoxia, we have employed two methods - measurement of levels of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1&#945;) in whole embryos or specific tissues and determination of retinal stem cell proliferation by 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU) incorporation into the DNA. HIF-1&#945; levels can serve as a general hypoxia marker in the whole embryo or tissue of choice, here embryonic retina. EdU incorporation into the proliferating cells of embryonic retina is a specific output of hypoxia induction. Thus, we have shown that hypoxic embryonic retinal progenitors decrease proliferation within 1 h of incubation under 5% oxygen of both frog and zebrafish embryos.
Once mastered, our setup can be employed for use with small aquatic model organisms, for direct in vivo experiments, any given time period and under normal, hypoxic or hyperoxic oxygen concentration or under any other given gas mixture.

We introduce a novel hypoxic chamber system for use with aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system is simple, robust, cost-effective and allows the induction and sustainment of hypoxia in vivo and for up to 48 h. We present 2 reproducible methods to monitor the effectiveness of hypoxia.

生きた蛙およびゼブラフィッシュの胚における低酸素の誘導

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

発生生物学

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers (mainly phosphorus concentration and light intensity) and species composition on primary productivity. Primary productivity is mainly driven by light intensity, temperature, availability of nutrients, and distribution of the ionic species of the carbonate system in the respective depths of the euphotic zone. It is a complex system that is very difficult to simulate in the laboratory. This cheap, transportable, and easy-to-build floating barge allows measuring the primary productivity accurately-directly under the actual natural conditions. The methodology is based on measuring the primary productivity in real time using noninvasive oxygen sensors integrated into tightly sealed glass jars, enabling online oxygen flux monitoring and providing new insights into metabolic activities. Detailed seasonal in situ measurements of gross primary productivity of microbial mats (or other benthic organisms) can improve current knowledge of the processes controlling primary productivity dynamics in lentic waters.

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Presented here is a cost-effective and transportable method/facility for measuring the primary productivity of microbial mats under actual in situ environmental temperature and light conditions. The experimental setup is based on widely available materials and can be used under various conditions while offering the advantages of laboratory-based models.

レンティック水域のペリフィトン群集の その場 一次生産性を低コストに測定する方法

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

行動学

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

に低酸素の影響を検討するために定義され気体環境を作成する<em&gt; C.エレガンス</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

生物学

ショウジョウバエの微小呼吸器測定法の適応 - CASK変異体代謝への洞察

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

著者スポットライト:ショウジョウバエのメラノガスターと砂漠に適応したカブトムシに対する温度の影響 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

電量マイクロレスピロメトリーを用いたショウジョウバエのメラノガスターにおけるO2消費量の測定

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...

動物の行動観察のための溶存酸素を操作するための単純なアプローチ

要約

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Oの底生交流

光合成細菌の増殖を探検する鉄（II）リッチ先カンブリア時代マリン湧昇システムの実験室でのシミュレーション

ひずみゲージモニター (SGM) 研究室による日周サイクリング酸素分圧および pH 応答の二枚貝軟体動物の連続弁 Gape 測定

Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

嫌気性蛋白質の浄化および DesB ジオキシゲナーゼ活性と抑制の勉強用酸素電極による速度論的解析

生きた蛙およびゼブラフィッシュの胚における低酸素の誘導

レンティック水域のペリフィトン群集のその場一次生産性を低コストに測定する方法

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

に低酸素の影響を検討するために定義され気体環境を作成する

電量マイクロレスピロメトリーを用いたショウジョウバエのメラノガスターにおける_O2消費量の測定

動物の行動観察のための溶存酸素を操作するための単純なアプローチ

要約

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Oの底生交流

光合成細菌の増殖を探検する鉄（II）リッチ先カンブリア時代マリン湧昇システムの実験室でのシミュレーション

ひずみゲージ モニター (SGM) 研究室による日周サイクリング酸素分圧および pH 応答の二枚貝軟体動物の連続弁 Gape 測定

Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

嫌気性蛋白質の浄化および DesB ジオキシゲナーゼ活性と抑制の勉強用酸素電極による速度論的解析

生きた蛙およびゼブラフィッシュの胚における低酸素の誘導

レンティック水域のペリフィトン群集の その場 一次生産性を低コストに測定する方法

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

に低酸素の影響を検討するために定義され気体環境を作成する

電量マイクロレスピロメトリーを用いたショウジョウバエのメラノガスターにおけるO2消費量の測定

ひずみゲージモニター (SGM) 研究室による日周サイクリング酸素分圧および pH 応答の二枚貝軟体動物の連続弁 Gape 測定

レンティック水域のペリフィトン群集のその場一次生産性を低コストに測定する方法

電量マイクロレスピロメトリーを用いたショウジョウバエのメラノガスターにおける_O2消費量の測定