This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

Tutti gli interventi chirurgici eseguiti sugli animali devono essere effettuati in conformità con Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio 13 o altre linee guida etiche del caso. I protocolli devono essere approvati dal comitato di benessere degli animali presso l&#39;istituzione appropriata prima di procedere. 1. Preparazione per l&#39;ECG NOTA: Prima di iniziare, don dispositivi di protezione individuale compresi i guanti, occhiali e un camice da laboratorio pulito o abito usa e getta. <ol><li> Pulire il pad ECG utilizzando un non-alcol e soluzione di decontaminazione basata non candeggina. usare delicatamente un compito delicato wipe per cancellare off soluzione in eccesso al fine di garantire che il pad elettrodo non venga danneggiato. </li><li> Se il pad ECG ha una funzione di riscaldamento, usarlo. topi anestetizzati tendono a perdere il calore del corpo rapidamente. Riscaldare il pad per 40-42 ° C per mantenere la temperatura corporea normotermico di 37 ° C in tutta la chirurgia 14. Monitorare temperamento corpotura con un termometro rettale. Regolare la temperatura pad come necessario per mantenere la temperatura corporea ~ 37 ° C. </li><li> Poiché la maggior parte toracotomia vengono eseguiti con il mouse sdraiato sulla schiena (supina), assicurarsi che l&#39;interruttore è capovolto per l&#39;impostazione &quot;supina&quot;. Molti i rilievi ECG hanno una funzione per passare da posizione prona e supina. La mancata selezionare l&#39;orientamento giusto può portare a false dichiarazioni di eventi elettrocardiografici. </li><li> Anestetizzare mouse utilizzando 5% isoflurano inalato e 1 L / min di ossigeno. Una volta che il mouse è anestetizzato, trasferimento mouse pad ECG dotato di una anestesia naso-cono e ridurre isofluorano al 2% e 1 L / min di ossigeno. Verificare il corretto anestesia garantendo il mouse non reagisce quando il piede del mouse viene pizzicato con una pinza. </li><li> Applicare uno strato sottile di lubrificazione dell&#39;occhio pomata sopra gli occhi del mouse per prevenire la secchezza e danni alla cornea, mentre anestetizzato. </li><li> Pulire le zampe del mouse con un panno umido per pulire per rimuovere tutte le lenzuola visibileche può essere attaccato alle zampe o possono interferire con la trasmissione degli impulsi elettrici dalle zampe al pad ECG. zampe a secco con un wipe. </li><li> Applicare una piccola quantità (leggermente più piccolo di una monetina USD) di gel elettrolitico altamente conduttivo a ciascuno dei quattro elettrodi metallici sul pad ECG. Nota: Assicurarsi di applicare solo una piccola quantità di gel, come troppo gel rende difficile frenare le zampe al pad con del nastro. Inoltre, le zampe sono suscettibili di scivolare fuori del sistema di ritenuta durante l&#39;intervento chirurgico se fossero bagnati prima di applicare il nastro. </li><li> Con il mouse in posizione supina, utilizzare nastro medico chiaro a frenare ogni zampa al suo corrispondente elettrodo (Figura 1). Prima premere ogni zampa al suo pezzo di nastro adesivo e poi aderire il nastro al pad ECG. Assicurarsi che ogni zampa trattenuto è in contatto con il gel elettrolita e l&#39;elettrodo. </li></ol> 2. Acquisizione dell&#39;ECG <ol><li> A seconda del materiale utilizzato per l&#39;acquisizione ECG, confIGURA macchina in modo che la forma d&#39;onda ECG può essere visualizzata in tempo reale. Per le registrazioni ECG utilizzando le impostazioni di monitoraggio fisiologici su una macchina ecocardiografia un&#39;immagine B-mode vivo avrà la forma d&#39;onda ECG corre lungo la parte inferiore dello schermo. Nota: vedere le singole guide per l&#39;utente della macchina per determinare il modo migliore per configurare tali apparecchiature. </li><li> Attiva visualizzazione in tempo reale della forma d&#39;onda ECG premendo il tasto B-mode su una macchina ecocardiografia o l&#39;equivalente su altri dispositivi di registrazione ECG. <ol><li> Regolare la risoluzione per tenere conto di differenze di ampiezza. Se il picco del R-onda o trogolo (valle) del Q-wave sono fuori della cornice visiva, regolare la risoluzione fino può osservare l&#39;intera altezza della forma d&#39;onda. Nota: Questo può essere fatto nella scheda Impostazioni fisiologici su una macchina ecocardiografia. Fare clic sul aumentare o diminuire le frecce fino a quando l&#39;intera forma d&#39;onda è visibile. </li></ol></li><li> Ogni volta che un&#39;immagine deve essere obtained, cancellare il pad ECG di strumenti. Toccando il mouse durante la registrazione ECG con una pinza o le dita disturberà la forma d&#39;onda. Assicurarsi che il mouse è ancora