This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

Alle chirurgischen Eingriffe an Tieren durchgeführt , sollte mit Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren 13 oder einer anderen geeigneten ethischen Richtlinien entsprechend durchgeführt werden. Protokolle sollten von der Tierschutzausschusses bei der entsprechenden Institution, bevor Sie fortfahren genehmigt werden. 1. Vorbereitung für die EKG HINWEIS: Bevor Sie beginnen, don persönliche Schutzausrüstung einschließlich der Handschuhe, Brillen und einem sauberen Laborkittel oder Einweg-Kleid. <ol><li> Reinigen Sie die EKG-Pad mit einem Nicht-Alkohol und nicht-Bleich basierte Dekontaminationslösung. Verwenden Sie vorsichtig eine heikle Aufgabe wischen überschüssige Lösung abtupfen, um sicherzustellen, dass die Elektroden-Pad nicht beschädigt wird. </li><li> Wenn das EKG-Pad eine Heizung Funktion hat, es zu benutzen. Narkotisierten Mäusen neigen schnell die Körperwärme zu verlieren. Erhitzen Sie das Pad auf 40-42 ° C bis normothermic Körpertemperatur von 37 ° C in der gesamten Operation 14 halten. Monitor-Körper TemperamentAture eine rektale Thermometer. Einstellen auflage Temperatur wie notwendig, um die Körpertemperatur ~ 37 ° C zu halten. </li><li> Da die meisten Thorakotomie mit der Maus auf dem Rücken liegend (Rücken) durchgeführt werden, stellen Sie sicher, dass das Umschalten auf den &quot;Rücken&quot; Einstellung gekippt wird. Viele EKG-Pads haben eine Funktion zwischen Bauch- und Rückenlage zu wechseln. Fehler die richtige Orientierung zu wählen können in falsche Darstellung von Elektrokardiographie Ereignisse zur Folge haben. </li><li> Anesthetize Maus mit 5% inhaliert Isofluran und 1 l / min Sauerstoff. Sobald die Maus betäubt, Transfer Maus auf EKG-Pad mit einer Anästhesie Nasenkegel ausgestattet und Isofluran bis 2% und 1 l / min Sauerstoff reduzieren. Bestätigen Sie die richtige Anästhesie mit der Maus gewährleistet nicht reagiert, wenn der Fuß des Maus mit einer Pinzette eingeklemmt wird. </li><li> Eine dünne Schicht von Augen Schmierung Salbe über die Augen der Maus Trockenheit und Hornhautschäden zu verhindern, während narkotisiert. </li><li> Reinigen Sie die Maus die Pfoten mit einem feuchten Tuch abwischen alle sichtbaren Betten zu entfernendas kann auf die Pfoten stuck sein oder kann mit der Übertragung von elektrischen Impulsen von den Pfoten an den ECG-Pad stören. Trockene Pfoten mit einem Tuch. </li><li> Eine kleine Menge (etwas kleiner als ein USD dime) aus hochleitfähigem Elektrolyt-Gel zu jeder der vier Metallelektroden auf dem ECG-Pad. Hinweis: Achten Sie darauf, nur eine kleine Menge des Gels auftragen als zu viel Gel macht es schwierig, die Pfoten auf das Pad mit Klebeband zu begrenzen. Zusätzlich Pfoten sind wahrscheinlich aus der Zurückhaltung während der Operation zu rutschen, wenn sie vor dem Auftragen Band nass waren. </li><li> Mit der Maus in Rückenlage, mit klarem medizinischem Klebeband jede Pfote an die entsprechende Elektrode (Abbildung 1) zu begrenzen. Drücken Sie zuerst auf jeder Pfote auf seine Stück Klebeband und dann das Band an den EKG-Pad haftet. Stellen Sie sicher, dass jeder zurückhaltender Pfote in Kontakt mit dem Elektrolyt-Gel und der Elektrode. </li></ol> 2. Der Erwerb der EKG <ol><li> Je nach Ausstattung für die EKG-Erfassung verwendet, confild der Maschine, so daß die EKG-Wellenform in Echtzeit sichtbar gemacht werden können. Für EKG-Aufzeichnungen die physiologischen Überwachungseinstellungen auf einer Echokardiographie Maschine, ein Live-B-Modus-Bild wird die EKG-Kurve entlang der Unterseite des Bildschirms ausgeführt haben. Hinweis: Siehe einzelnen Maschinen Anleitungen, um zu bestimmen, wie am besten, dass Geräte zu konfigurieren. </li><li> Aktivieren Sie die Echtzeit-Visualisierung von EKG-Kurve durch die B-Modus-Taste auf einer Echokardiographie Maschine oder das Äquivalent auf andere EKG-Aufzeichnungsgeräte. <ol><li> Stellen Sie die Auflösung für die Unterschiede in der Amplitude zu berücksichtigen. Wenn die Spitze der R-Welle oder der Mulde (Tal) der Q-Welle aus dem Sichtrahmen sind, passen die Auflösung, bis die gesamte Höhe der Wellenform beobachtet werden. Hinweis: Dies kann unter physiologischen Einstellungen Registerkarte auf einer Echokardiographie Maschine durchgeführt werden. Klicken Sie auf die Zunahme oder Abnahme Pfeile, bis die gesamte Kurve sichtbar ist. </li></ol></li><li> Jedes Mal, dass ein Bild zu sein obtained, deaktivieren