この作品は、MRC、EU FP7、ARUK、Wellcome の信頼、およびパーキンソン病イギリスによって支えられました。共焦点画像の彼女の貢献および原稿と方法論に対する彼らの建設的な意見のラボのメンバーさんヨハンナ Buchler に感謝したいと思いますも。

総本店動物 (科学的なプロシージャ) の行為 1986 の対象すべてのマウスおよびラットを用いた実験は承認されたスケジュール 1 の手順を使用して実施します。表 1 人工髄液 (アプライド) レシピを見つけることができます。
 1 急性海馬スライス標本 <ol><li>マウス脳をヘラを使ってできるだけ早く削除と鋭いはさみ、頭蓋骨を切り取って冷たいのに、酸素 (95% O 2, 5% CO 2)、。高蔗糖アプライド (~ 100 mL).</li>
	<li>シャーレにマウスの脳を配置し、小脳、前頭葉を脳の正中線を hemisecting 前にメスの小さなセクションを削除します</li>。
	<li>だけカットされた側に 2 つの半球を配置し、vibratome のステージにそれぞれの半球を接着します</li>。
	<li>は、完全な関心領域の 200-300 μ m 厚のセクションをカットしました。海馬の場合半球ごとの約 3-4 スライスを取得必要があります</li>。
	<li>スライスを水中に酸素 (95% O 2, 5% CO 2) 商工会議所プラスチック パスツール ピペットを使用して転送アプライド。34 ° C で 30 分間維持 
	メモ: 組換え Dkk1 タンパク質などのアクティブな薬理学的エージェントとスライスの治療実行できますこの段階でスライス チャンバーにエージェントを追加しています</li>。
	<li>絵筆を使って室内からスライスを削除、24 ウェル プレートに置いて、4% パラホルムアルデヒドで 1 時間 20 分の修正 (常温 (RT) PFA)/4% スクロース 。
	注意: PFA は有毒である、適切な保護具を着用します</li>。
	<li>は、1 × PBS (各 10 分) でスライスを 3 回洗浄します 。
	注: プロトコルを一時停止できるここ 1-2 日のスライスが 4 ° c 1x PBS で保持されます限り</li>。
</ol> 2。シナプス マーカーの蛍光 注: 表 2 で使用されるすべてのバッファーのレシピを見つけることができます。
<ol><li>スライスの井戸/構造のブロック バッファー (表 2) と PBS を交換し 4-6 のための RT で孵化させなさい</li>
	<li>希釈ブロック/透過バッファーで 1:2,000 希釈 vGlut1 抗体ポリクローナル モルモット 。
	注: vGlut1 は、興奮性シナプス前のターミナル可視化のためのマーカーです。シナプスの興奮性シナプスの識別のためには、同じソリューションで psd ファイル 95 と希釈 1: 500 ポリクローナル抗体を使用します。各ウェルに 300 μ L の最小量を使用します。海馬の解剖学的位置を識別するためにまた MAP2 やチューブリンなどの神経構造を識別できる抗体を使用します。正しい選択 (前およびシナプス後細胞) のシナプス マーカー値のすべての一次抗体濃度を新鮮なブロック構造のバッファーで希釈と</li>。
	<li>インキュベート一次抗体溶液中スライス一晩 (または 1-2 日) 4 ° C. 使用活発な動きと振動プラットフォーム</li>。
	<li>PBS (各 10 分) でスライスを 3 回洗浄します</li>。
	<li>は、ブロック バッファーに適切な二次抗体 1: 500 を希釈します。たとえば、vGlut1 モルモット抗体を使用する場合は、特定の fluorophore に活用されるモルモット コンポーネント (例えば、 ロバ アンチ-guinea 豚) を認識する二次抗体を適用します。Psd ファイル 95 ウサギ抗体を使用している場合は異なる特定 fluorophore に活用されるウサギ コンポーネント (ロバ反ウサギ など) を認識する二次抗体を適用します</li>。
	<li>二次抗体は光に敏感、2-3 時間で RT スライスが、光から保護されていることを確認してください。 このソリューションでスライスをインキュベートします。</li>。