intatta e sul blocco di ECG prima di registrare qualsiasi ECG. </li><li> Utilizzare &quot;record&quot; della macchina o la funzione &quot;store&quot; prima di apportare eventuali incisioni chirurgiche sul mouse. Questa immagine verrà utilizzata come base per il confronto seguito. </li></ol> 3. Procedura chirurgica e registrazione ECG <ol><li> Iniettare topo anestetizzato con effetto analgesico (buprenorfina, 1,5 mg, intraperitoneale) prima di cominciare. I dettagli della ischemia / riperfusione procedura chirurgica si possono trovare anche altrove 5. </li><li> Rimuovere i capelli intorno al sito chirurgico chimicamente o meccanicamente e disinfettare la zona con una soluzione di Betadine. Utilizzare un bisturi per fare un&#39;incisione verticale parallelo al esofago e trachea. spostare delicatamente i linfonodi ad ogni lato dell&#39;incisione finché il tessuto sottile che copre la trachea èesposto. Utilizzando pinze, separare delicatamente il tessuto fino a quando gli anelli di cartilagine bianchi della trachea sono visibili. Nota: Usiamo generalmente Nair lozione per la depilazione. La lozione è applicata sul sito chirurgico per ~ 1 min. Nair viene poi accuratamente lavato via con soluzione salina o acqua. Questo metodo è preferito nel nostro laboratorio per alta risoluzione ecocardiografia (che può rilevare follicoli piliferi) viene eseguita prima e dopo la chirurgia. Tuttavia, si deve usare cautela per evitare le zone sensibili come i genitali, e poi lavando a fondo il Nair off per evitare potenziali ustioni cutanee. </li><li> Rimuovere rapidamente il naso del mouse dal naso-cono e inserire tubi di ventilazione nella bocca del mouse e verso la gola. Quando la punta del tubo di ventilazione è visibile attraverso l&#39;area collo esposto, allineare il tubo con l&#39;inizio della trachea. muovere delicatamente il lato tubi a lato, mentre l&#39;applicazione di una pressione al rialzo fino a quando le diapositive tubo nella trachea, che può essere confermato visivamente tttraverso la trachea traslucido. </li><li> Assicurarsi che il mouse rimane anestetizzato durante la procedura di intubazione. Pausa da intubazione e tornare il mouse per il naso a cono se comincia a muoversi. </li><li> Utilizzando un ciclo di corda, agganciare due denti anteriori del mouse attraverso l&#39;anello e il nastro la stringa termina al pad ECG per stabilizzare la testa del mouse e per assicurare il tubo di ventilazione non si muove durante l&#39;intervento chirurgico. collegare rapidamente tubo di ventilazione per roditori ventilatore e regolare le impostazioni di ventilazione secondo il peso del mouse. Nastro tubi di ventilazione sul posto. </li><li> Coprire la trachea esposto del mouse con una garza imbevuta di soluzione salina calda per mantenere il tessuto si secchi. </li><li> Effettuare una incisione verticale utilizzando un bisturi lungo il lato sinistro dello sterno. </li><li> Utilizzando pinze, separare delicatamente lo strato fascia dallo strato muscolare. Asportare accuratamente gli strati muscolari sottostanti senza tagliare i vasi sanguigni visibili. </li><li> Utilizzando pinze, afferrare la terza costola e tirareverso l&#39;alto delicatamente. Mantenere la presa sulla nervatura con una mano e usare le forbici chirurgiche per tagliare accuratamente il tessuto intercostale tra la terza e quarta costola. Assicurarsi che i polmoni non sono danneggiati. Nota: I polmoni si ritrae in profondità nella cavità toracica quasi immediatamente dopo la cavità toracica è perforato dalla incisione chirurgica a causa della perdita del gradiente di pressione. Attendere fino a quando i polmoni hanno ritrattato prima di continuare. </li><li> Utilizzare pinze per afferrare e delicatamente separare il sottile strato di pericardio che circonda il cuore. </li><li> Inserire divaricatori o utilizzare manualmente pinze come divaricatori costali per spostare le costole in una posizione in cui il cuore è visibile tra le costole. Nota: E &#39;pratica comune per spostare zampa inferiore sinistro del mouse in modo che si sovrappone zampa inferiore destro durante il posizionamento della legatura. Questo aiuta a posizionare il cuore in modo che l&#39;appendice atriale sinistra, o padiglione auricolare, è facilmente visibile durante il posizionamento della legatura. Essere consapevoli che valida ECG waveforms non verranno ottenute mentre la zampa inferiore sinistra è spento dell&#39;elettrodo. Per questo motivo è consigliabile riportare la zampa al suo elettrodo dopo la legatura sutura viene fatta passare attraverso il tessuto miocardico ma prima un nodo viene serrato. </li><li> Individuare il LAD visivamente, sotto il padiglione auricolare sinistro. inserire