Name: analysis of protein import into chloroplasts isolated from stressed plants
Uploaded: 2016-11-01T11:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
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この作品は、バイオテクノロジー・生物科学研究会議からPJへの助成金によってサポートされていました（BBSRC; REFを付与BB / K018442 / 1。）。

1.シロイヌナズナ植物の成長とストレス処理<ol><li> MS基礎塩混合物4.3グラム添加することによって、1ムラシゲのL及びスクーグ（MS）培地を調製し、10gのスクロース0.5 gで2-（N-モルホリノ）エタンスルホン酸（MES）1 Lの純水まで、および調整水酸化カリウム（KOH）で5.7のpH。 120℃で20分間phytoagar、オートクレーブの6グラムを追加します。 <ol><li>固化する前に、（ - プレートあたり25 mLのMS培地20と直径9センチメートル、高さ1.5センチメートル、）ラウンドペトリ皿に培地を注ぎます。プレートは蓋を閉じる前に、層流フード中〜1時間乾燥することができます。 </li></ol></li><li> 70％の1mLの0.02％（v / v）のトリトンX-100を含有し、連続して5〜10分間振盪（v / v）エタノールを添加することによって表面滅菌1.5 mLの試験管にシロイヌナズナの種子を置きます。 150本の苗木 - 各遺伝子型/条件については、10ペトリ皿ごと運ぶ〜100を準備します。 </li><li>種子がに落ち着くまで、約10秒間待ってくださいチューブの底、その後、ピペッティングにより上清を捨てます。 100％エタノール1 mLを加え、10分間再びチューブを振ります。 </li><li>種子は殺菌されている間、層流フードを準備します。 、サンプルあたりろ紙一枚を取る播種を容易にするために、半分に折り、そしてフード100％エタノール中に浸します。それが完全に乾くまで待ってください。それは、より迅速に、70％エタノールより蒸発するように100％エタノールを使用することに留意されたいです。 </li><li>細かい端から〜5ミリメートル1 mLのピペットチップカットを使用してピペットで濾紙上に種子を転送します。 15分 - 約10を取るべきである、それらを乾燥することができます。 </li><li>各MS培地ペトリ皿上に均等に150殺菌した種子、および外科テープで各プレートをシール - 〜100をまきます。 </li><li>奨励し、発芽を同期させるために4日間 - 逆さま2用の4℃でプレートを保管してください。古い種子を4℃で（週まで）長く滞在する必要があるかもしれません。 </li><li>植物組織培養室にプレートを移し、逆さまアップそれらを残します。20℃で長い日サイクルで8 D（1、光、8時間暗- - 2・sで16時間100マイクロモル・メートル）のために植物を育てます。 </li><li>植物が流フード中で、8日齢であるストレス処理については、優しくストレッサーを含む液体MS培地の滅菌フラスコに、エタノール滅菌手袋を着用して手でそれらを掻き落とし、寒天培地からそれらを転送する（ 例えば 、 、200mMのマンニトール）。寒天培地の上に運ぶことは避けてください。滅菌ホイルでフラスコの口を覆い、植物が穏やかに振盪（〜100 rpm）ででオービタルシェーカーでさらに2日間の工程1.8と同様の条件で成長することができます。 </li></ol> 2. in vitro転写/翻訳により前駆体タンパク質を作ります注：このプロトコルは、私は、テンプレート/プレタンパク質としてD前駆体（pPsaDを）サブユニットシロイヌナズナ光化学系の使用を想定していますが、この方法は、他の人と互換性があります。 <ol&gt; <li> pBlueScript II SKベクター（または上流のT7プロモーターを有する任意の他の同様のベクター）13の多重クローニング部位（MCS）にpPsaDのコード配列（CDS）をクローニング。 DNA単離キットを用いてプラスミド（をpBSK-pPsaD）を精製し、DNA配列決定により配列を確認してください。 注：すべての手順は、標準的な分子クローニング技術を採用しています。 </li><li> 260 nmの吸光度を測定するように設定し、分光光度計を用いたpBSK-pPsaDプラスミドDNA濃度を決定します。 10 ngの/μLの最終濃度にプラスミドを希釈します。 </li><li>テンプレートとして希釈したプラスミドを用いて、（35サイクル）20μLPCRを実行します。 2μLの10×ポリメラーゼバッファー、2μLの2mMのdNTPを、1μLの5 mMのM13フォワードプライマー（5&#39;-TGT AAA ACG ACG GCC AGT-3 &#39;）、1μL5 mMのM13リバースプライマー（5：次のように反応を準備します「-CAG GAA ACA GCT ATG ACC-3 &#39;）、1μLは、最大全反応容量を作ることをpBSK-pPsaDプラスミド、1 UのTaqポリメラーゼ、及び蒸留水を希釈20μL。以下のように、標準的なPCRプログラムを使用してください：95°C、5分。 [95°C、30秒の35サイクル。 56℃、30秒。 72℃、30秒）。 72℃、5分間。 </li><li> cDNAの正確​​な増幅を確認し、関連を定量化するためにTAE緩衝液中の1％（w / v）アガロースゲル（トリス-HCl、pH7.6の、20mMの酢酸、1mMのEDTA）でPCR産物の5μLを実行します濃度を確認するための基準に相対的なバンド。さらにアプリケーションのために-20℃で製品の残りの部分を格納します。 </li><li>以下のように、PCR DNAと互換性のウサギ網状赤血球溶解物ベースの無細胞転写/翻訳系を用いて、50μLの反応を準備します。