Sie das EKG-Pad von Werkzeugen. Das Berühren der Maus während der EKG-Aufzeichnung mit einer Pinzette oder den Fingern wird die Wellenform stören. Stellen Sie sicher, dass die Maus immer noch und unberührt auf dem EKG-Pad vor, nachdem alle EKGs Aufnahme. </li><li> Verwenden Sie die &quot;Record&quot; der Maschine oder &quot;Speicher&quot; -Funktion vor chirurgischen Einschnitten auf der Maus zu machen. Dieses Bild wird als Grundlage für den Vergleich auf später verwendet werden. </li></ol> 3. Chirurgische Verfahren und Aufnahme-EKG <ol><li> Injizieren narkotisierten Maus mit schmerzlindernd (Buprenorphin, 1,5 ug, intraperitoneale) vor Beginn. Die Einzelheiten der Ischämie / Reperfusion chirurgische Verfahren kann auch an anderer Stelle 5 gefunden werden. </li><li> Entfernen Sie Haare rund um die Operationsstelle chemisch oder mechanisch und desinfizieren Sie den Bereich mit Betadin Lösung. Verwenden Sie ein Skalpell einen vertikalen Schnitt parallel zu der Speiseröhre und der Luftröhre zu machen. Bewegen Sie die Lymphknoten an jeder Seite des Einschnitts, bis die dünne Gewebe bedeckt die Tracheaausgesetzt. Mit einer Pinzette, trennen Sie sanft in das Gewebe, bis die weißen Knorpelspangen der Luftröhre sichtbar sind. Hinweis: Wir verwenden in der Regel Nair Haarentfernung Lotion. Die Lotion wird für ca. 1 min auf der Operationsstelle aufgetragen. Nair wird dann abgewaschen gründlich Kochsalzlösung oder mit Wasser. Dieses Verfahren ist in unserem Labor bevorzugt, da hochauflösende Echokardiographie (die Haarfollikel erkennen kann) durchgeführt wird vor und nach der Operation. Vorsicht ist jedoch getroffen werden, um empfindliche Gebiete zu vermeiden, wie Genitalien, und dann gründlich Nair Abwaschen mögliche Verätzungen der Haut zu vermeiden. </li><li> Schnell die Nase Maus entfernen Nasenkegel und Lüftungsschlauch in den Mund der Maus und in Richtung der Kehle ein. Wenn die Spitze des Beatmungsschlauch sichtbar durch die freiliegenden Nackenbereich wird, richten sich die Röhre mit dem Beginn der Luftröhre. Sanft wackeln die Röhre einer Seite zur anderen, während Aufwärtsdruck, bis der Schlauch gleitet in die Trachea Anwendung, die visuell bestätigt werden kann turch die transluzente Trachea. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Maus während des Intubationsvorgang narkotisierten bleibt. Pause von Intubation und gibt die Maus an den Nasenkegel, wenn es zu rühren beginnt. </li><li> Mit Hilfe einer Schleife der Schnur, die beiden vorderen Zähne der Maus Haken durch die Schlaufe und kleben Sie die Zeichenfolge endet mit dem EKG-Pad, um den Kopf der Maus zu stabilisieren und die Lüftungsschlauch, um sicherzustellen, nicht während der Operation zu bewegen. Schnell Belüftungsschlauch an Nagetieren Beatmungsgerät anschließen und Lüftungs Einstellungen entsprechend dem Gewicht der Maus anpassen. Bandlüftungsschlauch an Ort und Stelle. </li><li> Decken Sie die freiliegenden Trachea-Maus mit einer Gaze in warmen Kochsalzlösung getränkten Gewebe zu halten vor dem Austrocknen. </li><li> Machen Sie einen vertikalen Schnitt mit einem Skalpell entlang der linken Seite des Brustbeins verwendet wird. </li><li> Mit einer Pinzette, trennen Sie vorsichtig die Fascia-Schicht von der Muskelschicht. Schneiden Sie vorsichtig die zugrunde liegenden Muskelschichten ohne sichtbare Blutgefäße zu schneiden. </li><li> Mit einer Pinzette greifen die dritte Rippe und ziehennach oben sanft. Pflegen Griff auf der Rippe mit einer Hand und chirurgische Schere vorsichtig die intercostal Gewebe zwischen dem dritten und vierten Rippe geschnitten. Stellen Sie sicher, dass die Lungen nicht beschädigt werden. Hinweis: Lungs einzufahren tief in die Brusthöhle unmittelbar nach der Brusthöhle durch die chirurgische Inzision durchstochen wird durch den Verlust des Druckgradienten. Warten Sie, bis die Lungen, bevor Sie fortfahren zurückgezogen haben. </li><li> Verwenden einer Pinzette zu greifen und vorsichtig auf die dünne Schicht des Perikards trennen, die das Herz umgibt. </li><li> Legen Sie Retraktoren oder manuell verwenden Zange als Rippe Retraktoren die Rippen in eine Position zu bewegen, wo das Herz zwischen den Rippen sichtbar ist. Hinweis: Es ist üblich, die Maus des unteren linken Pfote zu bewegen, so dass sie die untere rechte Pfote während der Platzierung der Ligatur überlappen. Dies hilft, um das Herz zu positionieren, so dass die linke Herzohr oder Ohrmuschel, während der Platzierung der Ligatur