	<li>PBS (各 10 分) でスライスを 3 回洗浄します</li>。
	<li>は慎重に絵筆を使って 24 ウェル プレートからスライスを削除し、事前ラベル ガラス スライド上に均等に配置。各スライス上にメディアをマウントの滴を追加し、スライスの上にガラス基板優しく。空気の泡の形成を避けるため。大事に使用して十分なメディアをマウント (300-400 μ L)、量が不足はスライスを乾燥につながる可能性があります</li>。
	<li>RT で 1-2 日の最低を乾燥させると、スライドを光から保護されたままです</li>。
	<li>では、短期的に長期保存のため 4 ° C でスライドを格納、-20 でそれらを保つ ° C</li>
</ol> 3。共焦点画像の取得と解析 <ol><li>共焦点レーザ走査型顕微鏡を用いたイメージングします。
	<ol><li>イメージングする海馬の領域を識別する (例えば、 1 および 3 (CA1、CA3) ・ コルニュ ammonis または海馬歯状回 (DG)) による 10 倍または 20 × 対物</li>。
		40 x または 63 x <li>変更油浸漬目的スライス解剖学はそのまま連続突起を識別することによって、組織構造を確認します。( 図 1 a) の参照として MAP2 などの神経細胞のマーカーを使用します</li>。
		<li>は、その後、油浸対物レンズ × 60 に切り替える (NA = ~1.3 - 1.4) し最適な信号とコントラストを取得する各チャネルの設定を調整します。高/低コントラストのオプションを使用して任意のピクセルの飽和を避けるためにそれぞれのレーザーの強さを設定します 。
		注: これらの設定が使用する顕微鏡によって異なりますが、材料表 図 2 図 3 で使用されるレーザーのパワー設定を参照してください、図 4。最高の結果を得るには、1024 x 1024 ピクセルの解像度を使用します。設定は、同じ実験のさまざまな条件の中で一定でなければなりません。必要な場合、追加のズームを適用ことができます</li>。
		<li>どこでもには染色の深さを評価し、少なくとも 8 等距離の画像のスタックを取得 (250 nm) の飛行機。スライスあたりの金利の同じ領域から 3 隣接する代表的な画像のスタックを取る 。
		注: 深さ別に 1 つのスライスから異なる場合がありますが、スライスの表面から約 2-5 μ m を常にする必要があります</li>。
		<li>1 つの条件、治療グループごとの 6-8 動物から少なくとも 3 スライスの買収を繰り返す</li>。
	</ol></li> <li>画像解析 。
	注: 自動画像解析ソフトウェアを使用 (材料の表 を参照してください)。あれば、無料 ImageJ のようないくつかのシステムがライセンスを必要とすることに注意してください。使用するソフトウェアは、イメージ スタックのすべての面を考慮して 3 d 画像を分析する必要があります。画像解析 ( 図 1) で使用されているソフトウェアの詳細については、材料の表 を参照してください。
	<ol><li>カスタム ベースの強度閾値プロトコルを使用してすべてのシナプス涙点と手動で最適化し、ソフトウェア内で選択が神経細胞のマーカーを識別する [これで使用されている特定のソフトウェアの 材料表 を参照してください。プロトコル]. 
		注: ソフトウェアは各 fluorophore の最小値と最大強度を識別し、各認識されたオブジェクトに対する強度の割合を関連付けます。強度の割合は、使用される蛍光体によって異なります注とシナプス マーカーに対する抗体です</li>。
		<li>シナプス マーカー サイズをフィルター処理することを確認 (&#62; 0.1 μ m 3 と &#60; 0.8µm 3) ソフトウェア内で選択し、イメージに適用します。選択したオブジェクトが重複していないことを確認するためのパラメーターを調整します。大きすぎる、または小さすぎてシナプス涙点を考慮することは、任意のオブジェクトを除外する ( 図 2B 参照). 