40μL網状赤血球溶解液を転写/翻訳系から、2.5μL放射性標識された[35 S]メチオニン、11μCiの/ mLの（比活性：&gt;千CI /ミリモル）、2.5μLの滅菌蒸留水、および5μLpPsaD PCR産物（100から800 ngの）。 注意：手袋、実験用衣類や安全GLASを着用SES放射性物質を取り扱います。作業面や機器を監視し、除染。承認された廃棄物容器内のすべての放射性廃棄物を処分。 </li><li> 30℃の水浴中で90分間、反応をインキュベートします。氷の上にサンプルを置くことによって反応を停止させます。 </li><li>オートラジオグラフィー、フルオロまたは蛍光イメージングに続く標準ドデシル硫酸ナトリウムポリアクリルアミドゲル電気泳動（SDS-PAGE）で確認するための試験試料と反応（同じ体積でも、ステップ5.7の入力コントロールとして機能することができる）の1μLを除去します。良好な結果がpPsaD（〜23 kD）の分子量に対応するはっきりと強いバンドの観察によって示されています。さらにアプリケーションのために-80℃で反応の残りの部分を格納します。 </li></ol> 3.葉緑体の単離<ol><li>以下のストック溶液を準備します。 <ol><li> 0.6 Mソルビトール、10mM塩化マグネシウム：葉緑体の単離緩衝液（CIB、2倍）を準備（のMgCl 2）、10 mMのエチレングリコール四酢酸（EGTA）、10mMのエチレンジアミン四酢酸（EDTA）、20mMの重炭酸ナトリウム（ 炭酸水素ナトリウム）、40mMの4-（2-ヒドロキシエチル）ピペラジン-1-エタンスルホン酸（HEPES） ; KOHでpH 8.0に調整します。 、2X CIBの2リットルを調製し、アリコートを作製し、長期保存のために-20℃に保管し、又は短期貯蔵のために4℃で。蒸留水で1;：1xのCIBを作成するには、2倍CIB 1を希釈これは、葉緑体の分離実験の日に新たに調製することができます。 </li><li> HEPES-のMgSO 4 -Sorbitolバッファ（HMS、1倍）を準備します50mMのHEPES、3mMの硫酸マグネシウム（MgSO 4）し、0.3 Mソルビトール;水酸化ナトリウム（NaOH）でpH8.0に調整します。 、緩衝液を400mLを調製アリコートを作成し、長期保存のために-20℃に保管し、又は短期貯蔵のために4℃で。 </li></ol></li><li>低温室でまたは氷の上で次の手順のすべてを行っています。目の前にソリューション、デバイス、機器、およびローターのすべてを予冷arting。 </li><li> 50 mL遠心チューブに13 mLのパーコール、13 mLの2倍CIBバッファ、および5mgのグルタチオンを混合し、4℃で30分（ブレーキオフ）のために43,000×gで混合物を遠心分離することにより、連続的な密度勾配を準備します。遠心分離した後、勾配を乱さないよう、後で使用するために氷の上にそれを維持するために注意してチューブを処理します。 </li><li> 1リットルのビーカーに遺伝子型/条件当たり1×CIBの100ミリリットルを転送します。 <ol><li>ふるいにそれらを傾けて液体媒体から苗を取り出し、別のCIB含有ビーカーに移します。その後、新鮮なCIBの100mLでそれを交換する前に、すべての残留液体培地を除去するために、CIBで組織をすすぎます。 </li></ol></li><li>均質化のために、各50 mLビーカーに開催された新鮮なCIBの20ミリリットルを使用してラウンド、均質化の5つの連続したラウンドでサンプルあたり1×CIBの100ミリリットルの合計を使用します。 <ol><li>均質化の最初のラウンドのために、できるように、手で50 mLのビーカーに植物組織を転送前の保持バッファは、あなたの指を介して排出します。最初のラウンドでの組織のほとんどを使用してみてください、それは緩衝液で浸されていることを確認します。これが不可能な場合は、第二ラウンドで残りの未使用の組織をご紹介します。 </li></ol></li><li>組織内に組織ホモジナイザーのプローブを配置し、1の2つのパルスを用いて均質化 - 2秒ごと。穏やかな圧搾により250 mLの遠心管に濾過布の2層を通してホモジネートをフィルタリングします。ろ液を保持し、50 mLビーカーに戻って組織を移します。 </li><li>均質化の最初のラウンドで使用されていない残りの組織を追加し、50 mLのビーカーに第20 mLのCIBのアリコートを配置し、均質化および濾過手順を繰り返します。このように、繰り返しCIBの100ミリリットルの全てまで、3.5と3.6のステップ（ すなわち 、20ミリリットルの5アリコート）まで使用し、得られたろ液を組み合わせてきました。 </li><li>遠心分離機4℃で5分（上のブレーキ）1,000×gでプールされたホモジネート、およびオフ注ぎます上清をすぐにペレットを乱さないように注意しながら、遠心分離が完了したことを以下に示します。軽くチューブを氷上に攪拌することにより、チューブ内に残っ残留上清中にペレットを再懸濁。ピペッティングまたはボルテックスによって活発に再懸濁されません。 </li><li>穏やか受信チューブの壁を介してそれを適用するためにパスツールピペットを使用して、既成の連続的な密度勾配の上部にホモジネートを転送します。勾配を乱すことは避けてください。 4℃で10分（ブレーキオフ）のための7800×gで、スイングバケットローターで遠心分離。 注：2つの緑のバンドが、遠心分離後の勾配で見ることができます下のバンドは、無傷の葉緑体を含み、上のバンドは、壊れた葉緑体が含まれています。 </li><li>ピペッティングによりトップバンドを捨て、その後、勾配当たり最大8ミリリットルの容量を維持し、新鮮な50 mL遠心管にパスツールピペットで下側のバンドを移します。 </li><li>トン〜1×HMSの25 mLのチューブにバッファを追加し、二回チューブを反転O葉緑体からパーコールを洗います。 4℃で5分（上のブレーキ）1,000×gで、スイングバケットローターと遠心機で再びチューブを置きます。 </li><li>上清を捨て、慎重に穏やかにチューブを氷上に攪拌することにより、チューブ内に残っ残留HMSで葉緑体ペレットを再懸濁します。 （ペレットの大きさと第4節でカウントに基づいて）必要であれば、HMSの300μL、あまりにも多くのサンプルを希釈しないようにしてください - 追加の100を追加します。 <ol><li>氷の上で葉緑体を保管してください。葉緑体は、下流の用途に使用される前に、毎回、それらを再懸濁し、チューブを横に振ります。常に葉緑体を転送する（拡大細孔を持つ）カットピペットチップを使用します。 </li></ol></li></ol>葉緑体の収量および無傷の4分析<ol><li> 1.5 mLのチューブで495μLの1x HMSのバッファに分離された葉緑体の5μLを追加し、1得るためにチューブを転倒混和：100希釈を。 </li><li>プラ血球計の計数室の上にカバーガラスをCE。ゆっくりピペット〜40 - カバーガラスと計数室との間の隙間に希釈された葉緑体懸濁液60μL。 10Xや20X目的とした位相差顕微鏡を使用して、無傷の葉緑体は、ラウンドと明るく見える光のハローに囲まれています。 注：顕微鏡下で、1ミリメートル2カウント面積が25大きな四角であり、計数室の中心に16の小さな正方形を含む各。 </li><li> 10大きな四角内の葉緑体の数をカウントします。少なすぎたり多すぎたり、葉緑体が存在する場合、それに応じて希釈係数（上記のステップ4.1）を調整し、手順を繰り返して10〜30の大平方あたりの葉緑体の数が平均化する必要があります。 </li><li>次のようミリリットル（濃度）あたりの葉緑体の数を計算します。nは（ステップ4.3で算出された大きな広場あたりの葉緑体の平均数）25×（大正方形の総数））100（希釈係数×25の正方形上記のボリュームが0.1mm 3であるので、（）、1ミリリットルあたりのデータを表現するためにスケーリング係数10×4。 </li><li>ステップ3.12で得られた葉緑体懸濁液の体積濃度を乗じて葉緑体の実際の収量を計算します。通常、50以上×10 6葉緑体を得ることができます。 </li></ol> 5.葉緑体のタンパク質のインポート<ol><li>以下のストック溶液を準備します。 <ol><li> 10倍HMSバッファを準備します：500mMのHEPES、30mMのMgSO 4を、および3.0 Mソルビトール; NaOHでpHを8.0に調整します。短期保存用の長期保存のために4℃で、このバッファ、アリコートし、-20℃で保存、50mLのを準備します。 </li><li> 1×HMS緩衝液に溶解し、50mMのEDTA：輸入停止緩衝液を準備します。 -20℃で、このバッファ、アリコート、および店舗の50ミリリットルを準備します。 </li><li> （W 60mMのトリス-HCl、pH6.8の、10％（v / v）グリセロール、2％：2×タンパク質装填緩衝液を調製します/ V）SDS、0.005％（w / v）のブロモフェノールブルー。 4℃で50ミリリットル、およびストアを作成します。使用直前に、バッファの900μLの1 Mの1,4-ジチオスレイトール（DTT）の100μLを追加します。 </li></ol></li><li> 、3の時点で時間経過を実行する3つの管の輸入停止緩衝液の130μLアリコートを含む各を用意し、氷の上に置いておくにします。 （遺伝子型/条件あたり）2 mL試験管中の450μLのインポート反応を準備します。使用直前にすべての材料を解凍します。 <ol><li> 1インポート反応のために、一般的にμL容積の10×10 6葉緑体を使用します。例えば、葉緑体の濃度が2.5×10 8 / mLである場合、40μL葉緑体の懸濁液を使用しています。 3つの時間点は、3×μLが必要になります（ つまり 、この例では120μL）。 </li><li> 、;（この例では、すなわち、48 B = [600-3×A] / 10）蒸留水（全量600μLを作るために）、BμLの10x HMSバッファ：次の順序で氷上で反応成分を混ぜます12μL1 Mグルコン酸（カリウム塩）、6μLの1MのNaHCO 3、6μL20％（w / v）のBSA、30μLの100mMアデノシン5&#39;-三リン酸マグネシウム塩（をMgATP）、24μLの250mMのメチオニン（放射標識されません）、および30μL、タンパク質前駆体。すぐにインポート反応を開始する前に、3×葉緑体のμLを加え、穏やかにチューブをタップして混ぜます。 </li></ol></li><li> 2・sで- - 1光100マイクロモル・メートル下の水浴中で25℃で反応チューブをインキュベートします。時折、葉緑体を再懸濁し、チューブをフリック。 </li><li>時間経過を行うために、pPsaDのために〜12分（4,8及び12分の時点が適当であるまである輸入の直線範囲内で必要な時点で反応から130μLアリコートを撤回この場合）。線形範囲の期間は、異なるタンパク質14のために変化することができます。したがって、Tを最適化する前に、各個々のプレをテストするために提案されています彼は時間を指します。 </li><li>すぐに撤退時に、優しくチューブをタップして混ぜ、氷冷輸入停止緩衝液のチューブにそれぞれ130μLのアリコートを転送し、時間経過が完了するまで氷上ですべてのチューブを保持しています。 </li><li>遠心分離機マイクロフュージで12,000×gで30秒のすべてのサンプルは、ピペットで上清を破棄し、再懸濁ペレットボルテックスで15μL2倍のタンパク質ローディングバッファーインチ</li><li>全てのサンプルに加えて、標準的なSDS-PAGE及びオートラジオグラフィー、フルオロまたは蛍光イメージング15によってpPsaD入力制御（ステップ2.7からの各インポート反応に添加量の10％にpPsaD相当を含有）を分析します。結果を定量化し、分析するために画像解析ソフトウェアを使用してください。取り込み効率の指標を提供するために、異なる遺伝子型/状態にインポートされたタンパク質の量は、それぞれ、成熟バンドに関連した放射能を測定することによって評価することができます。 </li></ol>