leicht sichtbar ist. Seien Sie sich bewusst, dass gültige EKG waveforms nicht erhalten werden, während die untere linke Pfote aus der Elektrode ist. Aus diesem Grund ist es ratsam, die Pfote zu seiner Elektrode zurückzukehren, nachdem das Vernähen Ligatur durch das Myokard-Gewebe geführt wird, aber bevor ein Knoten festgezogen wird. </li><li> Suchen Sie die LAD visuell, unter dem linken Ohrmuschel. Geschwind legen Sie eine 7-0 Seide verjüngte Nähnadel in das Myokard tief genug unter der LAD zu passieren, aber nicht so tief, wie die LV Hohlraum eindringen. Ziehen Sie das Vernähen Ligatur durch, bis es etwa 4 cm von Vernähen Seide links auf dem freien (nicht-Nadel) Ende des Nähens Ligatur. </li><li> Beginnen Sie mit einem einfachen Naht Knoten zu binden. Sobald das freie Ende des Nähens Seide hat den Knoten durch die Schlaufen zu bilden, Pause gezogen worden. </li><li> sowohl die freien und Nadelenden des Nähens Seide mit einer Pinzette halten, legen Sie eine ca. 1 cm langen Abschnitt von PE-10 Schlauch unterhalb der Form Knoten und oben auf der epikardialen Oberfläche. </li><li> Wenn die linke Pfote Maus gekreuzt wird, kehren die Pfote auf seine Propro Elektrode. Ziehen Sie Knoten, so dass die PE-10 Schlauch an das Herz vernäht. Lassen Sie alle physischen Kontakt mit der Maus zu ermöglichen EKG aufgezeichnet werden. </li><li> Lassen Sie EKG-Kurve, um durch die für ~ 10 Sekunden. Prüfen Sie das EKG-Wellenform visuell und Rekordwellenform als &quot;Time of Occlusion&quot;. Wenn die T-Welle innerhalb von 1 min in der Amplitude nicht erhöht, neu bewerten Platzierung der Ligatur. <ol><li> Wenn die T-Wellen-Amplitude nicht erhöht, entweder zu verwerfen, das Tier aus der Studie oder versuchen, die Ligatur Platzierung zu korrigieren. </li></ol></li><li> Sichtkontrolle der Farbe des Myokard ischämischen paling des LV zu bestätigen. </li><li> Wenn EKG-Veränderungen und myokardiale Ischämie Farbänderungen, doppelten Knoten der Naht um den PE-10 Schlauch an. </li><li> Decken Sie die offene Brusthöhle mit warmem Salz Gaze. </li><li> Nehmen Sie EKG alle 5-10 min für die Dauer der ischämischen Periode. </li></ol> 4. Bestätigung der Reperfusion EKG Verwendung <ol><li> Entfernen Sie Kochsalzlösung getränkten BuchtRing der Brusthöhle und zu visualisieren, das Herz. </li><li> Verwenden Sie eine Klinge die Vernähen Seide oben auf dem PE-10 Schlauch zu schneiden. Sobald die Ligatur geschnitten wird, entfernen Sie den Abschnitt von PE-10 Schlauch und sanft die Vernähen Ligatur aus dem Myokard zu entfernen. </li><li> Lassen Sie alle physischen Kontakt mit der Maus und lassen Sie die EKG-Kurve ~ 10 sec zu Zyklus. Nehmen Sie Wellenform als &quot;Zeit der Reperfusion.&quot; Weiter zur EKG-Kurven alle 5-10 Minuten, bis die gewünschte Versuchszeitpunkt erreicht ist aufzuzeichnen. </li><li> Passen Sie die Auflösung für Änderungen in der Amplitude nach Bedarf. Wenn die T-Welle ändert sich nicht beim Entfernen des PE-10 Schlauch und Ligatur wird Reperfusion nicht bestätigt. <ol><li> Wenn die T-Welle ändert sich nicht beim Entfernen von Schläuchen, entweder zu verwerfen, das Tier aus der Studie oder versuchen, die Ligatur Platzierung zu korrigieren. </li></ol></li><li> Sichtprüfung Myokard Reperfusion durch Rückkehr in rote Farbe zusätzlich bestätigen. </li><li> Schließen Brusthöhle durch den ICR mit einem 5-0 VernähenSeidennaht während sanften Druck auf die Brust des Maus Anwendung überschüssige Luft zu entfernen, die während der Operation eingetreten ist. Dann nähen die Muskelschichten und schließlich die Haut. Hinweis: Anwenden von Druck auf die Brusthöhle kann nicht ausreichend sein, um die Brusthöhle von Luft in allen Mäusen zu evakuieren. Daher sollte die Spritze und Nadel Verfahren der Evakuierung verwendet werden, um sicherzustellen, dass die gesamte Luft ausgetrieben worden ist. </li><li> Nehmen Sie die letzte EKG vor inhalativen Anästhesie ab und entfernen Sie die Maus des Pfoten von den Elektroden drehen. Erhöhen Sie Sauerstoff zu 2 l / min und halten Belüftung, bis die Maus das Bewusstsein wiedererlangt. </li><li> Lassen Sie die Maus eine konstante Temperatur kontrollierten Umgebung, zB Heizkissen oder warmen Inkubator zu erholen, Infarkt Variabilität zu vermeiden. Behandeln Sie die Maus mit Buprenorphin 24 Stunden nach der Operation und dann benötigt, wie sie durch die Maus Grimasse Skala angezeigt. Hinweis: Verfahren zur Reperfusion wird auch im Detail von Xu et al diskutiert 5. </li></ol>

