Name: monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
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この研究は、「仮想肝ネットワーク」の資金教育研究ドイツ連邦Ministery（BMBF）によってサポートされていました。私はビデオを生成すると音声を記録するためのアニメーションとイザベル素早く方向を変えるの作成に彼らの助けのためのイエナ大学病院のメディアセンターからフランクシューベルトとルネグンペルトに感謝したいと思います。

住宅·実施し、すべての手順は、ドイツの動物保護法制に従った。 1。センサーキャリブレーション（校正用センサメーカーの指示に従ってください） 1.1）ミラーカテーテル校正。 30分前にバランスをとる（ゼロ）とキャリブレーション用滅菌水または生理食塩水でカテーテルの先端を事前に浸します。 <ol><li>ブリッジ·アンプのmillar1チャンネルにミラーセンサーを接続し、水柱にミラーセンサーチップを挿入します。 </li><li> 0 CMH 2 Oに水柱値を設定データ解析ソフトウェアのウィンドウでは、ブリッジは、それを増幅し、ゼロを選択します。ベースライン値0 CMH 2 Oを設定することができる。 </li><li> 20 CMH 2 Oに水柱値を設定データ解析ソフトウェアのウィンドウの進捗を実行し、停止します。増幅するブリッジの窓に「単位」を選択し、それに応じて0〜20 ​​CMH 2 Oのベースラインを設定。 &lt;CMHへの「ユニット」を調整サブ&gt; 2 O </li><li>同じように、CAPを測定するためのmillar2のキャリブレーション（2ベースライン90,110 CMH 2 Oを設定します）。 </li></ol> 1.2）血流プローブ較正<ol><li>脱イオン水にプローブを入れてください。遷音速流量プローブシステムとプローブを接続します。 </li><li>データ解析ソフトウェア]ウィンドウで、フロープローブをゼロに増幅する入力を選択します。単位を調整します。 </li><li>信号を収集するために「テストチャンネル」のボタンを押します。信号が3-4の棒を持っている場合は、信号が良好であることを意味します。良好な信号が取得された場合には、手順を継続することができる。 </li><li>値がキャリブレーションされているか否かを見るために「ゼロチャンネル」にあるボタンとスケールチャネルを押します。 </li><li>後で測定のための「測定チャネル」のボタンを押します。 </li></ol> 2外科的処置のためのマウスを準備<ol><li>誘導チャンバ内にマウスを置き、2％イソフルランでマウスを麻酔し、0.3ml /分の酸素。マウスの足指ピンチ引っ込め反射が存在しない場合に動作を行うことができる。 </li><li>左首と腹部を含む外科領域の毛皮を剃る。 </li><li>動作テーブルの上でマウスを置き、テープを使用して固定します。動作期間中の乾燥を防ぐために、目に獣医軟膏を使用してください。 </li><li>首のオペレーションフィールドの最適な露光のために首の下にガーゼクッションを配置します。 </li><li>演算フィールドを消毒し、唯一のオープン手術野を残して、マウスをカバーするために滅菌ガーゼを置きます。 </li></ol> 3バイタルパラメータ測定<ol><li>マウスの足に皮下心電図の針を挿入します。 </li><li>マウスの背中の下で呼吸センサーを配置します。 </li><li>マウスの直腸内に温度プローブを配置します。 </li><li>レコード温度、ECGおよびデータ解析ソフトウェアでのマウスの呼吸数。 </li></ol> Sに対する4。ネック運用ystemic心臓血管モニタリング 4.1）船舶郭清<ol><li>首の真ん中のライン、鎖骨の中間点、下顎の角度を特定します。 </li><li>中央の線の左側に0.5センチメートルで鎖骨の中間点に、下顎の角度から2センチメートル縦切開を加えます。 </li><li>顎下腺を解剖、それを裏返しし、生理食塩水に浸したガーゼでそれをカバーしています。 </li><li>頸静脈を特定し、それを分析し、それ以降の連結および固定のために静脈の下で3 6-0絹縫合糸を配置します。 </li><li>二腹筋の肩甲舌骨と後の腹の優れた腹から分離、胸鎖乳突筋を特定し、頸動脈を簡単に露出するためのリトラクターでそれを引き出します。 </li><li>頸動脈を解剖し、後で連結および固定のために動脈の下に3 6-0絹縫合糸を配置します。 </li></ol> 4.2）頸動脈の血流測定<ol><li>遷音速を配置、頸動脈を中心に探る安定し、それを維持し、超音波ゲルまた​​は生理食塩水を使用して連絡先を最適化します。 </li><li>データ分析ソフトウェアを用いて遷音速装置の小さな画面上に示されるように、頸動脈のレコード血流速度</li><li>測定が完了した後にプローブを削除</li></ol> 4.3）頸動脈動脈圧測定（CAP） <ol><li>頸動脈の遠位端部を連結し、その近位端部をクランプする。 </li><li>頸動脈の周囲2の固定縫合糸を配置します。滞在縫合のために10-0プロレンを使用してください。 </li><li>血管の前壁に小切開を加えます。 </li><li>ミラーカテーテルを挿入し、事前に配置された縫合糸で固定します。 </li><li>データ解析ソフトウェアで、CAPを記録します。 </li></ol> 4.4）頚静脈血流測定を<ol><li>頸静脈を持ち上げ、流量を測定するために、遷音速流量プローブを配置します。 </li><li>データ分析ソフトウェア内の流量を記録する。 </li></ol> 4.5）中心静脈圧測定（CVP） <ol><li>頸静脈の近位端をクランプと遠位端とを連結する。 </li><li>血管の前壁にmicroscissorsを使って小さな切開をカット。 </li><li>液体で満たされたカテーテルを挿入し、前に置か縫合線で固定します。 </li><li>データ解析ソフトウェアでCVPを記録します。 </li></ol>肝血行動態の取得のために5。開腹手術 5.1）船舶識別<ol><li>腹部に横切開を加えます。 </li><li>左側に腸をEventerateとウェットガーゼでカバーしています。 </li><li>下大静脈、門脈、肝動脈と固有肝動脈を識別します。 </li><li>全体監視手順の間、5分毎に腹部や腸の表面にいくつかの温かい生理食塩水をドロップします。 </li></ol> 5.2）門脈血流量の測定を<ol><li>門脈を解剖。 </li><li>フロープローブを配置するとき、容器の持ち上げを容易にするために、門脈の下に6-0絹を置きます。 </li><li>門脈の周り遷音速流量プローブを配置し、その血流量を測定します。 </li><li>門脈の血流量を記録します。 </li></ol>一般的な肝動脈の流れの5.3）測定<ol><li>慎重に総肝動脈を解剖。 </li><li>容器の持ち上げを容易にするために、容器の周りに1 6-0絹縫合糸を配置します。 </li><li>動脈周囲のフロープローブを配置します。 </li><li>その血流を測定し、データを取得する。 </li></ol>門脈圧力の5.4）測定（PVP） <ol><li>ストレート門脈に排出する、いくつかの側枝と腸間膜静脈、のいずれかのブランチを選択してください。 </li><li>選択した腸間膜静脈の遠位端部を連結する。ライゲーションは、腸管に近いことを確認してください。その小さな枝を結紮</li><li> 2 Fを配置静脈の周りに6-0プロレンを使用して縫合糸をixing。この手順の重要な点は、静脈を結紮する際腸間膜動脈に触れないようにすることです。 </li><li>門脈の近位端を固定します。 </li><li> 10-0プロレンを使用して2ステー縫合糸を配置します。ステー縫合糸が細い腸間膜静脈の血管壁を貫通必要があるため、一部の出血が発生します。 </li><li> 45度の角度で斜めにmicroscissorを使用して静脈に小さな切開を行います。 </li><li>門脈に腸間膜静脈ミラーカテーテルを挿入し、それを修正</li><li>門脈圧を記録します。手順の最後に、麻酔下で放血によってマウスを生け贄に捧げる。 </li></ol>