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Cell Sci. 117 (17), 3975-3982 (2004).</li></ol>

Authors have nothing to disclose.

我々は最近、葉緑体タンパク質のインポートが積極的に葉緑体の機能や植物の生存3のために重要であるストレスによって調節することができることを示しました。その研究では、このような調節をモニターするために、我々は、ストレス条件下で生育させた植物の輸入能力の評価を可能にするために、私たちの葉緑体の単離およびインビトロ取り込みアッセイ手順で修飾しました 。結果は、葉緑体タンパク質の輸入規制でSP1の重要な役割を示しました。 従来のin vitroでの輸入アッセイは、標準のMS寒天培地6,17,18上に成長させた植物を使用しています。ここに記載SP1突然変異体の場合には、このような従来のアッセイは、WT 3タンパク質インポート相対の違いを明らかにしませんでした。タンパク質取り込みは、本明細書に記載される方法（ 図1）を用いて、ストレス条件下で評価される場合しかし、タンパク質取り込みの調節におけるSP1の役割が明確に明らかにされます。それメートルしばらくAY直接（メソッドはそれぞれ、液体培養及び寒天培地上で成長した植物を利用するように）従来のアッセイから得られたものとストレス状態の分析からインポートデータを比較することはできない、ストレスと非ストレス条件間の比較が可能ということに提供されています植物は、すべてまたはストレス要因なしで、同じ液体培地で増殖させます。 寒天培地上のストレス処理と比較して、液体培養物は、インビトロ取り込みアッセイのために必要な植物の多数の治療のためのより便利です。また、短期ストレス治療のために特に重要である、すべての植物に、ストレッサーの均一な適用を容易にします。ここに提示された方法は、マンニトール処理を用いて浸透圧ストレスを研究するために適用されているが、容易に他のストレスの広い範囲に適合させることができます。例えば、対応するストレッサーをb可能性があるために、短期的な塩ストレスと酸化ストレス、eは、同様にMS液体媒体を介して適用されます。ストレスの他のタイプのために、私たちはストレスの度合いが最初に最適化されている示唆しています。過度に厳しい処置は、単離された細胞小器官の収率および/または輸入能力に悪影響を与える可能性があり。 以下に詳述するように、1つは、特別な注意を払う必要があるプロトコル内のいくつかの重要なステップがあります。 メーカーによって - （w / vで、0.9％0.6）MS培地のための最適な寒天濃度が異なることがあります。したがって、経験的に実験を開始する前に寒天濃度を最適化することをお勧めします。媒体は、それが収穫段階（ステップ1.9）で組織にこだわっていない、どちらも、それは植物の根の発達を阻害することに一生懸命でなければならないほどソフトであってはなりません。スクロース濃度を使用しても、植物に応じて調整することができます。 （w / v）のスクロースは、植物がよく育つのを助けることができる3％ - 特に病気の突然変異体で作業する場合、MS培地は、2を補いました。ときアプリストレス処理横たわって、液体培地（ 例えば 、&gt; 14日齢）に非常に古い工場を移転するのはよくないです。古い植物のより発展した根がより簡単譲渡の際に破損しているためです。 小麦胚芽に基づくもの、およびウサギ網状赤血球に基づくもの：転写/翻訳系に関しては、2つの主要なシステムがあります。これらのキットは、このような線状化プラスミド、unlinearizedプラスミド、またはPCR産物などの異なるテンプレートを使用することができます。キットはまた、T3、T7、およびSP6プロモーターに特異的です。我々はここでお勧めのキットは、PCR産物およびT7プロモーターとの使用にのみ適していることに注意してください。しかし、未知の理由のために、このシステムで作られたいくつかの放射性標識されたプレタンパク質は、インポートアッセイで効率的に動作しない場合があります。このような場合に、一つはコムギ胚芽抽出物系またはプラスミド鋳型のためのもの、網状赤血球溶解物系を試みる考慮することができます。 1つはまた、転写/翻訳の再の結果を改善することができますメーカーのハンドブックに従って反応条件を変更することによって、アクション。 無傷の細胞小器官の分離を妨げることができ、光合成による葉緑体の内部のデンプンの蓄積を避けるために早朝（または早期成長チャンバの光サイクルにおける）における葉緑体の分離を開始することが重要それです。葉緑体の単離手順は不要な遅延なく迅速に行わなければならず、孤立した葉緑体は常に冷たい保たなければなりません。これは徐々に良くない彼らの生存能力を、失うことになる葉緑体を単離し、観察を軽減することです。新たに解凍したCIBまたはHMSバッファを使用している場合は、均一な溶液を得るために、使用前によくバッファーを混合するようにしてください。植物材料の均質化のための最適な条件は、経験的に確立されており、異なる組織ホモジナイザーを使用している場合変更することができます。 異なる植物遺伝子型はsimilaが含まれている場合Rクロロフィル濃度は、クロロフィルの定量化は、インポートアッセイを行う前に、サンプルを正規化する別の方法として使用することができます。クロロフィルは、80％で単離された葉緑体の試料の抽出（v / v）のアセトン水溶液19,20以下の分光光度法で測定することができます。植物の輸入率は（ 例えば 、クロロ表現型を有する変異体）が比較される別のクロロフィル内容を示す場合は、インポートアッセイで葉緑体のサンプルを正規化するためにカウント葉緑体番号を使用します。なお、ステップ3.11で徹底的に葉緑体を再懸濁することが特に重要です。不十分な再懸濁は、それが困難な正確な数字をカウントするようになりますので、輸入反応で正しいロードを妨げるであろう、葉緑体の集合体を残すことができます。重度の凝集は顕微鏡下で見ている場合（ 例えば 、&gt; 10葉緑体を接合して集約）、aggregatまで氷上に葉緑体サンプルを振っ続けますESは削除されます。バッファの小容量で葉緑体を再懸濁する方が簡単です。 タンパク質輸入反応（第5節）は、それらの放射性性質の適切な予防措置を用いて実施されなければならないことを認識することが重要です。必要な予防措置が含まれます：監視と作業面と機器の汚染除去、および承認された廃棄物容器内のすべての放射性廃棄物の処分、使い捨て手袋、実験室の衣類と安全メガネを着用して。また、正しい浸透圧が輸入反応の間葉緑体の完全性を維持するために重要であるということを覚えておいて、これは主にHMSバッファによって維持されています。 10X HMSが粘性であるので、最初に室温にまで加温しても、その後完全に混合し、そして正確な体積の測定を確実にするために切断されたピペットチップを使用して適用すべきです。インポート反応において、冷メチオニンは無関係chloroplに遊離放射標識メチオニンの取り込みを阻害するために添加されますインキュベーション工程の間オルガネラ翻訳を通じてASTタンパク質、BSAは、プロテアーゼの基質として作用することによってタンパク質分解を最小限にするために使用されます。

葉緑体は植物の緑の組織内に存在する非常に豊富細胞小器官です。彼らは、光合成におけるそれらの重要な役割、糖に二酸化炭素を変換するので、地球1のほぼすべての生活を支援するために光エネルギーを使用して処理するためのよく知られています。また、葉緑体（および色素体と呼ばれる関連オルガネラの広いファミリーは）、アミノ酸、脂質、顔料、および、重力や病原体のチャレンジとして環境シグナルの感知の生合成を含む、植物の他の多くの重要な役割を果たしています。光合成は、特定の状況下で有用な役割を有する、副生成物として、反応性酸素種（ROS）を生成するが、場合に損傷あるいは致死効果を引き起こす可能性が過剰生産します。 ROSの過剰産生は、特に有害な環境条件によって促進され、したがって、葉緑体は密接にそのような塩分や浸透圧ストレス2などの非生物的ストレスに対する応答にリンクされています。 Chのloroplastsは、複雑な構造を有しています。それぞれの葉緑体は、外側と内側の膜で構成され、エンベロープと呼ばれる二重膜の外層に囲まれています。内部的には、光合成の光反応が起こるチラコイドと呼ばれる別の膜システムがあります。 2膜システムとの間の水性区画コール炭素固定に関与している間質、があります。葉緑体は、最大3,000〜に異なるタンパク質を含んでいてもよく、これらのタンパク質の大部分は、前駆体の形で細胞質ゾルで合成され、エンベロープ膜1における専用のタンパク質transloconsを介して細胞小器官にインポートする必要があります。興味深いことに、最近の研究では、葉緑体タンパク質のインポートが積極的に規制されていることが示されており、そのように葉緑体プロテオームの制御の重要なレベルを発揮することができます。例えば、タンパク質移入は番目の豊富の直接の調節を介して非生物的ストレスに応答することができることを2015年に報告されましたユビキチン-プロテアソーム系3によって葉緑体（TOC）の外側エンベロープ膜における電子トランスロコン。 精製された葉緑体を使用してインビトロ合成前駆体タンパク質において 、タンパク質取り込みは、in vitro 4,5 で再構成することができます。したがって、in vitroの方法は、タンパク質の輸入機械の推定成分の分析のためにとタンパク質のインポートとその調節のメカニズムを発見するための重要な手法となっている別の変異植物6にインポートの速度を評価するために使用することができます。また、葉緑体は、葉緑体タンパク質7,8のサブオルガネラ局在化およびトポロジーの研究を容易にすることができるin vitroでの輸入、以下、さらに分別またはプロテアーゼ消化を用いて処理することができます。 我々は説明しますようにストレスによってタンパク質移入の調節を研究するために、私たちは日常的葉緑体分離法を修正しましたここに。重要なことには、葉緑体を8日間培地寒天標準ムラシゲ・スクーグ（MS）上で増殖させ、その後、比較的短い、制御された応力の治療を提供し、ストレッサーを補充した液体MS培地に移しておいた植物体から単離しました。このようなストレス処理した植物から単離された葉緑体の収率および能力は、in vitroタンパク質移入アッセイ3 の下流と互換性があります。葉緑体の分離プロトコルに加えて、我々は、堅牢であることが判明していると広く3,9-12を使用されているin vitroでのタンパク質のインポート、私たちの日常的方法を提示します。