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	<li>Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths:+Final+Data+for+2011.">Deaths: Final Data for 2011.</a> Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).</li><li>Klabunde, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cardiovascular Physiology Concepts 2edn. , 243 (2012).</li><li>Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+infarction+in+young+adults-risk+factors+and+pattern+of+coronary+artery+involvement.">Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement.</a> Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).</li><li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery.">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li><li>Fern&#225;ndez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+coronary+arteries+of+the+C57BL/6+mouse+strains:+implications+for+comparison+with+mutant+models.">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).</li><li>Thaler, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Only EKG Book You'll Ever Need. , (2003).</li><li>Poirier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise,+heart+rate+variability,+and+longevity:+the+cocoon+mystery?.">Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery?.</a> Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).</li><li>Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Rate,+Life+Expectancy+and+the+Cardiovascular+System:+Therapeutic+Considerations.">Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations.</a> Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).</li><li>Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Misinterpretation+of+the+mouse+ECG:+'musing+the+waves+of+Mus+musculus.">Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus.</a> J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).</li><li>O'Gara, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ACCF/AHA+guideline+for+the+management+of+ST-elevation+myocardial+infarction:+executive+summary:+a+report+of+the+American+College+of+Cardiology+Foundation/American+Heart+Association+Task+Force+on+Practice+Guidelines:+developed+in+collaboration+with+the+American+College+of+Emergency+Physicians+and+Society+for+Cardiovascular+Angiography+and+Interventions.">ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions.</a> Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Echocardiography+in+Mice.">Echocardiography in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).</li><li>Jong, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+acute+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+in+IL-6-deficient+mice+employing+a+closed-chest+model.">Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model.</a> Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).</li><li>Nadtochiy, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+cardioprotection+by+S-nitroso-2-mercaptopropionyl+glycine.">In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine.</a> J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).</li><li>Preda, M. B., Burlacu, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiography+as+a+tool+for+validating+myocardial+ischemia-reperfusion+procedures+in+mice.">Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice.</a> Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).</li><li>Speerschneider, T., Thomsen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+and+analysis+of+the+electrocardiographic+T+wave+in+mice.">Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice.</a> Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).</li><li>Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+mimics+ischemic+preconditioning+via+activation+of+K(ATP)+channels:+reduction+of+myocardial+infarct+size+with+an+acute+memory+phase.">Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase.</a> Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).</li><li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mice+anesthesia,+analgesia,+and+care,+Part+I:+anesthetic+considerations+in+preclinical+research.">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).</li><li>Curtis, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Lambeth+Conventions+(II):+guidelines+for+the+study+of+animal+and+human+ventricular+and+supraventricular+arrhythmias.">The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias.</a> Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Mit EKG-Veränderungen als eine ergänzende Methode für myokardiale Ischämie und Reperfusion bestätigt die genaue Platzierung des verdeck Ligatur gewährleistet. Die Genauigkeit der Ligatur Platzierung ist entscheidend für die Datenvariabilität unter den Tieren zu reduzieren. Die LAD in einem Maus-Herz ist eine schwierige Arterie zu visualisieren. Daher kann mit Veränderungen im Elektrokardiogramm visuelle Blässe Ergänzung wird dazu beitragen, die korrekte Platzierung der Ligatur und daraus resultierende Gewebes...