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	<li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow,+oxygenation,+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock.">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li><li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant:+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development.">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. 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著者は、彼らが競合する金融利害がないことを宣言します。

肝血行動態のモニタリングは、肝臓学及び肝胆道外科における重要な研究ツールである。肝血行動態データの取得は、循環系に肝胆手続きの効果を特徴づけるために役立ちます。血管作用薬を評価する研究では、必要に応じて肝血行動態データの取得はまた、 例えば、門脈圧とポータルの流れに影響を与える薬剤の効果を研究するために必要とされる。 小さなサ?...

このビデオの全体的な目標は、全身および肝臓の血行動態パラメータを取得するためのリアルタイム監視手順を実証することであった。この手順を開発するための理論的根拠は、全身および肝臓の血行動態パラメータを取得する必要とするマウスでの実験的介入のための大きな価値である。手順は、ナイーブ動物に、そのような部分肝切除などの与えられた肝胆実験的外科的介入、門脈結紮と肝移植の間または後に適用することができる。 げっ歯類における肝血行動態データの取得は、提案された侵襲的な処置を必要とします。肝灌流は非侵襲的に得ることができない。しかし、全身血圧を取得するための選択肢がある。このような尾カフ技法8として監視技術は、ラットとマウスの両方で血圧を取得するために利用されている。尾カフ技術はconsciで適用することができるOUの動物。血圧を測定する場合、動物は特定の不快な位置に配置して固定する必要がある。テールカフデバイスのマニュアルでは、製造業者は、マウスが神経質になって、尾部に循環を減少させる可能性があると強調してもよいと述べている。そのような状況下では、尾部で取得された末梢血圧は、中心血圧よりもはるかに低くてもよい。 完全な監視手順は、データ取得のための一連のセンサを使用して統合されたマルチチャネルモニタを用いて行った。血圧は、顕微鏡下で注意深く顕微解剖し、露光後のそれぞれの血管にカテーテルを挿入した。流量は、各容器の周囲に遷音速流プローブを配置することによって測定した。 すでにSINGLに匹敵する生理学的な血行動態データを総合的に直列に生じたラットでは、同様の術中監視手順を報告した他のグループ7から通知の電子データ。そこで私たちは、マウス、ラットよりも小さい10倍種にそれを適応させるための良い基盤を表現するには、次の手順を検討した。ラットの手順との重要な違いは、血圧データの代わりに、流体ベースのカテーテルシステムを取得するためのMillarカテーテルの使用である。フローデータは、遷音速流プローブを、対応するラットの血管よりもわずかはるかに小さいものと取得した。 による動物の小さなサイズのために、マウスの計測は、技術的に難しいが、実行可能である。インスツルメンテーションが完了すると、事前定義された設定ファイルを使用することができるので、データ取得および一次寿命データ解析は、簡単である。設定ファイルは、一連の実験の初めに一度定義されると、すべてのその後の実験のために保存して使用することができる有する。 今まで私たちは、急性実験で肝血行動態の影響を評価するには、この手順を適用した。私たちは、CAを測定し前と直後に70％部分肝切除（PH）後、および/デクランプ実験をクランプ中のPとPVP。私たちは、肝臓質量の完全90％に相当質量中央の短い（5分）、クランプと左側葉に続く肝臓の20％を代表する右葉の肝十二指腸靭帯をクランプ。デクランは中央値と左側葉を解放に続いて右葉からクランプを解除する作業を始めています。最大クランプ時間は10分未満であった。

