This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

動物で実行されたすべての外科的処置は、管理と使用実験動物の13または他の適切な倫理ガイドラインのためのガイドに従って行われるべきです。プロトコルは、先に進む前に、適切な機関で動物福祉委員会によって承認されなければなりません。 1. ECGの準備注：開始する前に、手袋、眼鏡、きれいな白衣や使い捨てガウンを含む個人用保護具を着用。 <ol><li>非アルコールおよび非漂白剤ベースの除染液を使用して、ECGパッドを清掃してください。優しく繊細なタスクを使用した電極パッドが破損しないことを確実にするために過剰の溶液をオフにブロットするワイプ。 </li><li> ECGパッドが加熱機能を持っている場合は、それを使用しています。麻酔したマウスは急速に体の熱を失う傾向があります。手術14を通じて37℃の正常体温体温を維持するために、40〜42℃にパッドを加熱します。体の気性を監視します直腸温度計を使用してature。体温〜37℃を維持するために、必要に応じてパッド温度を調整します。 </li><li>最もthoracotomiesは、マウスがそのバック（仰臥位）の上に横たわるを用いて行われるように、トグルは「仰向け」設定に反転していることを確認します。多くのECGパッドが発生しやすいと仰臥位の位置の間で切り替える機能を持っています。右の向きを選択しないと、心電図のイベントの不実表示をもたらすことができます。 </li><li> 5％吸入イソフルランおよび1リットル/分の酸素を用いてマウスを麻酔。マウスを麻酔されると、ECGパッドへの転送マウスは、麻酔ノーズコーンを搭載し、2％および1リットル/分の酸素にイソフルランを減らします。マウスの足をピンセットで挟まれたときにマウスが反応しない保証することによって、適切な麻酔を確認してください。 </li><li>麻酔をかけながら乾燥や角膜の損傷を防止するために、マウスの目の上に目の潤滑軟膏の薄いコートを適用します。 </li><li>すべての可視寝具を除去するためのウェットワイプでマウスの足をきれいにしてくださいそれは足に貼り付けてもよいし、ECGパッドに足からの電気インパルスの伝達を妨害することができます。ワイプとドライ足。 </li><li> ECGパッド上の4つの金属電極のそれぞれに高導電性電解質ゲルの（米ドルダイムより若干小さい）少量を適用します。 注：あまりにも多くのゲルは、それが困難なテープを使用してパッドに足を抑制することが可能になるようにのみ少量のゲルを適用するようにしてください。さらに、足は、彼らがテープを適用する前に湿った場合は、手術中に拘束から抜け出す可能性があります。 </li><li>仰臥位でマウスを使用すると、それに対応する電極（ 図1）に各足を拘束する明確な医療用テープを使用します。最初のテープのその片に各足を押し、ECGパッドにテープを接着。各拘束足が電解質ゲルと電極と接触していることを確認してください。 </li></ol> 2. ECGを取得<ol><li> ECG取得、confのために使用される機器に応じて、機械igure ECG波形をリアルタイムで可視化することができるようになっています。心エコー検査のマシン上の生理学的監視設定を使用して、心電図記録のために、ライブBモード画像は、画面の下部に沿って実行されているECG波形を持つことになります。 注意：最高のその機器を構成する方法を決定するために、個々のマシンのユーザーガイドを参照してください。 </li><li>心エコー検査機や他のECG記録デバイス上同等にBモードキーを押して、ECG波形のリアルタイム可視化を有効にします。 <ol><li>振幅の違いを考慮して、解像度を調整します。 Q波のR波またはトラフ（谷）のピークは視覚フレームの外にある場合は、波形の全体の高さを観測することができるまで、解像度を調整します。 注：これは、心エコー検査機に生理設定]タブの下で行うことができます。波形全体が表示されるまで増減の矢印をクリックします。 </li></ol></li><li>画像はOBTされるべき任意の時間ained、ツールのECGパッドをオフにします。鉗子や指でECG記録時にマウスをタッチすると、波形を乱すます。マウスは、任意の心電図を記録する前に、ECGパッドの上に静止画および手つかずであることを確認してください。 </li><li>マウス上の任意の外科的切開を行う前に、マシンの「記録」または「ストア」機能を使用します。この画像は、後の比較のためのベースラインとして使用されます。 </li></ol> 3.外科的手順と記録ECG <ol><li>開始する前に、鎮痛剤（ブプレノルフィン、1.5μgの、腹腔内）で麻酔したマウスを注入します。虚血/再灌流手術手順の詳細は、他の場所5見出すことができます。 </li><li>化学的または機械的に手術部位の周りの毛を削除し、ベータダイン溶液でエリアを消毒。食道と気管に垂直切開を平行にするためにメスを使用してください。気管を覆う薄い組織になるまで穏やかに切開部の各側にリンパ節に移動します露出しました。気管の白い軟骨リングが表示されるまで鉗子を使用して、静かに組織を分離します。 注：私たちは、一般的にNairさんの脱毛ローションを使用しています。ローションは、約1分間の手術部位に適用されます。 Nairさんはその後、徹底的に生理食塩水または水を用いて洗い流します。 （毛包を検出することができる）、高分解能心エコー検査は、手術の前および後に行われるので、この方法は、我々の研究室で好ましいです。しかし、注意は、性器などの敏感な部分を避けるように注意する必要があり、その後、徹底的に潜在的な皮膚の火傷を避けるために、Nairさんを洗浄します。 </li><li>迅速ノーズコーンからマウスの鼻を削除して、マウスのと喉に向かって口の中に換気チューブを挿入します。換気チューブの先端が露出した首のエリアを介して表示されている場合には、気管の開始とチューブの位置を合わせます。視覚トンに確認することができる気管にチューブをスライドするまで、上向きの圧力をかけながらゆっくりと左右にチューブ側を小刻み半透明の気管hrough。 </li><li>マウスが挿管処置の間に麻酔をかけたままであることを確認してください。挿管から一時停止し、攪拌を開始した場合にノーズコーンにマウスを返します。 </li><li>文字列のループを使用して、ループを介してマウスの2前歯をフックし、文字列がマウスの頭部を安定させ、手術中に動かない換気チューブを確実にするために、ECGパッドに終了テープで固定します。迅速げっ歯類換気装置に換気チューブを接続し、マウスの体重に応じて換気設定を調整します。代わりにテープ換気チューブ。 </li><li>乾燥から組織を維持するために温かい生理食塩水に浸したガーゼでマウスの露出した気管をカバーしています。 </li><li>胸骨の左側に沿ってメスを用いて縦切開を行います。 </li><li>鉗子を使用して、静かに筋肉層から筋膜層を分離します。慎重に目に見える血管を切断することなく、基礎となる筋肉層を切ります。 </li><li>鉗子を使用して、第三リブとプルをつかみます上向きにやさしく。片手で肋骨のグリップを維持し、慎重に第三及び第四肋骨の間の肋間組織を切断する手術用はさみを使用しています。肺が損傷していないことを確認してください。 注：肺が原因で圧力勾配の損失にほとんどすぐに胸腔を外科的切開によって穿刺された後、深い胸の空洞内に収納されます。肺は続行する前に退避するまで待ちます。 </li><li>つかみ、静かに心を囲む心膜の薄層を分離するために鉗子を使用してください。 </li><li>開創器を挿入するか、手動で心臓が肋骨の間見える位置にリブを移動するために、リブリトラクタとして鉗子を使用しています。 注：合字の配置中に右下の足をオーバーラップされるように、マウスの左下の足を移動するのが一般的です。これは、左心耳、または耳介は、合字の配置中に容易に見えるように心を配置するのに役立ちます。有効なECGワットがあることに注意してください左下の足は、電極から離れている間aveformsが得られません。この理由は、縫合結紮糸が心筋組織を通ったが結び目が締め付けられる前に渡された後、その電極に足を戻すことをお勧めします。 </li><li>左心耳の下に、視覚的にLADを探します。迅速LADの下を通過するのに十分深くなく、LVの空洞を貫通するように深くない心筋に7-0絹テーパー状縫合針を挿入します。縫合結紮の自由（非針）最後に残された縫合絹の約4cmがあるまでを通して縫合結紮糸を引き出します。 </li><li>単純な縫合糸の結び目を結ぶために開始します。縫合絹糸の自由端は結び目を形成するループを通して引っ張られた後、一時停止。 </li><li>鉗子で縫合絹の自由と針の両端を持ち、形成結び目の下と心外膜表面の上にPE-10チューブの〜1cmのセクションを挿入します。 </li><li>マウスの左足を交差されている場合は、そのプロに足を戻します電極あたり。 PE-10チューブは心臓に縫合されるように結び目を締めます。心電図を記録できるようにするために、マウスを持つすべての物理的接触をリリース。 </li><li> 〜10秒間を順番にECG波形を許可します。 「オクルージョンの時間」として視覚的にECG波形と記録波形を確認してください。 T波が1分以内に振幅が増加しない場合、合字の配置を見直します。 <ol><li> T波の振幅が増加し、いずれの試験から動物を捨てるか、合字の配置を修正しようとしていない場合。 </li></ol></li><li>視覚LVの虚血性杭を確認するために、心筋の色を確認してください。 </li><li> ECG変化と心筋の色の変化は、虚血、ダブルノットPE-10チューブの周りに縫合糸を示している場合。 </li><li>温かい生理食塩水ガーゼでオープン胸腔をカバーしています。 </li><li>録音ECG虚血期間の期間ごとに5〜10分。 </li></ol> ECGを使用した再灌流の4確認<ol><li>生理食塩水ガーゼ入り江を削除します胸腔を鳴らすと心を視覚化します。 </li><li> PE-10チューブの上に縫合シルクをカットする刃を使用してください。結紮糸が切断されると、PE-10チューブの部分を削除して、静かに心筋から縫合結紮を削除します。 </li><li>マウスを使って、すべての物理的接触を解除し、サイクルにECG波形〜10秒を可能にします。記録波形」再灌流の時間。」希望の実験時間点に到達するまでのECG波形ごとに5〜10分を記録し続けます。 </li><li>必要に応じて振幅の変化の解像度を調整します。 T波は、PE-10管結紮の除去時に変更されない場合は、再灌流が確認されていません。 <ol><li> T波はチューブの除去の際に変更するには、研究から動物を捨てるか、合字の配置を修正しようとしていない場合。 </li></ol></li><li>視覚さらに赤色への復帰によって再灌流を確認するために心筋を検査します。 </li><li> 5-0で肋間スペースを縫合することによって閉じる胸腔絹縫合手術中に入った過剰空気を排出するためにマウスの胸に穏やかな圧力をかけながら。そして、筋肉層、そして最後に、皮膚を縫合。注：胸腔に圧力を適用すると、全てのマウスにおいて、空気の胸腔を排出するのに十分ではないかもしれません。このため、避難の注射器と針の方法は、すべての空気が追放されたことを確認するために使用すべきです。 </li><li>吸入麻酔をオフにし、電極からマウスの足を削除する前に、最後のECGを記録します。 2 L / minに酸素を増加させ、マウスが意識を取り戻すまで、換気を維持します。 </li><li>マウスは梗塞の変動を回避するために、一定の温度制御された環境で例えば加熱パッドまたは暖かいインキュベーターを回復することを可能にします。マウスしかめっ面スケールによって示されるように、必要に応じて、その後、手術後ブプレノルフィン24時間でマウスを治療し。 注：再灌流のための手順は、Xu らにより詳細に検討されている5。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