Herzkrankheit bleibt die führende Todesursache weltweit 1,2. Nicht nur ist der linke Ventrikel (LV) die kräftigste Kammer, verantwortlich für das Blut vom Herzen zu den gesamten Körper pumpt 3, es ist eine gemeinsame Herzverletzungsstelle nach einem Myokardinfarkt 4. Die linksventrikuläre Absterben von Gewebe führt oft zu systolischen Herzinsuffizienz. Tiermodelle von Herzkrankheiten sind unerlässlich für die Förderung der biomedizinischen Forschung kardiovaskulär. Die C57Bl / 6-Stamm von Mäusen eine beliebte Wahl für Tiermodellen haben aufgrund ihrer schnellen Brutzeit, geringe Kosten und Leichtigkeit in genetischen Veränderungen. Die meisten chirurgischen murine Modelle für die Untersuchung von Herzkrankheiten beinhalten Okklusion des LAD Ast der linken Koronararterie. Die LAD wird manchmal mit der linken stumpfen Rand 5,6. Die LAD liefert Blut in den linken Ventrikel vorderen und anterolateralen Wände. LAD Okklusion Studien sind bei der Induktion anterioren Infarkten gerichtet, manchmal int Verlängerungo den unteren und seitlichen Wandbereiche 7. Zwei Modelle, die häufig für Myokardinfarkt Studien verwendet werden, umfassen chronische Verstopfung Myokardinfarkt und myokardiale Ischämie / Reperfusion. Die chronische Verstopfung wird durch chirurgisch um Vernähen und permanent den Blutfluss durch die LAD zu blockieren. Die Ischämie / Reperfusion wird viel auf die gleiche Weise erstellt nur mit einer vorübergehenden, in der Regel 30 bis 60 min, ischämische Periode. transiente Ischämie, die okkludierende Naht Krawatten um den LAD und einer kleinen PE-Rohr 10 zu erreichen, die parallel zu der LAD an der epikardialen Oberfläche des Herzens platziert ist, von einer Reperfusionsperiode gefolgt, wo der Schlauch und Okkludieren Naht entfernt und Blut um erneut Fluss durch die Arterie und in das Myokard erlaubt. Die Ischämie / Reperfusion der Operation wurde klinisch relevant aufgrund der Natur von Reperfusionsverletzung parallel zu der Behandlung von menschlichen Infarkte zu sein als die prom umfasstpt koronare Angioplastie und Stent-Implantation der Arterie oder koronaren Bypass. Typischerweise wird während dieser Operationen, Ischämie des LV in einem Maus-Herz wird durch sichtbare Blässe der myokardialen Wand bestätigt. Allerdings, indem einfach die Operationen auf einem Elektrokardiogramm (EKG) Pad unter ständiger Überwachung Bedingungen durchgeführt wird, sichtbare Veränderungen können in der EKG-Kurve beobachtet werden, wodurch Ischämie und Reperfusion der Maus Myokard bestätigt. Obwohl das murine heart für das menschliche Herz in vieler Hinsicht ähnlich ist, einschließlich der vier Kammern Struktur, haben die Herzen auch Unterschiede. Ein offensichtlicher Unterschied ist die durchschnittliche Ruheherzfrequenz von erwachsenen Mäusen ist von 600 bis 700 Schlägen pro Minute (bpm) , während die von erwachsenen Menschen ist ~ 60-100 bpm 8,9. Zusätzlich bei Mäusen die Repolarisation Wellen, J und T, verschmelzen oft mit der Depolarisation QRS-Komplex eine klare ST-Segment schwierig macht , 10 zu erkennen. Um den Prozess der electrocardiographicall erschwereny Myokardischämie bestätigt, es ist die Höhe der T-Welle ist und der ST-Segment , das als Marker für die Diagnose von Ischämie und Myokardinfarkt Verletzungen bei Menschen verwendet werden, bezeichnet klinisch als ST e levation m yocardial i nfarction oder STEMI. Einer der wichtigsten Unterschiede zwischen humanen und murinen Wellenformen ist, daß S-Welle unmittelbar folgt ein J-Welle sein, die direkt in eine negative T-Welle überträgt. Während