		注: 最適化されれば、同じしきい値に適用されます特定の実験内のすべてのイメージ</li>。
		<li>は平均数、強さ、および個々 のシナプス涙点 (前または後シナプス) の量を定量化するソフトウェア内で選択した最適化のしきい値のプロトコルを使用しています。イメージ フィールド (約 16,928 μ m 3 でここで使用されるシステム) のボリュームに涙点数を正規化します。参照神経マーカーの強さに涙点のシナプス強度をノーマライズします 。
		注: シナプス前およびシナプス後細胞のマーカー間の共局在として定義されます。一度前およびシナプス後細胞の涙点 h のしきい値のプロトコルアベニューされて設立され、ソフトウェアが 1 つの平面に 1 ピクセル以上の重なりとしてシナプス涙点の共局在を識別する必要が 。
		メモ: 統計解析、確認正規性および分散の均一性すべてのサンプルのセットに従うことそれぞれ Lilliefords および χ 2 テストによって決定されます。正規分布と均一分散性を示すサンプルは、下記のとおりパラメトリック テストと分析必要があります。たとえば、ブロッキングおよびレプリケーションを持つ一方通行 ANOVA を使用して興奮性シナプス涙点分析を実行する必要があります。それぞれの個々 の実験は、ブロックとして考慮されるべき通常、各条件から 1-3 マウスでそれぞれ 3 つの独立した実験があります</li>。
	</ol></li></ol> <img alt="Figure 1"class="xfigimg"src="/files/ftp_upload/56153/56153fig1.jpg"/> 図 1: 画像解析を用いたシナプス涙点の解析ソフトウェア 輝度しきい値プロトコル カスタマイズの (A) のスクリーン ショット。与えられる例は、PSD-95、選択した点が定義されたサイズである &#62; 0.1 μ m 3 と &#60; 0.8 μ m 3 最小化された重複するオブジェクト。示されているイメージは、簡単に可視化シナプス涙点と正確なパラメーター選択を有効にする 1 つの共焦点平面に注意してください。(B) 解析 (最適化されたプロトコルの選択後) のソフトウェアからの出力のスクリーン ショット。ボリュームに基づいて生シナプス涙点測定の例です。これらの値は、表計算ソフトにエクスポートされます。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56153/56153fig1large.jpg"target="_blank"> この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
 <img alt="Figure 2"class="xfigimg"src="/files/ftp_upload/56153/56153fig2.jpg"/> 図 2: シナプス涙点のスライスとパラメーターの設定の品質チェックします。(A) 代表的な共焦点画像 (40 × 対物) 関心領域の: CA1 地層結腸寄生虫 (sr) そして海馬スライスの地層オリエンス (そう) を識別 MAP2 の汚損によって。スケール バー = 2 μ m。 (B) 共焦点画像 (目的および追加 1.3 X x 60 集録ソフトウェアの倍率) 結腸 CA1 地層寄生虫、興奮性マーカー-vGlut1 (緑) と psd ファイル 95 (赤) の-海馬スライスから。クリア前と後シナプスの涙点の識別に注意してください。0.8 μ m 3 よりも大きい点は、定量化 (白い矢印) から除外されます。スケール バー = 2 μ m (C) 共焦点画像 (目的および追加 1.3 X x 60 集録ソフトウェアの倍率) の CA1 地層結腸の寄生虫興奮性マーカー-vGlut1 (緑) と、-クライオスタット カット全体の脳から海馬セクションからPFA で固定。大きな穴や不規則な周辺固定支持の vGlut1 染色の存在に注意してください。スケール バー = 2 μ m. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56153/56153fig2large.jpg"target="_blank"> この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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著者が明らかに何もありません。