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>Quad Bridge Amp</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>Bridge amplifier&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstruments</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>Perivascular Flowmeter Module</td><td>Transonic</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transonic</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td><td>Millar instruments</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>fluid filled catheter&amp;nbsp;</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0.64&amp;times;19mm</td></tr><tr><td>micro scissors</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Micro clamps applicator</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Straight micro forceps</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro forceps</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>needle-holder</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tail cut-off device&amp;nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td>www.kentscientific.com</td></tr><tr><td>LabChart7</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>data&amp;nbsp; analysis software&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

実験的研究のマウスモデルを使用することは肝生理学および病態生理学的障害の研究のために莫大な重要なものである。しかし、マウスの小さなサイズのために、マウスに適した術中監視手順の技術的な詳細はほとんど記載されなかった。以前私達はラットの血行動態パラメータを取得するために監視手順を報告している。今、私たちは、ラットより10倍小さい種を、マウスにおける全身および肝臓の血行動態パラメータを取得するための手順を適合される。この映画は、動物の計装だけでなく、マウスでの全身および肝臓の血行動態を評価するために必要なデータ取得処理を示しています。体温、呼吸数および心拍数などのバイタルパラメータは、手順全体を通して記録した。全身の血行動態パラメータは、頸動脈圧（CAP）および中心静脈圧（CVP）で構成されています。肝灌流パラメータは、ポータルのVを含むアイン圧力（PVP）、ポータル流量ならびに肝動脈（表1）の流量。正常値を記録する計測機器とデータ取得は、1.5時間以内に完了した。全身および肝臓の血行動態パラメータは、この手順の間、正常範囲内であった。 この手順では、困難なく実現可能である。我々はすでにだけでなく、70％部分肝切除中および肝葉クランプ実験で、正常なマウスでは肝血行動態を評価するために、この手順を適用している。切除回（n = 20）、切除（6.87±2.39 CMH 2 O）前よりも有意に高かったCMH 2 O（P &lt;0.05）11.41±2.94であった後にPVPを意味する。肝葉クランプ実験の結果は、この監視手順は、機密と門脈圧とポータル流量の小さな変化を検出するのに適していることが示された。結論として、この手順は、経験豊富なマイクロ外科医の手の中に信頼性があるが、EXPに制限する必要がありますマウスは絶対的に必要とされているeriments。

このような呼吸数及び心拍数のようなマウスのバイタルパラメータは明らかにラットにおけるよりもはるかに高い。平均全身血圧および頚静脈圧は、ラット値に類似しており、ヒトのデータにでも同様である。 肝血行動態データは明らかに異なっている。私たちは、8匹のマウスから正常値を得た。正常マウスにおける門脈血流が1.6〜2.3ミリリットル/分の範囲であった。...

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Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

このフィルムは、マウスにおける全身および肝臓の血行動態を取得する方法を示します。全体の監視は重要なパラメータは、全身血圧、中心静脈圧、総肝動脈流量、および門脈の圧力、ならびにマウスにおけるポータル流量の取得を含む。

マウスにおける全身および肝血行動態パラメータの監視

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

monitoring-of-systemic-and-hepatic-hemodynamic-parameters-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

16.0K ビュー.  Jena University Hospital. このフィルムは、マウスにおける全身および肝臓の血行動態を取得する方法を示します。全体の監視は重要なパラメータは、全身血圧、中心静脈圧、総肝動脈流量、および門脈の圧力、ならびにマウスにおけるポータル流量の取得を含む。 

ビデオ: Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

マウスにおける経胸壁心エコー

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

医学

Long Term Intravital Multiphoton Microscopy Imaging of Immune Cells in Healthy and Diseased Liver Using CXCR6.Gfp Reporter Mice