心筋虚血および再灌流を確認するための補助的な方法として、ECG変化を使用すると、閉塞リガチャーの正確な配置を保証します。合字配置の精度は、動物間のデータのばらつきを低減させるために重要です。マウス心臓におけるLADは、視覚化することが困難な動脈です。したがって、心電図変化に視覚蒼白を補充する結紮の正確な配置を確保し、組織損傷を生じるであろう。 <p class="jove_co...

心臓病は、世界中の死1,2の主要な原因のまま。だけでなく、それは一般的な心臓の損傷部位心筋梗塞後4体全体3に、心臓から血液をポンピングする責任左心室（LV）ほとんどの筋肉室、です。左心室組織死は、多くの場合、収縮期心不全になります。心臓病の動物モデルは、生物医学、心血管研究の発展のために不可欠です。マウスのC57BL / 6系統は、その迅速な繁殖時間、低コストのために、動物モデルのための普及した選択されていると遺伝的変化に容易にしています。心臓病の研究のためのほとんどのマウスの外科的モデルは左冠動脈のLAD枝の閉塞を伴います。 LADは左鈍角限界5,6と呼ばれることもあります。 LADは、左心室の前部と前外側の壁に血液を供給する。 LAD閉塞の研究は、時々、前部梗塞を誘発int型を拡張することを目的としています劣ると側壁領域7 O。 心筋梗塞の研究のために頻繁に使用される2つのモデルは、慢性閉塞心筋梗塞や心筋虚血/再灌流傷害を含みます。慢性閉塞は、外科的にLADを通る血流をブロックの周りに、永久に縫合することによって作成されます。虚血/再灌流障害にのみ過渡、通常は30〜60分間、虚血期間と同じように多くを作成されます。一過性虚血を達成するために、再灌流期間が続く心臓の心外膜表面上のLADに対して平行に配置されているLAD周囲に閉塞縫合関係と小さなPE-10管は、管と閉塞縫合糸を除去し、血液がある場合再び動脈を通って心筋内に流入させます。虚血/再灌流手術が原因PROMを含む、ヒト梗塞の治療を並列再灌流傷害の性質に臨床的に関連するとみなされていますptの冠動脈血管形成術およびステント留置動脈の、または冠動脈バイパス。一般的に、これらの手術中に、マウス心臓におけるLVの虚血は、心筋壁の可視蒼白によって確認されました。しかし、単純に常時監視条件下心電図（ECG）パッド上に手術を行うことによって、目に見える変化は、それによってマウス心筋の虚血および再灌流を確認し、ECG波形を観察することができます。 マウスの心臓は、その4つのチャンバー構造を含む多くの点で人間の心に似ていますが、心にも違いがあります。成人のそれに対し、分（BPM）あたり700拍れる〜60-100 BPMの8,9 - 1つの明らかな違いは、成体マウスの平均安静時の心拍数は600です。さらに、マウス再分極波のように、JおよびTは、多くの場合、脱分極のQRS群10を識別する明確なSTセグメントを困難と合併します。 electrocardiographicallのプロセスを複雑にするには心筋虚血を確認yが、それは臨床的にSTのE levation mのiが nfarction yocardialまたはSTEMIと呼ばれるヒトにおける虚血および心筋梗塞傷害の診断のためのマーカーとして使用されるT波およびSTセグメントの上昇です。ヒトおよびマウスの波形間の主な違いの一つは、S波がすぐに陰性T波に直接転送J-波で続いているです。マウスにおける急性心筋虚血中にS波の振幅が減少し、直接異常J波と逆T波11が続きます。 T波は、マウス11で再分極のかなりの部分を占めるようには見えません。人間の違い対命名法およびマウスにもかかわらず、マウスの心筋虚血および再灌流のECG確認はまだ実現可能と比較的簡単です。波形の解釈を簡単にするために、SJT間のセグメントは、ST-segmeと呼ばれntは、本明細書。 2013年に公開されたSTEMIガイドライン未満90分12 .Thisの患者ドア・ツー・バルーンの時間をお勧め動脈が再び開かれるまで、患者の冠状動脈閉塞の識別からその時間枠を意味未満90分でなければなりません。鼓動する心臓が常に働いているので、高い酸化代謝および酸素消費3の高いレベルを有しています。これを提供するために、毛細血管のネットワークは、各筋細胞3に提供されています。それは酸素と栄養の供給を排気するために数拍の心を取るだけ。 90分ウィンドウでは、ヒトにおける虚血性心臓領域は、酸素を豊富に含む血液の価値は5400と9000心拍の間に受信することからブロックされています。その同じ90分ウィンドウで、マウスが54,000 63,000に心拍を持っているでしょう。マウス虚血/再灌流傷害の実験時間点は30〜60分の間、典型的です。 開発の重要性マウスモデルにおいて心筋虚血および再灌流を確認する補足的な方法をると、心筋虚血/再灌流研究におけるデータの一貫性と再現性に重大な意味を持っています。視覚的に組織の色の変化のために心を観察する現在の慣行は、スタンドアロン診断として適切ではありません。さらに、チューブおよび縫合糸を除去した後の再灌流は保証されません。動脈がもはやオフに接続されていますが、動脈は、手順の間に被害を受けなかったかもしれないし、再灌流が不可能になる場合があります。むしろ心筋蒼白と発赤（赤色）の観測に頼るよりも、再灌流を確認するために心電図の変化の記録を持っていることが有益であろう。虚血/再灌流傷害のマーカーが表示されませんハーツは、その後すぐにフラグを立てることができ、続行する方法についての決定は、研究者によって作製することができます。 最後に、心電図の記録を確立することは目を通してベースラインからの変化します虚血性および再灌流期間eは研究者は、最初の手術後の心臓の監視を継続することができます。研究者らは現在、すぐに手術が完了すると、心臓の視力を失います。 ECGは、手術後の日に心筋の時間に起こる変化への洞察を得るための簡単な方法です。手術後の時点で記録されたECGは、継続を示すか、組織死を悪化後期開発Q波を開示する可能性があります。しかし、効果的に新規または悪化心電図マーカーをゲージには、ベースラインECGは、比較のために利用可能でなければなりません。 12週齢の雄のC57BL / 6マウス - このプロトコルは、準備取得、および8を使用して、マウスの心臓の虚血および再灌流を確認するために、ECGを解釈する方法について説明します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="717">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">Vevo 1100</td>