rapidamente un 7-0 di seta affusolato l&#39;ago di sutura nel miocardio abbastanza profondamente per passare sotto il LAD ma non così profondo come per penetrare la cavità ventricolare sinistra. Estrarre la legatura sutura attraverso finché non ci è di circa 4 cm di sutura di seta lasciata alla libera (non-ago) fine della legatura sutura. </li><li> Inizia a legare un nodo semplice sutura. Una volta che l&#39;estremità libera della seta sutura è stato tirato attraverso i passanti per formare il nodo, pausa. </li><li> Tenendo entrambe le estremità libere e aghi di seta sutura con una pinza, inserire una sezione ~ 1 cm di PE-10 tubo sotto il nodo che forma e in cima alla superficie epicardico. </li><li> Se zampa sinistra del topo è attraversato, restituire la zampa al suo proogni elettrodo. Serrare nodo in modo che il tubo PE-10 viene suturata al cuore. Rilasciare ogni contatto fisico con il mouse per consentire ECG da registrare. </li><li> Lasciare la forma d&#39;onda ECG per scorrere per ~ 10 sec. Controllare la forma d&#39;onda ECG visivamente e registrare la forma d&#39;onda come &quot;Time di occlusione&quot;. Se l&#39;onda T non aumenta in ampiezza entro 1 minuto, rivalutare posizionamento di legatura. <ol><li> Se l&#39;ampiezza dell&#39;onda T non aumenta, né scartare l&#39;animale dallo studio o tentare di correggere il posizionamento legatura. </li></ol></li><li> Controllare visivamente il colore del miocardio ischemico per confermare la palizzata del ventricolo sinistro. </li><li> Se le modifiche ECG e cambiamenti di colore del miocardio indicano ischemia, doppio nodo della sutura attorno al tubo in PE-10. </li><li> Coprire la cavità toracica aperta con caldo garza salina. </li><li> Record ECG ogni 5-10 minuti per la durata del periodo ischemico. </li></ol> 4. Conferma della riperfusione Utilizzando ECG <ol><li> Rimuovere salina garza Covesuonare la cavità toracica e visualizzare il cuore. </li><li> Utilizzare una lama per tagliare la seta sutura cima al tubo PE-10. Una volta che la legatura viene tagliata, rimuovere la sezione di tubo PE-10 e rimuovere delicatamente la legatura sutura dal miocardio. </li><li> Rilasciare ogni contatto fisico con il mouse e consentire la forma d&#39;onda ECG ~ 10 sec a ciclo. Record forma d&#39;onda come &quot;Il tempo di riperfusione.&quot; Continuare a registrare forme d&#39;onda ECG ogni 5-10 minuti fino a raggiungere il punto di tempo sperimentale desiderato. </li><li> Modifica risoluzione per i cambiamenti nella ampiezza a seconda delle necessità. Se l&#39;onda T non cambia dopo la rimozione del tubo PE-10 e la legatura, riperfusione non è confermata. <ol><li> Se l&#39;onda T non cambia dopo la rimozione del tubo, o scartare l&#39;animale dallo studio o tentare di correggere il posizionamento legatura. </li></ol></li><li> Visivamente miocardio per confermare ulteriormente riperfusione dal ritorno al colore rosso. </li><li> Chiudi cavità toracica da sutura spazio intercostale con un 5-0sutura di seta mentre applicando una leggera pressione al torace del mouse per espellere l&#39;aria in eccesso che è entrato durante l&#39;intervento chirurgico. Poi suturare gli strati muscolari e, infine, la pelle. Nota: Applicando pressione alla cavità toracica potrebbe essere sufficiente a evacuare la cavità toracica dell&#39;aria in tutti i topi. Pertanto, il metodo siringa e l&#39;ago di evacuazione dovrebbe essere impiegato per assicurare che tutta l&#39;aria è stata espulsa. </li><li> Registrare l&#39;ultimo ECG prima di anestesia per via inalatoria e per asportare le zampe del topo dagli elettrodi. Aumentare l&#39;ossigeno a 2 L / min e mantenere la ventilazione fino a quando il mouse riprende conoscenza. </li><li> Lasciare il mouse per recuperare in un ambiente a temperatura controllata costante, ad esempio, piastra elettrica o incubatore caldo, per evitare la variabilità infarto. Trattare mouse con buprenorfina 24 ore dopo l&#39;intervento chirurgico e poi, se necessario, come indicato dalla scala del mouse smorfia. Nota: Procedura per la riperfusione è anche discusso in dettaglio da Xu et al 5. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Usando i cambiamenti ECG come metodo supplementare per confermare ischemia miocardica e riperfusione assicura il posizionamento preciso della legatura occlusione. La precisione di posizionamento legatura è fondamentale per ridurre la variabilità dei dati tra gli animali. Il LAD in un cuore mouse è un&#39;arteria difficile da visualizzare. Pertanto, l&#39;integrazione pallore visivo con alterazioni elettrocardiografiche aiuterà a garantire il corretto posizionamento del danno tissutale legatura e conseguente. <p ...