Liver inflammation as a response to injury is a highly dynamic process involving the infiltration of distinct subtypes of leukocytes including monocytes, neutrophils, T cell subsets, B cells, natural killer (NK) and NKT cells. Intravital microscopy of the liver for monitoring immune cell migration is particularly challenging due to the high requirements regarding sample preparation and fixation, optical resolution and long-term animal survival. Yet, the dynamics of inflammatory processes as well as cellular interaction studies could provide critical information to better understand the initiation, progression and regression of inflammatory liver disease. Therefore, a highly sensitive and reliable method was established to study migration and cell-cell-interactions of different immune cells in mouse liver over long periods (about 6 hr) by intravital two-photon laser scanning microscopy (TPLSM) in combination with intensive care monitoring.
The method provided includes a gentle preparation and stable fixation of the liver with minimal perturbation of the organ; long term intravital imaging using multicolor multiphoton microscopy with virtually no photobleaching or phototoxic effects over a time period of up to 6 hr, allowing tracking of specific leukocyte subsets; and stable imaging conditions due to extensive monitoring of mouse vital parameters and stabilization of circulation, temperature and gas exchange.
To investigate lymphocyte migration upon liver inflammation CXCR6.gfp knock-in mice were subjected to intravital liver imaging under baseline conditions and after acute and chronic liver damage induced by intraperitoneal injection(s) of carbon tetrachloride (CCl4).
CXCR6 is a chemokine receptor expressed on lymphocytes, mainly on Natural Killer T (NKT)-, Natural Killer (NK)- and subsets of T lymphocytes such as CD4 T cells but also mucosal associated invariant (MAIT) T cells1. Following the migratory pattern and positioning of CXCR6.gfp+ immune cells allowed a detailed insight into their altered behavior upon liver injury and therefore their potential involvement in disease progression.

Stable intravital high-resolution imaging of immune cells in the liver is challenging. Here we provide a highly sensitive and reliable method to study migration and cell-cell-interactions of immune cells in mouse liver over long periods (about 6 hours) by intravital multiphoton laser scanning microscopy in combination with intensive care monitoring.

CXCR6.Gfpレポーターマウスを使用して、健康で罹患肝臓における免疫細胞の長期生体内多光子顕微鏡イメージング

Liver inflammation as a response to injury is a highly dynamic process involving the infiltration of distinct subtypes of leukocytes including monocytes, ...

免疫・感染学

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. Indeed, research focusing on the discovery of new potential therapeutic targets using genetically altered mice requires a reliable, long-term assessment of the systemic arterial pressure variation. Currently, the gold standard for obtaining long-term measurements of blood pressure in ambulatory mice uses implantable radio-transmitters, which require&#160;artery cannulation. This technique eliminates the need for tethering, restraining, or anesthetizing the animals which introduce stress and artifacts during data sampling. However, arterial blood pressure monitoring in mice via catheterization can be rather challenging due to the small size of the arteries. Here we present a step-by-step guide to illustrate the crucial key passages for a successful subcutaneous implantation of radio-transmitters and carotid artery cannulation in mice. We also include examples of long-term blood pressure activity taken from freely moving mice after a period of post-surgery recovery. Following this procedure will allow reliable direct blood pressure recordings from multiple animals simultaneously.

The goal of this protocol is to assess systemic blood pressure in conscious freely moving mice using implantable radio-telemetry devices.

テレメトリを使用して自由に動くマウスにおける長期血圧測定

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

腎交感神経活動と意識、持続静脈内投与による血圧の同時記録への新しいアプローチ気ままなマウス。

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

リアルタイム血行動態モニタリングを用いたマウスの肝梗塞モデルによる制御不能出血性ショック

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

肝硬変ラットにおけるポータル高血圧症侵襲血行動態評価

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

マウスにおける右心室拡張期パラメータの心エコー測定

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Invasive Hemodynamic Assessment for the Right Ventricular System and Hypoxia-Induced Pulmonary Arterial Hypertension in Mice

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a chronic and severe cardiopulmonary disorder. Mice are a popular animal model used to mimic this disease. However, the evaluation of right ventricular pressure (RVP) and pulmonary artery pressure (PAP) remains technically challenging in mice. RVP and PAP are more difficult to measure than left ventricular pressure because of the anatomical differences between the left and right heart systems. In this paper, we describe a stable right heart hemodynamic measurement method and its validation using healthy and PAH mice. This method is based on open-chest surgery and mechanical ventilation support. It is a complicated procedure compared to closed chest procedures. While a well-trained surgeon is required for this surgery, the advantage of this procedure is that it can generate both RVP and PAP parameters at the same time, so it is a preferable procedure for the evaluation of PAH models.