			<td style="width:191px;">Fujifilm 
			Visual Sonics</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:275px;">Echocardiography Machine</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">Mouse Handling Plate</td>
			<td style="width:191px;">Fujifilm 
			Visual Sonics</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Heated ECG plate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Signa-Gel&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Highly Conductive Multi-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Electrode Gel</td>
			<td style="width:191px;">Parker</td>
			<td style="width:124px;">15-25</td>
			<td>Purpose Electrolyte</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Transpore Medical Tape</td>
			<td style="width:191px;">3M</td>
			<td style="width:124px;">1527-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">PI-Spray II</td>
			<td style="width:191px;">Pharmaceutical Innovations</td>
			<td style="width:124px;">NDC 36-2013-25</td>
			<td>Cleaning agent for ECG plate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">C57Bl6 Mice</td>
			<td style="width:191px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:124px;">000664</td>
			<td>Male, 8-12 wk</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">IsoThesia-Isoflurane</td>
			<td style="width:191px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:124px;">NDC 1169-0500-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Excel</td>
			<td style="width:191px;">Microsoft</td>
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			<td></td>
		</tr>
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		</tr>
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		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">5-0 Perma-Hand Silk Sutures</td>
			<td style="width:191px;">Ethicon</td>
			<td style="width:124px;">K809.O32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
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		</tr>
		<tr height="21">
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		</tr>
		<tr height="21">
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		</tr>
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		</tr>
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			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