<table><tbody><tr><td>Murashige and Skoog basal salt&amp;nbsp;</td><td>Melford</td><td>M0221</td><td></td></tr><tr><td>phytoagar</td><td>Melford</td><td>P1003</td><td></td></tr><tr><td>2-(N-morpholino) ethane sulfonic acid (MES)</td><td>Melford</td><td>B2002</td><td></td></tr><tr><td>triton X-100</td><td>Fisher</td><td>BPE151-500</td><td></td></tr><tr><td>surgical tape (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Micropore, 3M)</td><td>3M</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>filter paper</td><td>Fisher</td><td>FB59023</td><td></td></tr><tr><td>Percoll</td><td>Fisher</td><td>10607095</td><td></td></tr><tr><td>Ethylene Glycol Tetraacetic Acid (EGTA)</td><td>Sigma</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>Fisher</td><td>D/0700/53</td><td></td></tr><tr><td>4-(2-hydroxyethyl)piperazine-1-ethanesulfonic acid (HEPES)</td><td>Melford</td><td>B2001</td><td></td></tr><tr><td>filtration cloth (Miracloth)</td><td>Calbiochem</td><td>475855</td><td></td></tr><tr><td>50 mL centrifuge tube</td><td>Fisher</td><td>CFT-595-040M</td><td></td></tr><tr><td>250 mL centrifuge bottle</td><td>Fisher</td><td>CFT-891-V</td><td></td></tr><tr><td>Polytron (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Kinematica PT10-35)</td><td>Fisher</td><td>11010070</td><td></td></tr><tr><td>Polytron probe (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Kinematica PTA20S)</td><td>Fisher</td><td>11030083</td><td></td></tr><tr><td>centrifuge (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Beckman Coulter Avanti JXN-26, for 50 and 250 mL tubes)</td><td>Beckman Coulter</td><td>B34182</td><td></td></tr><tr><td>fixed-angle rotor for 250&amp;nbsp;mL bottles (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, JLA-16.250)</td><td>Beckman Coulter</td><td>363930</td><td></td></tr><tr><td>fixed-angle rotor for 50&amp;nbsp;mL tubes (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, JA-25.50)</td><td>Beckman Coulter</td><td>363058</td><td></td></tr><tr><td>swinging-bucket rotor for 50 mL tubes (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, JS-13.1)</td><td>Beckman Coulter</td><td>346963</td><td></td></tr><tr><td>radiolabeled [&lt;sup&gt;35&lt;/sup&gt;S] methionine</td><td>Perkin Elmer</td><td>NEG072002MC</td><td></td></tr><tr><td>rabbit reticulocyte lysate based cell-free translation system (TNT T7 Quick kit for PCR DNA)</td><td>Promega</td><td>L5540</td><td></td></tr><tr><td>phase-contrast microscope (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Nikon Eclipse 80i)</td><td>Nikon</td><td>unavailable</td><td></td></tr><tr><td>haemocytometer (Improved Neubauer BS748 chamber)</td><td>Hawksley Technology</td><td>AC1000</td><td>0.1 mm depth, 1/400 mm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>cover glasses</td><td>VWR</td><td>16004-094</td><td>22 mm &amp;times; 22 mm, thickness 0.13-0.17 mm</td></tr><tr><td>1.5 mL microfuge tubes</td><td>Sarstedt</td><td>72.690.001</td><td></td></tr><tr><td>2 mL microfuge tubes</td><td>Starlab</td><td>S1620-2700</td><td></td></tr><tr><td>microfuge (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Eppendorf 5415D)</td><td>Eppendorf</td><td>unavailable</td><td></td></tr><tr><td>Nanodrop 2000 spectrophotometer or similar</td><td>Thermo Fisher</td><td>SPR-700-310L</td><td></td></tr><tr><td>gluconic acid (potassium salt)</td><td>Fisher</td><td>22932-2500</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>MgATP</td><td>Sigma</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>methionine</td><td>Sigma</td><td>M6039</td><td></td></tr><tr><td>bromophenol blue</td><td>Fisher</td><td>B/P620/44</td><td></td></tr><tr><td>glycerol</td><td>Fisher</td><td>G/0650/17</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Fisher</td><td>S/5200/53</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base&amp;nbsp;</td><td>Melford</td><td>B2005</td><td></td></tr><tr><td>dithiothreitol (DTT)</td><td>Melford</td><td>MB1015</td><td></td></tr><tr><td>image analysis software (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Aida Image Analyzer)</td><td>Raytest</td><td>unavailable</td><td></td></tr></tbody></table>

analysis of protein import into chloroplasts isolated from stressed plants

葉緑体は、光合成が、多数の他の代謝およびシグナル伝達機能のみならず、植物の多くの重要な役割を持つ細胞小器官です。さらに、葉緑体には、塩分濃度や浸透圧ストレスなどの様々な非生物的ストレスに対する植物の応答のために重要です。葉緑体は、それ自身のゲノムによってコードされているいくつかの〜3,000の異なるタンパク質まで含むことができます。しかし、葉緑体タンパク質の大部分は、核にコードされ、細胞質ゾル中で合成し、これらのタンパク質は、葉緑体エンベロープ膜でtransloconsを通して葉緑体にインポートする必要があります。最近の研究では、葉緑体タンパク質の取り込みを積極的ストレスによって調節することができることを示しています。生化学的ストレス条件下でのタンパク質の取り込みのような調節を調べるために、我々は簡単に任意の実験室で達成することができる迅速かつ簡単な手順としてここで説明された方法を開発しました。この方法では、植物は、通常のconditio下で増殖させその後、ナノ秒と液体培養でのストレス条件にさらさ。植物材料を回収し、葉緑体は、次いで、均質化によって放出されます。粗ホモジネートを、無傷の葉緑体の単離を可能にする、密度勾配遠心分離により分離されます。葉緑体収率は、計数によって評価され、葉緑体完全性を顕微鏡でチェックされます。タンパク質取り込みアッセイのために、精製された葉緑体は、 インビトロ翻訳された前駆体タンパク質に 35 S放射性標識とインキュベートされ、時間経過実験は、ストレス条件下での遺伝子型の間の輸入率の比較を可能にするために行われます。我々は、規制変異体から葉緑体へのタンパク質の取り込みの速度は、特に浸透圧ストレス条件下で変化していることを示し、この方法を用いて生成されたデータを提示します。