Here, we present a protocol to perform an invasive hemodynamic assessment of the right ventricle and pulmonary artery in mice using an open-chest surgery approach.

マウスにおける右心室系と低酸素誘発性肺動脈高血圧に対する侵襲的血行力学的評価

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a chronic and severe cardiopulmonary disorder. Mice are a popular animal model used to mimic this disease. ...

DREADDs技術と自動採血

Remote Neuronal Activation Coupled with Automated Blood Sampling to Induce and Measure Circulating Luteinizing Hormone in Mice

Circulating luteinizing hormone (LH) levels are an essential index of the functioning of the hypothalamic-pituitary control of reproduction. The role of numerous inputs and neuronal populations in the modulation of LH release is still unknown. Measuring changes in LH levels in mice is often a challenge since they are easily disrupted by environmental stress. Current techniques to measure LH release and pulsatility require long-term training for mice to adapt to manipulation stress, certain restraint, the presence of the investigator, and working on individual animals, reducing its usefulness for many research questions.
This paper presents a technique to remotely activate specific neuronal populations using Designer Receptor Exclusively Activated by Designer Drugs (DREADDs) technology coupled with automated sequential blood sampling in conscious, freely moving, and undisturbed mice. We first describe the stereotaxic surgery protocol to deliver adeno-associated virus (AAV) vectors expressing DREADDs to specific neuronal populations. Next, we describe the protocol for carotid artery and jugular vein cannulation and postsurgical connection to the CULEX automated blood sampling system. Finally, we describe the protocol for clozapine-N-oxide intravenous injection for remote neuronal activation and automated blood collection. This technique allows for programmed automated sampling every 5 min or longer for a given period, coupled with intravenous substance injection at a desired time point or duration. Overall, we found this technique to be a powerful approach for research on neuroendocrine control.

著者スポットライト:意識のあるマウスにおける正確なホルモン分析のための自動注入と採血

Luteinizing hormone (LH) pulsatility is a hallmark of reproductive function. We describe a protocol for remote activation of specific neuronal populations linked to serial automated blood collection. This technique allows timed hormonal modulation, multiplexing, and minimizing manipulation effects on LH levels in conscious freely moving, and undisturbed animals.

マウスの循環黄体形成ホルモンを誘導および測定するための自動採血と組み合わせた遠隔ニューロン活性化

Circulating luteinizing hormone (LH) levels are an essential index of the functioning of the hypothalamic-pituitary control of reproduction. The role of ...

マウスにおける全身および肝血行動態パラメータの監視

要約

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マウスにおける経胸壁心エコー

CXCR6.Gfpレポーターマウスを使用して、健康で罹患肝臓における免疫細胞の長期生体内多光子顕微鏡イメージング

テレメトリを使用して自由に動くマウスにおける長期血圧測定

腎交感神経活動と意識、持続静脈内投与による血圧の同時記録への新しいアプローチ気ままなマウス。

リアルタイム血行動態モニタリングを用いたマウスの肝梗塞モデルによる制御不能出血性ショック

肝硬変ラットにおけるポータル高血圧症侵襲血行動態評価

マウスにおける右心室拡張期パラメータの心エコー測定

マウスにおける右心室系と低酸素誘発性肺動脈高血圧に対する侵襲的血行力学的評価

マウスの循環黄体形成ホルモンを誘導および測定するための自動採血と組み合わせた遠隔ニューロン活性化

マウスの循環黄体形成ホルモンを誘導および測定するための自動採血と組み合わせた遠隔ニューロン活性化