akuter myokardialer Ischämie in Mäusen , die Amplitude der S-Welle ab , und wird durch eine abnormale J-Welle und eine invertierte T-Welle 11 direkt folgt. Die T-Welle scheint nicht , 11 einen wesentlichen Teil der Repolarisation in Mäusen zu repräsentieren. Trotz Nomenklatur und Maus gegen menschliche Unterschiede, EKG-Bestätigung von murinen myokardialen Ischämie und Reperfusion ist nach wie vor möglich und relativ einfach. Aus Gründen der Vereinfachung Wellenform Auslegung wird das Segment zwischen der SJT bezeichnet als ST-SEGMnt hier. STEMI - Richtlinien im Jahr 2013 veröffentlicht , einen Patienten Tür-zu-Ballon Zeit von weniger als 90 min 12 .Dies bedeutet , wird empfohlen , dass der Zeitrahmen , von der Identifizierung der Koronararterienokklusion des Patienten , bis die Arterie wieder geöffnet wird , sollte weniger als 90 min betragen. Das schlagende Herz arbeitet ständig und hat daher einen hohen oxidativen Stoffwechsel und ein hohes Maß an Sauerstoffverbrauch 3. Um dies zu schaffen, ist ein Netzwerk von Kapillaren an jedem Myozyten - 3 erhältlich. Es dauert nur ein Herz ein paar Takte seiner Sauerstoff- und Nährstoffversorgung zu erschöpfen. In einem 90 Minuten-Fenster wird eine ischämische Herzregion in einem menschlichen Empfang von zwischen 5.400 und 9.000 Herz blockiert wurden im Wert von sauerstoffreichem Blut schlägt. Im selben 90 Minuten Fenster, wäre eine Maus 54.000 bis 63.000 Herzschläge haben. Versuchszeitpunkte für murine Ischämie / Reperfusionsverletzung liegen typischerweise zwischen 30 und 60 min. Die Bedeutung der Entwicklungeine ergänzende Methode ing myokardialen Ischämie und Reperfusion in einem Mausmodell der Bestätigung hat tiefgreifende Auswirkungen auf die Konsistenz und Reproduzierbarkeit der Daten in myokardialen Ischämie / Reperfusion-Studien. Die derzeitige Praxis der optisch das Herz für eine Veränderung der Gewebefarbe zu beobachten ist nicht ausreichend, als Stand-alone-Diagnose. Zusätzlich wird der Reperfusion nach Entfernen des Schlauchs und Naht nicht garantiert. Obwohl die Arterie ist nicht mehr abgebunden, kann die Arterie während des Verfahrens nachhaltig geschädigt haben und unmöglich werden kann reperfuse. Es wäre vorteilhaft, eine Aufzeichnung von Veränderungen im Elektrokardiogramm zu haben Reperfusion, um zu bestätigen, anstatt sich auf Beobachtungen der myokardialen Blässe und rubor (rote Farbe). Herzen, die dann schnell markiert werden nicht die Marker der Ischämie / Reperfusion Verletzungen zeigen kann, und eine Entscheidung darüber, wie die Ermittler gehen kann gemacht werden. Schließlich ändert sich im gesamten th von der Basislinie eine Aufzeichnung der EKG-Einrichtunge ischämischen und Reperfusions-Perioden ermöglicht Ermittler das Herz nach der ersten Operation zu überwachen, um fortzufahren. Die Ermittler derzeit aus den Augen Herz verlieren, sobald die Operation beendet ist. EKG ist eine einfache Möglichkeit, Einblick in die Veränderungen in den Myokard Stunden nach der Operation zu Tage auftreten, zu gewinnen. EKG zu den Zeitpunkten aufgezeichnet nach der Operation späten Entwicklung Q-Wellen anzeigt, fortgesetzt oder eine Verschlechterung Absterben von Gewebe offenbaren könnte. Allerdings effektiv Gage neue oder sich verschlechternde Elektrokardiographie-Marker, muss ein Basis-EKG zum Vergleich zur Verfügung stehen. Dieses Protokoll wird zeigen, wie man sich vorbereiten, zu erhalten, und das EKG interpretieren Ischämie und Reperfusion der Maus Herz mit 8 bestätigen - 12 Wochen alten männlichen C57BL / 6-Mäuse.