3の時点で、例えば葉緑体タンパク質移入実験は、 図1に示されている。PSADは〜23 kDの16の前駆体形態で、私は間質にさらさ光化学の〜18 kDのコンポーネントです。その定常状態レベルは、変異体3での輸入効率の変化を示唆し、ストレス条件下で、WTに対して、SP1突然変異体で上昇しているため、PSADは、インビトロのタンパク質移入アッセイのためにここで選択しました。 SP1タンパク質3 - SP1突然変異体は、葉緑体タンパク質の輸入機械の重要な調節因子の欠陥を運びます。通常の条件下で生育した植物から単離された葉緑体については、SP1とWTの間PSADインポートには明らかな差はなかった（データは示していない）3。しかし、ここで説明する方法を使用すると、浸透圧的から分離された葉緑体にPSADのインポートを評価します明確な差が検出された、植物を強調しました。我々は両方の遺伝子型を持つ時間依存的に成熟タンパク質の形の蓄積を観察しながら、輸入の割合は、我々の以前の結果3と一致している、SP1の葉緑体（ 図1）のためのよりWTの葉緑体で有意に低かった、と明らかにしストレス条件下でPSADの葉緑体の輸入を規制におけるSP1タンパク質の重要な役割。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54717/54717fig1.jpg" /> 図1.プロテインインポートアッセイは、浸透圧ストレス条件下で成長させた植物から単離された葉緑体を使用して実施。葉緑体は、10日齢のWT（COL-0）とのストレス条件下で成長SP1突然変異体シロイヌナズナ植物（200mMのマンニトール）から単離しました2日間。 （A）タンパク質の取り込みは、[35 S] -Metを用いて行きました。pPsaD hionine標識し、SDS-PAGEおよび蛍光イメージングにより分析前に4、8、12分間進行させました。並行して、 インビトロで翻訳されたタンパク質（IVT） で含むpPsaD 10％の入力制御を分析しました。間でそれらの強度は、時間経過（*）の間に変化しなかったので、おそらく切り捨てまたはタンパク質分解翻訳産物に対応する2つのバンドが存在する間pPsaDの前駆体（プレ）と（マット）の成熟形態が示されています。ストレス条件下で生育させたWTおよびSP1植物からの葉緑体への輸入の割合を比較する（B）は 、A内のインポートされた成熟タンパク質に対応するバンドの強度を定量化しました。すべてのデータは、12分後のWT植物から葉緑体でのインポートされたタンパク質の量の割合として表現されている。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54717/54717fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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ストレスを受けた植物から単離された葉緑体へのタンパク質のインポートの分析 |生物学 |ビデオ

Analysis of Protein Import into Chloroplasts Isolated from Stressed Plants

ここでは、ストレス下での単離された葉緑体へのタンパク質のインポートを研究するための新しい方法を説明します。この方法は、迅速かつ簡単であり、葉緑体蛋白質の輸入のための異なるストレス条件、及び対応する調節機構の影響を研究するために適用することができます。

ストレス植物から単離された葉緑体へのタンパク質のインポートの分析

Chloroplasts are organelles with many vital roles in plants, which include not only photosynthesis but numerous other metabolic and signaling functions. ...

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20.9K ビュー.  University of Oxford. ここでは、ストレス下での単離された葉緑体へのタンパク質のインポートを研究するための新しい方法を説明します。この方法は、迅速かつ簡単であり、葉緑体蛋白質の輸入のための異なるストレス条件、及び対応する調節機構の影響を研究するために適用することができます。 

ビデオ: Analysis of Protein Import into Chloroplasts Isolated from Stressed Plants

Isolation of Physiologically Active Thylakoids and Their Use in Energy-Dependent Protein Transport Assays

Chloroplasts are the organelles in green plants responsible for carrying out numerous essential metabolic pathways, most notably photosynthesis. Within the chloroplasts, the thylakoid membrane system houses all the photosynthetic pigments, reaction center complexes, and most of the electron carriers, and is responsible for light-dependent ATP synthesis. Over 90% of chloroplast proteins are encoded in the nucleus, translated in the cytosol, and subsequently imported into the chloroplast. Further protein transport into or across the thylakoid membrane utilizes one of four translocation pathways. Here, we describe a high-yield method for isolation of transport-competent thylakoids from peas (Pisum sativum), along with transport assays through the three energy-dependent cpTat, cpSec1, and cpSRP-mediated pathways. These methods enable experiments relating to thylakoid protein localization, transport energetics, and the mechanisms of protein translocation across biological membranes.

We present protocols herein for high-yield isolation of physiologically active thylakoids and protein transport assays for the chloroplast twin arginine translocation (cpTat), secretory (cpSec1), and signal recognition particle (cpSRP) pathways.

生理活性とエネルギー依存性タンパク質輸送アッセイでの使用の分離

Chloroplasts are the organelles in green plants responsible for carrying out numerous essential metabolic pathways, most notably photosynthesis. Within ...

生化学

Studying Protein Import into Chloroplasts Using Protoplasts

The chloroplast is an essential organelle that is responsible for various cellular processes in plants, such as photosynthesis and the production of many secondary metabolites and lipids. Chloroplasts require a large number of proteins for these various physiological processes. Over 95% of chloroplast proteins are nucleus-encoded and imported into chloroplasts from the cytosol after translation on cytosolic ribosomes. Thus, the proper import or targeting of these nucleus-encoded chloroplast proteins to chloroplasts is essential for the proper functioning of chloroplasts as well as the plant cell. Nucleus-encoded chloroplast proteins contain signal sequences for specific targeting to chloroplasts. Molecular machinery localized to the chloroplast or cytosol recognize these signals and carry out the import process. To investigate the mechanisms of protein import or targeting to chloroplasts in vivo, we developed a rapid, efficient protoplast-based method to analyze protein import into chloroplasts of Arabidopsis. In this method, we use protoplasts isolated from leaf tissues of Arabidopsis. Here, we provide a detailed protocol for using protoplasts to investigate the mechanism by which proteins are imported into chloroplasts.

Here we describe a protocol to express proteins into protoplasts by using PEG-mediated transformation method. The method provides easy expression of proteins of interest, and efficient investigation of protein localization and the import process for various experimental conditions in vivo.

プロトプ ラストを用いた葉緑体への蛋白質輸送を勉強

The chloroplast is an essential organelle that is responsible for various cellular processes in plants, such as photosynthesis and the production of many ...