La malattia di cuore rimane la principale causa di morte nel mondo 1,2. Non solo il ventricolo sinistro (LV) la camera più muscolare, responsabile per pompare sangue dal cuore al corpo 3, è un comune sito di lesione cardiaca post-infarto miocardico 4. la morte dei tessuti del ventricolo sinistro si traduce spesso in insufficienza cardiaca sistolica. modelli animali di malattie cardiache sono di importanza fondamentale per il progresso della ricerca biomedica cardiovascolare. Il C57Bl / 6 ceppo di topi sono stati una scelta popolare per i modelli animali a causa del loro tempo di riproduzione rapida, a basso costo e la facilità di alterazioni genetiche. La maggior parte dei modelli murini chirurgici per lo studio di malattie cardiache comportano occlusione del ramo LAD della coronaria sinistra. Il LAD a volte si chiama sinistra ottusa marginale 5,6. Il LAD fornisce sangue al anteriore del ventricolo sinistro e le pareti antero-laterale. studi occlusione LAD hanno lo scopo di indurre infarti anteriori, a volte si estende into le regioni della parete inferiore e laterali 7. Due modelli che vengono utilizzati di frequente per gli studi con infarto miocardico cronico includono occlusione infarto del miocardio e infarto del danno da ischemia / riperfusione. L&#39;occlusione cronica viene creato chirurgicamente sutura intorno e bloccare in modo permanente il flusso di sangue attraverso il LAD. Il danno da ischemia / riperfusione è creato molto nello stesso modo soltanto con un transitorio, di solito 30-60 min, periodo ischemico. Per raggiungere ischemia transitoria, i legami occlusore sutura intorno alla LAD e un piccolo tubo PE-10 che è posta parallelamente alla LAD sulla superficie epicardica del cuore, seguite da un periodo di riperfusione in cui il tubo e suturare occludere viene rimosso e il sangue è permesso di fluire nuovamente attraverso l&#39;arteria e nel miocardio. L&#39;intervento ischemia / riperfusione è stata considerata clinicamente rilevante a causa della natura del danno da riperfusione in parallelo il trattamento di infarti umani che comprende promangioplastica pt coronarica e stenting dell&#39;arteria, o bypass coronarico. Tipicamente, in questi studi, ischemia del LV in un cuore mouse viene confermata da pallore visibile della parete miocardica. Tuttavia, semplicemente eseguendo la chirurgia su un tappetino elettrocardiogramma (ECG) in condizioni di monitoraggio costante, cambiamenti visibili possono essere osservati nella forma d&#39;onda ECG, confermando così l&#39;ischemia e riperfusione del miocardio mouse. Sebbene cuore murino è simile al cuore umano in molti aspetti, compresa la sua struttura quattro camere, i cuori hanno anche differenze. Una differenza evidente è il tasso medio cardiaca a riposo di topi adulti è di 600 - 700 battiti al minuto (bpm), mentre quella degli esseri umani adulti è ~ 60-100 bpm 8,9. Inoltre, nei topi le onde di ripolarizzazione, J e T, spesso si fondono con la depolarizzazione QRS complesso fare una chiara segmento ST difficile da discernere 10. A complicare il processo di electrocardiographically confermando ischemia miocardica, è l&#39;elevazione del T-wave e il tratto ST che vengono utilizzati come marcatori per la diagnosi di ischemia e lesioni infarto del miocardio negli esseri umani, clinicamente denominato ST e levation m yocardial i nfarction o STEMI. Una delle differenze principali tra le forme d&#39;onda umani e murine è che s-onda è immediatamente seguita essere un J-wave che trasferisce