<table><tbody><tr><td>Vevo 1100</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Echocardiography Machine</td></tr><tr><td>Mouse Handling Plate</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Heated ECG plate</td></tr><tr><td>Signa-Gel&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Highly Conductive Multi-</td></tr><tr><td>Electrode Gel</td><td>Parker</td><td>15-25</td><td>Purpose Electrolyte</td></tr><tr><td>Transpore Medical Tape</td><td>3M</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td>PI-Spray II</td><td>Pharmaceutical Innovations</td><td>NDC 36-2013-25</td><td>Cleaning agent for ECG plate</td></tr><tr><td>C57Bl6 Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>Male, 8 - 12 wk</td></tr><tr><td>IsoThesia-Isoflurane</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 1169-0500-1</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Systane Nighttime Lubricant Eye Ointment</td><td>Alcon</td><td>65050935</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>640.O32</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>K809.O32</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5881</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Bio Nuclear Diagnostics Inc</td><td>DIS-022B</td><td></td></tr><tr><td>Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex CIII&amp;nbsp;</td><td>Patterson Veterinary</td><td>0-891-9756</td><td>Buprenorphine Hydrochloride Analgesic&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-08</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church and Dwight Co.</td><td>NRSL-22339-05</td><td></td></tr></tbody></table>

confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

Eine normale Maus - ECG ist in Figur 2 mit alphabetischen Markierungen für elektrische Ereignisse P, Q, R, S, J und T. P angezeigt ist die anfängliche Vorhofdepolarisation. QRS ist die Welle der Depolarisation über den Ventrikeln. J ist eine frühe Repolarisation und T heterogenen Repolarisation stellt auch als Recovery - 11 bekannt. Es ist zu beachten , dass viele Labors verwenden Sie nicht die J-Welle Nomenklatur und stattdessen beziehen sich auf die SJT-...