Affinity Purification of Chloroplast Translocon Protein Complexes Using the TAP Tag

Chloroplast biogenesis requires the import of thousands of nucleus-encoded proteins into the plastid. The import of these proteins depends on the translocon at the outer (TOC) and inner (TIC) chloroplast membranes. The TOC and TIC complexes are multimeric and probably contain yet unknown components. One of the main goals in the field is to establish the complete inventory of TOC and TIC components. For the isolation of TOC-TIC complexes and the identification of new components, the preprotein receptor TOC159 has been modified N-terminally by the addition of the tandem affinity purification (TAP) tag resulting in TAP-TOC159. The TAP-tag is designed for two sequential affinity purification steps (hence "tandem affinity"). The TAP-tag used in these studies consists of a N-terminal IgG-binding domain derived from Staphylococcus aureus Protein A (ProtA) followed by a calmodulin-binding peptide (CBP). Between these two affinity tags, a tobacco etch virus (TEV) protease cleavage site has been included. Therefore, TEV protease can be used for gentle elution of TOC159-containing complexes after binding to IgG beads. In the protocol presented here, the second Calmodulin-affinity purification step was omitted. The purification protocol starts with the preparation and solubilization of total cellular membranes. After the detergent-treatment, the solubilized membrane proteins are incubated with IgG beads for the immunoisolation of TAP-TOC159-containing complexes. Upon binding and extensive washing, TAP-TOC159 containing complexes are cleaved and released from the IgG beads using the TEV protease whereby the S. aureus IgG-binding domain is removed. Western blotting of the isolated TOC159-containing complexes can be used to confirm the presence of known or suspected TOC and TIC proteins. More importantly, the TOC159-containing complexes have been used successfully to identify new components of the TOC and TIC complexes by mass spectrometry. The protocol that we present potentially allows the efficient isolation of any membrane-bound protein complex to be used for the identification of yet unknown components by mass spectrometry.

We here present a proven and tested protocol for the purification of chloroplast protein import complexes (TOC-TIC complex) using the TAP-tag. The one-step affinity-isolation protocol can potentially be applied to any protein and be used to identify new interaction partners by mass spectrometry.

タップのタグを使用して葉緑体トランスロコン タンパク質複合体の親和性の浄化

Chloroplast biogenesis requires the import of thousands of nucleus-encoded proteins into the plastid. The import of these proteins depends on the ...

Preparation of Chloroplast Sub-compartments from Arabidopsis for the Analysis of Protein Localization by Immunoblotting or Proteomics

Chloroplasts are major components of plant cells. Such plastids fulfill many crucial functions, such as assimilation of carbon, sulfur and nitrogen as well as synthesis of essential metabolites. These organelles consist of the following three key sub-compartments. The envelope, characterized by two membranes, surrounds the organelle and controls the communication of the plastid with other cell compartments. The stroma is the soluble phase of the chloroplast and the main site where carbon dioxide is converted into carbohydrates. The thylakoid membrane is the internal membrane network consisting of grana (flat compressed sacs) and lamellae (less dense structures), where oxygenic photosynthesis takes place. The present protocol describes step by step procedures required for the purification, using differential centrifugations and Percoll gradients, of intact chloroplasts from Arabidopsis, and their fractionation, using sucrose gradients, in three sub-compartments (i.e., envelope, stroma, and thylakoids). This protocol also provides instructions on how to assess the purity of these fractions using markers associated to the various chloroplast sub-compartments. The method described here is valuable for subplastidial localization of proteins using immunoblotting, but also for subcellular and subplastidial proteomics and other studies.

Here, we describe a method to purify intact chloroplasts from Arabidopsis leaves and their three main sub-compartments (envelope, stroma, and thylakoids), using a combination of differential centrifugations, continuous Percoll gradients, and discontinuous sucrose gradients. The method is valuable for subplastidial and subcellular localization of proteins by immunoblotting and proteomics.

免疫ブロットやプロテオミクスによるタンパク質局在の解析シロイヌナズナから葉緑体小班の準備

Chloroplasts are major components of plant cells. Such plastids fulfill many crucial functions, such as assimilation of carbon, sulfur and nitrogen as ...

A New Approach for the Comparative Analysis of Multiprotein Complexes Based on 15N Metabolic Labeling and Quantitative Mass Spectrometry

The introduced protocol provides a tool for the analysis of multiprotein complexes in the thylakoid membrane, by revealing insights into complex composition under different conditions. In this protocol the approach is demonstrated by comparing the composition of the protein complex responsible for cyclic electron flow (CEF) in Chlamydomonas reinhardtii, isolated from genetically different strains. The procedure comprises the isolation of thylakoid membranes, followed by their separation into multiprotein complexes by sucrose density gradient centrifugation, SDS-PAGE, immunodetection and comparative, quantitative mass spectrometry (MS) based on differential metabolic labeling (14N/15N) of the analyzed strains. Detergent solubilized thylakoid membranes are loaded on sucrose density gradients at equal chlorophyll concentration. After ultracentrifugation, the gradients are separated into fractions, which are analyzed by mass-spectrometry based on equal volume. This approach allows the investigation of the composition within the gradient fractions and moreover to analyze the migration behavior of different proteins, especially focusing on ANR1, CAS, and PGRL1. Furthermore, this method is demonstrated by confirming the results with immunoblotting and additionally by supporting the findings from previous studies (the identification and PSI-dependent migration of proteins that were previously described to be part of the CEF-supercomplex such as PGRL1, FNR, and cyt f). Notably, this approach is applicable to address a broad range of questions for which this protocol can be adopted and e.g. used for comparative analyses of multiprotein complex composition isolated from distinct environmental conditions.

A New Approach for the Comparative Analysis of Multiprotein Complexes Based on 15N Metabolic Labeling and Quantitative Mass Spectrometry

The described comparative, quantitative proteomic approach aims at obtaining insights into the composition of multiprotein complexes&#160;under different conditions and is demonstrated by comparing genetically different strains. For quantitative analysis equal volumes of different fractions from a sucrose density gradient are mixed and analyzed by mass spectrometry.

に基づいた多タンパク質複合体の比較分析のための新たなアプローチ<sup&gt; 15</sup&gt; N代謝標識および定量的質量分析

The introduced protocol provides a tool for the analysis of multiprotein complexes in the thylakoid membrane, by revealing insights into complex ...

生物学

Protein-protein Interactions Visualized by Bimolecular Fluorescence Complementation in Tobacco Protoplasts and Leaves

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular fluorescence complementation (BiFC) is an in vivo method to monitor such interactions in plant cells. In the presented protocol the investigated candidate proteins are fused to complementary halves of fluorescent proteins and the respective constructs are introduced into plant cells via agrobacterium-mediated transformation. Subsequently, the proteins are transiently expressed in tobacco leaves and the restored fluorescent signals can be detected with a confocal laser scanning microscope in the intact cells. This allows not only visualization of the interaction itself, but also the subcellular localization of the protein complexes can be determined. For this purpose, marker genes containing a fluorescent tag can be coexpressed along with the BiFC constructs, thus visualizing cellular structures such as the endoplasmic reticulum, mitochondria, the Golgi apparatus or the plasma membrane. The fluorescent signal can be monitored either directly in epidermal leaf cells or in single protoplasts, which can be easily isolated from the transformed tobacco leaves. BiFC is ideally suited to study protein-protein interactions in their natural surroundings within the living cell. However, it has to be considered that the expression has to be driven by strong promoters and that the interaction partners are modified due to fusion of the relatively large fluorescence tags, which might interfere with the interaction mechanism. Nevertheless, BiFC is an excellent complementary approach to other commonly applied methods investigating protein-protein interactions, such as coimmunoprecipitation, in vitro pull-down assays or yeast-two-hybrid experiments.