direttamente in un T-onda negativa. Durante ischemia miocardica acuta nel topo l&#39;ampiezza diminuisce S-onda ed è direttamente seguito da un anomalo J-onde e rovesciata dell&#39;onda T 11. La T-onda non sembra rappresentare una porzione significativa della ripolarizzazione nei topi 11. Nonostante la nomenclatura e il mouse vs differenze umane, conferma ECG di ischemia miocardica e murino riperfusione è ancora possibile e relativamente semplice. Per motivi di semplificazione interpretazione forma d&#39;onda, il segmento tra SJT è indicato come ST-segment qui. Linee guida STEMI pubblicati nel 2013 raccomandano una volta il paziente porta a palloncino di meno di 90 min 12 .Questo significa che il lasso di tempo dall&#39;individuazione di occlusione coronarica del paziente fino a quando l&#39;arteria viene riaperto deve essere inferiore a 90 min. Il cuore pulsante è costantemente al lavoro e quindi, ha un elevato metabolismo ossidativo e un elevato livello di consumo di ossigeno 3. Per fornire per questo, una rete di capillari è a disposizione di ogni miociti 3. Ci vuole solo un cuore di un paio di battute di esaurire il suo ossigeno e di nutrienti. In una finestra di 90 minuti, una regione cardiaca ischemica in un essere umano sarà stato bloccato da ricevere tra 5.400 e 9.000 cuore batte la pena di sangue ricco di ossigeno. In quella stessa finestra di 90 minuti, un topo avrebbe 54.000 a 63.000 battiti cardiaci. punti temporali sperimentali per murino danno da ischemia / riperfusione sono in genere tra i 30 ei 60 minuti. L&#39;importanza di sviluppareing un metodo supplementare di conferma ischemia miocardica e riperfusione in un modello murino ha profonde implicazioni sulla consistenza e la riproducibilità dei dati in studi ischemia / riperfusione miocardica. La prassi attuale di osservare visivamente il cuore per un cambiamento di colore del tessuto non è adeguata come uno stand-alone diagnostica. Inoltre, riperfusione dopo la rimozione del tubo e di sutura non è garantita. Anche se l&#39;arteria non è più legato al largo, l&#39;arteria può avere danni subiti durante la procedura e potrebbe diventare impossibile reperfuse. Sarebbe utile avere un record di alterazioni elettrocardiografiche per confermare la riperfusione piuttosto che basarsi su osservazioni di pallore miocardica e rubor (colore rosso). Cuori che non mostrano i marcatori di danno da ischemia / riperfusione possono rapidamente essere contrassegnati e una decisione su come procedere possono essere effettuate dagli investigatori. Infine, stabilendo un record di ECG variazioni rispetto al basale in tutta °e periodi di ischemia e di riperfusione consente agli investigatori di continuare a monitorare il cuore dopo l&#39;intervento iniziale. Gli investigatori attualmente perdono di vista cuore non appena l&#39;operazione è completata. ECG è un modo semplice per ottenere informazioni sui cambiamenti che si verificano nelle ore miocardio per giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. ECG registrato in momenti dopo l&#39;intervento chirurgico potrebbe rivelare onde Q tardo-sviluppo che indica continuato o peggioramento morte del tessuto. Tuttavia, per gage in modo efficace nuovi o peggioramento marcatori elettrocardiografici, un ECG basale deve essere disponibile per il confronto. Questo protocollo dimostrerà come preparare, ottenere e interpretare l&#39;ECG per confermare ischemia e riperfusione del cuore mouse utilizzando 8-12 settimane vecchio maschio topi C57BL / 6.