正常マウスのECGは、電気イベントP、Q、R、S、JおよびT. Pためのアルファベットマーカーと、図2に表示され、初期の心房脱分極です。 QRSは心室を超える脱分極の波です。 Jは、早期再分極であり、Tは、リカバリ11として知られている異種の再分極を表します。多くのラボはJ波の命名法を使用し、代わりにSTセグメント10,15-17としてSJT-セグメ...

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Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

表面パッド心電図を使用したマウスにおける心筋虚血および再灌流障害の確認

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

confirmation-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-mice-using

Research

JoVE Journal

Medicine

13.2K ビュー.  East Tennessee State University. During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

正常体温心停止と心肺蘇生法：虚血再灌流障害のマウスモデル

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

医学

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

心筋虚血再灌流障害のマウスクローズド胸モデル

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

マウスにおける急性腎障害とポスト傷害線維の虚血再灌流モデル

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

ランゲンドルフ灌流ラット心臓における虚血再灌流傷害の誘導と評価

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

腸管虚血 - 再灌流傷害のマウスモデル

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

ラットにおける心筋虚血再灌流後の冠動脈流量の評価

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

再建微小外科における虚血再灌流損傷の研究のための前臨床ラットモデル

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

マウスモデルにおける虚血再灌流損傷後の幹細胞の筋内内出産の遅延

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

ラット肝移植モデルにおける血球力学的変化をシミュレートすることによる臓器虚血再灌流損傷

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...