Formation of protein complexes in vivo can be visualized by bimolecular fluorescence complementation. Interaction partners are fused to complementary parts of fluorescent tags and transiently expressed in tobacco leaves, resulting in a reconstituted fluorescent signal upon close proximity of the two proteins.

タバコプロトプラストと葉で二分子蛍光相補性によって可視化し、タンパク質間相互作用

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular ...

<meta charset="utf8"></head><body>熱ストレスシロイヌナズナにおける並進制御の解析

Translation Efficiency Test Using Polysome Profiles Under Heat Stress

Translational control of different genes under heat stress is a critical step for plant adaptation to the environment. Assessing the translational activities of various genes can help us understand the molecular mechanisms underlying plant resilience, contributing to the development of crops with enhanced stress tolerance in the face of global climate change. This paper presents a detailed methodology for assessing translation efficiency through polysome profiling in plants exposed to heat stress. The procedure is divided into three parts: heat stress treatment for Arabidopsis, translation efficiency test using polysome profiles, and calculation of translation efficiency by isolating non-polysomal and polysomal RNA based on the profile. In the first part, Arabidopsis plants are subjected to controlled heat stress conditions to mimic environmental challenges. The treatment involves exposing the plants to high temperatures for specified durations, ensuring consistent and reproducible stress induction. This step is crucial for studying the plant's physiological and molecular responses to heat stress. The second part involves the translation efficiency test using polysome profiling. Polysomes are extracted through sucrose gradient centrifugation, which separates mRNAs based on ribosomal loading. This allows for the examination of ribosome occupancy on mRNAs, providing insights into the translational control mechanisms under stress conditions. In the third part, RNA is isolated from both polysomal and non-polysomal fractions. Spike-in RNA is used to accurately measure the amount of RNA in each fraction. The calculation of translation efficiency is performed by comparing the distribution of mRNAs across these fractions under normal and heat stress conditions. The translation activities of specific genes are further assessed by performing quantitative real-time PCR (qRT-PCR) with ribosome-associated RNA and total RNA. This methodology focuses exclusively on the effects of heat stress, providing a detailed protocol for analyzing translational regulation in plants.

<meta charset="utf8"></head><body>著者スポットライト:熱ストレス下での シロイヌナズ ナの翻訳調節を研究するためのポリソームプロファイリングプロトコル

The protocol presented here involves polysomal profiling to isolate translatome, mRNAs associated with ribosomes, into non-polysomal and polysomal RNAs from Arabidopsis through sucrose density gradient centrifugation. This method demonstrates the translation efficiency of heat-stressed Arabidopsis.

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

Translational control of different genes under heat stress is a critical step for plant adaptation to the environment. Assessing the translational ...

Protein Transport to the Thylakoids

Thylakoids are membrane-bound sac-like structures within the chloroplast that serve as sites for photosynthesis. Thylakoid lumen contains many electron transport proteins and is enclosed by a thylakoid membrane rich in the light-harvesting complex. Proteins targeted to the thylakoids are transported as precursors and are sorted by the general TOC/TIC import pathway. Once the precursor reaches the stroma, stromal processing peptidases remove their transit signal and expose thylakoid signal sequences. The processed precursors use distinct mechanisms to reach the thylakoid lumen or membrane.
The first mechanism is the chloroplast signal recognition particle or cpSRP-dependent pathway that transports chlorophyll-binding proteins to the thylakoid membrane using energy from GTP hydrolysis. cpSRP proteins and FtsY receptors bind the processed precursor and stimulate GTP hydrolysis. The energy derived facilitates precursor entry through the Alb3 translocase and their subsequent insertion into the thylakoid membranes. In a second mechanism, small thylakoid membrane proteins form soluble stromal intermediates with short hydrophobic signal-like peptides that allow these proteins to fold and insert into the membrane. Once inserted, the signal-like peptides are cleaved by thylakoid processing peptidases to form the mature transmembrane protein. A third pathway employs Oxa-like integrases for inserting thylakoid membrane protein spontaneously without any energy input or targeting factors.
Some proteins targeted to the lumen employ the chloroplast secretory or cpSec pathway, which transports unfolded proteins across the thylakoid membrane. Processed precursors carrying a twin-arginine or RR motif in the N terminal domain often get folded by the stromal chaperonin Cpn60. Folded peptides are then translocated to the thylakoid lumen by the chloroplast twin-arginine or cpTat pathway. cpTat peptidases possess a basic amino acid in their C-terminal domain that helps distinguish and avoid cpSec precursors and cleaves cpTat precursors only.

チラコイドへのタンパク質輸送

Thylakoids are membrane-bound sac-like structures within the chloroplast that serve as sites for photosynthesis. Thylakoid lumen contains many electron ...

ストレス植物から単離された葉緑体へのタンパク質のインポートの分析

要約

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生理活性とエネルギー依存性タンパク質輸送アッセイでの使用の分離

プロトプラストを用いた葉緑体への蛋白質輸送を勉強

タップのタグを使用して葉緑体トランスロコンタンパク質複合体の親和性の浄化

免疫ブロットやプロテオミクスによるタンパク質局在の解析シロイヌナズナから葉緑体小班の準備

に基づいた多タンパク質複合体の比較分析のための新たなアプローチ

タバコプロトプラストと葉で二分子蛍光相補性によって可視化し、タンパク質間相互作用

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

チラコイドへのタンパク質輸送

ストレス植物から単離された葉緑体へのタンパク質のインポートの分析

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生理活性とエネルギー依存性タンパク質輸送アッセイでの使用の分離

プロトプ ラストを用いた葉緑体への蛋白質輸送を勉強

タップのタグを使用して葉緑体トランスロコン タンパク質複合体の親和性の浄化

免疫ブロットやプロテオミクスによるタンパク質局在の解析シロイヌナズナから葉緑体小班の準備

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タバコプロトプラストと葉で二分子蛍光相補性によって可視化し、タンパク質間相互作用

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

ポリソームプロファイルを用いた熱ストレス下での翻訳効率試験

チラコイドへのタンパク質輸送

プロトプラストを用いた葉緑体への蛋白質輸送を勉強

タップのタグを使用して葉緑体トランスロコンタンパク質複合体の親和性の浄化