<table><tbody><tr><td>Vevo 1100</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Echocardiography Machine</td></tr><tr><td>Mouse Handling Plate</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Heated ECG plate</td></tr><tr><td>Signa-Gel&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Highly Conductive Multi-</td></tr><tr><td>Electrode Gel</td><td>Parker</td><td>15-25</td><td>Purpose Electrolyte</td></tr><tr><td>Transpore Medical Tape</td><td>3M</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td>PI-Spray II</td><td>Pharmaceutical Innovations</td><td>NDC 36-2013-25</td><td>Cleaning agent for ECG plate</td></tr><tr><td>C57Bl6 Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>Male, 8 - 12 wk</td></tr><tr><td>IsoThesia-Isoflurane</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 1169-0500-1</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Systane Nighttime Lubricant Eye Ointment</td><td>Alcon</td><td>65050935</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>640.O32</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>K809.O32</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5881</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Bio Nuclear Diagnostics Inc</td><td>DIS-022B</td><td></td></tr><tr><td>Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex CIII&amp;nbsp;</td><td>Patterson Veterinary</td><td>0-891-9756</td><td>Buprenorphine Hydrochloride Analgesic&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-08</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church and Dwight Co.</td><td>NRSL-22339-05</td><td></td></tr></tbody></table>

confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

Un ECG murino normale viene visualizzato in figura 2 con i marcatori alfabetici per eventi elettrici P, Q, R, S, J e T. P è la depolarizzazione atriale iniziale. QRS è l&#39;onda di depolarizzazione delle sopra i ventricoli. J è ripolarizzazione precoce e T rappresenta la ripolarizzazione eterogenea noto anche come recupero 11. Va notato che molti laboratori non utilizzano la nomenclatura J-wave e invece riferimento alla SJT-segmento del segmento ST 10...

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Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

La conferma di ischemia miocardica e riperfusione nei topi mediante il rilievo della superficie elettrocardiografia

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

confirmation-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-mice-using

Research

JoVE Journal

Medicine

13.2K Views.  East Tennessee State University. During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

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Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

Stimolazione elettrica programmata nei topi

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

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Medicina

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in functional parameters of key clinical significance. Two-dimensional movies were acquired at high frame rate (8 kHz) and were utilized to estimate high-quality myocardial strain. Two-dimensional elastograms (strain images), as well as strain profiles, were visualized. Results were powerful in quantitatively assessing IR-induced changes in cardiac events including left-ventricular (LV) contraction, LV relaxation and isovolumetric phases of both pre-IR and post-IR beating hearts in intact mice. In addition, compromised sector-wise wall motion and anatomical deformation in the infarcted myocardium were visualized.  The elastograms were uniquely able to provide information on the following parameters in addition to standard physiological indices that are known to be affected by myocardial infarction in the mouse: internal diameters of mitral valve orifice and aorta, effective regurgitant orifice, myocardial strain (circumferential as well as radial), turbulence in blood flow pattern as revealed by the color Doppler movies and velocity profiles, asynchrony in LV sector, and changes in the length and direction of vectors demonstrating slower and asymmetrical wall movement. This work emphasizes on the visual demonstration of how such analyses are performed. 