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Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Die Bestätigung der myokardialen Ischämie und Reperfusion Injury in Mäusen Oberflächen Pad Elektrokardiographie

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

confirmation-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-mice-using

Research

JoVE Journal

Medicine

13.2K Aufrufe.  East Tennessee State University. During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Serie: Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

Forschung

Medizin

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in functional parameters of key clinical significance. Two-dimensional movies were acquired at high frame rate (8 kHz) and were utilized to estimate high-quality myocardial strain. Two-dimensional elastograms (strain images), as well as strain profiles, were visualized. Results were powerful in quantitatively assessing IR-induced changes in cardiac events including left-ventricular (LV) contraction, LV relaxation and isovolumetric phases of both pre-IR and post-IR beating hearts in intact mice. In addition, compromised sector-wise wall motion and anatomical deformation in the infarcted myocardium were visualized.  The elastograms were uniquely able to provide information on the following parameters in addition to standard physiological indices that are known to be affected by myocardial infarction in the mouse: internal diameters of mitral valve orifice and aorta, effective regurgitant orifice, myocardial strain (circumferential as well as radial), turbulence in blood flow pattern as revealed by the color Doppler movies and velocity profiles, asynchrony in LV sector, and changes in the length and direction of vectors demonstrating slower and asymmetrical wall movement. This work emphasizes on the visual demonstration of how such analyses are performed. 

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart 

High frequency Doppler ultrasound is a novel technology for assessing regional myocardial function. This work presents first evidence demonstrating applicability of this versatile imaging platform for the repeated measure of myocardial strain, dp/dt, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused (IR) murine heart.

Hochfrequenz-High-Resolution Echokardiographie: First Evidence on Non-invasive Wiederholte Messung der myokardialen Strain, Kontraktilität und Mitralinsuffizienz in der Ischämie-Reperfusion Murine Herz

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in ...

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

Geändert Technik für Coronary Artery Ligation in Mäuse

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Ein Maus-Closed-Brust-Modell von Myokardischämie und Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Murine Myokardinfarkt Modell mit permanenten Ligation der linken Anterior absteigende Koronararterie

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

Eine modifizierte einfache Methode zur Induktion von Myokardinfarkt bei Mäusen

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

Modell der Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Closed-Chest-Technik bei muriner Myokardischämie-Reperfusionsverletzung

Remotely Triggered LAD Occlusion Using a Balloon Catheter in Spontaneously Breathing Mice

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for AMI, it frequently leads to myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI), amplifying cardiac damage. Murine models serve as vital tools for investigating both acute injury and chronic myocardial remodeling in vivo. This study presents a unique closed-chest technique for remotely inducing myocardial IRI in mice, enabling the investigation of the very early phase of occlusion and reperfusion using in-vivo imaging such as MRI or PET. The protocol utilizes a remote occlusion method, allowing precise control over ischemia initiation after chest closure. It reduces surgical trauma, enables spontaneous breathing, and enhances experimental consistency. What sets this technique apart is its potential for simultaneous noninvasive imaging, including ultrasound and magnetic resonance imaging (MRI), during occlusion and reperfusion events. It offers a unique opportunity to analyze tissue responses in almost real-time, providing critical insights into processes during ischemia and reperfusion. Extensive systematic testing of this innovative approach was conducted, measuring cardiac necrosis markers for infarction, assessing the area at risk using contrast-enhanced MRI, and staining infarcts at the scar maturation stage. Through these investigations, emphasis was placed on the value of the proposed tool in advancing research approaches to myocardial ischemia-reperfusion injury and accelerating the development of targeted interventions. Preliminary findings demonstrating the feasibility of combining the proposed innovative experimental protocol with noninvasive imaging techniques are presented herein. These initial results highlight the benefit of utilizing the purpose-built animal cradle to remotely induce myocardial ischemia while simultaneously conducting MRI scans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Eine neuartige standardisierte Technik für die biomedizinische Echtzeit-Bildgebung von akuten Myokardverletzungen

This article presents a unique closed-chest technique for inducing myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI) in mice. The presented method allows mice to breathe spontaneously while remotely inducing myocardial ischemia. This provides access to the animal for studying the dynamic processes of ischemia and reperfusion in situ and in real-time via noninvasive imaging.

Ferngesteuerter LAD-Verschluss mit einem Ballonkatheter bei spontan atmenden Mäusen

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for ...