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart 

High frequency Doppler ultrasound is a novel technology for assessing regional myocardial function. This work presents first evidence demonstrating applicability of this versatile imaging platform for the repeated measure of myocardial strain, dp/dt, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused (IR) murine heart.

Ad alta frequenza ad alta risoluzione Ecocardiografia: Prima Prova a non invasiva misura ripetuta di deformazione miocardica, contrattilità, e rigurgito mitralico in Ischemia-riperfuso Cuore Murine

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in ...

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

A Murine chiuso del torace modello di ischemia miocardica e riperfusione

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modello murino di ischemia miocardica e riperfusione lesioni da legatura della arteria discendente anteriore sinistra

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last decades. For clarification of the underlying mechanisms and the development of new therapeutic strategies, the availability of valid animal models are mandatory. Since we need new insights into pathomechanisms of cardiovascular diseases under in vivo conditions to combat myocardial infarction, the validity of the animal model is a crucial aspect. However, protection of animals are highly relevant in this context. Therefore, we establish a minimally invasive and simple model of myocardial infarction in mice, which assures a high reproducibility and survival rate of animals. Thus, this models fulfils the requirements of the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction) for animal experiments and assure the scientific information needed for further developing of therapeutical strategies for cardiovascular diseases.

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

Minimal procedura chirurgica invasiva di indurre infarto miocardico nei topi

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Modello di infarto miocardico Murine utilizzando la legatura permanente dell'arteria coronaria discendente anteriore sinistra

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

Un metodo semplice modificato per l'induzione dell'infarto miocardico nei topi

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induzione di infarto miocardico e danno da ischemia-riperfusione miocardica nei topi

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

Modello di danno da ischemia e riperfusione nei conigli

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Tecnica a torace chiuso per lesione da ischemia-riperfusione miocardica murina

Remotely Triggered LAD Occlusion Using a Balloon Catheter in Spontaneously Breathing Mice

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for AMI, it frequently leads to myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI), amplifying cardiac damage. Murine models serve as vital tools for investigating both acute injury and chronic myocardial remodeling in vivo. This study presents a unique closed-chest technique for remotely inducing myocardial IRI in mice, enabling the investigation of the very early phase of occlusion and reperfusion using in-vivo imaging such as MRI or PET. The protocol utilizes a remote occlusion method, allowing precise control over ischemia initiation after chest closure. It reduces surgical trauma, enables spontaneous breathing, and enhances experimental consistency. What sets this technique apart is its potential for simultaneous noninvasive imaging, including ultrasound and magnetic resonance imaging (MRI), during occlusion and reperfusion events. It offers a unique opportunity to analyze tissue responses in almost real-time, providing critical insights into processes during ischemia and reperfusion. Extensive systematic testing of this innovative approach was conducted, measuring cardiac necrosis markers for infarction, assessing the area at risk using contrast-enhanced MRI, and staining infarcts at the scar maturation stage. Through these investigations, emphasis was placed on the value of the proposed tool in advancing research approaches to myocardial ischemia-reperfusion injury and accelerating the development of targeted interventions. Preliminary findings demonstrating the feasibility of combining the proposed innovative experimental protocol with noninvasive imaging techniques are presented herein. These initial results highlight the benefit of utilizing the purpose-built animal cradle to remotely induce myocardial ischemia while simultaneously conducting MRI scans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: una nuova tecnica standardizzata per l'imaging biomedico in tempo reale del danno miocardico acuto

This article presents a unique closed-chest technique for inducing myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI) in mice. The presented method allows mice to breathe spontaneously while remotely inducing myocardial ischemia. This provides access to the animal for studying the dynamic processes of ischemia and reperfusion in situ and in real-time via noninvasive imaging.

Occlusione LAD attivata da remoto utilizzando un catetere a palloncino in topi che respirano spontaneamente

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for ...