神経科学の分野には、シナプス結合の数の正確な評価が欠かせません。ここでは、モデル システムとしての海馬スライスの地層結腸寄生虫 ca1 のシナプス密度を評価する方法を示します。既存のメソッドに関して意義は単一セクション10によって Wnt 欠乏海馬と我々 もシナプス結合の数を評価の効果に関する私たちの最近の研究の記事で示されます。シナプス損失の大きさが単一セクション EM と脳スライス間で類似メソッドがここで10を説明。したがって、この発見は、精度と技術の信頼性を示します。
重要なは、単一セクション EM の免疫シナプス、ここに示された制限は、特定の脳領域の絶対的なシナプス結合の数を正確に推定できないことです。確かに、総容積の変化がシナプスの数に影響を与えると、グローバルの形態学的変化を識別するために重要です。別の制限は、特定の抗体はシナプス接続の極端な密度のために部分的にそのまま脳の領域を染色でより少なく効率的ということです。高品質 vGlut1 と gephyrin PFA (図 2) で全体の脳の即時の固定に比べて、1 時間の最大のこのスライスの準備とその後の PFA 固定を使用して染色を経験しました。後者は、組織の穴と、周辺固定支持シナプス染色につながった。それにもかかわらず、vGlut1 抗体の浸透はまだ両方の方法 (数十ミクロンの数) に制限されます。我々 はこの制限を克服しなかったも増加抗体培養が、提供抗体浸透イメージ深さの合計より大きい、最終的な結果に影響はないはず。さらに、特別な注意は、染色されるようにも全体にわたって取得すべき。
本研究で我々 は興奮性抑制性シナプスから区別するためにいました。その結果、我々 vGlut1/PSD-95 と選んだ vgat ノックアウト/gephyrin、それぞれ、これらの蛋白質は成体マウス海馬で高発現している、各シナプス サブタイプ4,5に固有。他の興奮性および抑制性シナプス マーカー値が受容体 NMDA 及び AMPA 受容体を含む各シナプスで濃縮など各それぞれシナプスを識別するために使用されている興奮性と抑制性シナプスの GABAA 受容体。22線条体におけるドーパミン作動性シナプスの示すように、特定の抗体が提供されたことを確保する我々 のプロトコルとは、他の神経伝達物質や neuromodulators も識別できます。さらに、120 μ m の各スライスの厚みを減らすは部分的には扁桃体などの小さな脳構造の研究のために不可欠である急性スライスで得られた試料の少量を克服できます。
プロトコルの将来のアプリケーションは、異なる脳領域と障害の研究で実装できます。たとえば、線条体 (パーキンソン病に関連する脳の領域)、vGlut2/PSD-95 または vGlut1/PSD-95 の組み合わせに使える皮質や視床からの求心性神経の興奮性のシナプスを区別それぞれ22。
結論としては、シナプスを定義する前およびシナプス後細胞のマーカーを用いた脳組織におけるシナプスの数を確認する信頼性の高い方法を示しています。重要なステップには、PFA、十分な取付中のアプリケーション、信頼性の高い抗体、適切なイメージの取得設定、および厳格なシナプス涙点検出の使用まで 1 時間の固定時間良い海馬スライスの準備が含まれます。最終的には、このメソッドは比較的短時間、共焦点顕微鏡にアクセスした所、簡単に再現できます。

人間の脳は、約 10 の14のシナプスで構成されます。シナプス結合の数が開発と中枢神経系 (CNS) の成熟の間に堅く調整されます。シナプス結合の数の変調、開発全体を通してシナプス形成と機能的神経ネットワークを形成するために刈り込み。学習と記憶は、シナプス結合の数と強さでシナプス増強とうつ病の1として知られているプロセスの規則によってサポートされます。重要なは、成熟したシナプスの安定化は、神経ネットワーク接続を維持するために不可欠です。さらに、シナプス密度で赤字はアルツハイマー病 (AD)2等に神経変性の初期の段階で報告されています。したがって、正確に識別し、シナプス結合の数を評価する能力は、脳生理学と病理学の評価に不可欠です。
極端な密度とシナプスのコンパクトな性質はそのまま脳の領域の正確な数を推定するために挑戦、です。中枢神経系における化学シナプスは、近い同格、シナプス裂3で区切られた 2 つのニューロンから成っています。シナプス前ターミナル、またはシナプスブートン、軸索から出現し、神経伝達物質シナプスの特異性を定義するを含む蓄積された小胞で構成されています-すなわち、グルタミン酸、γ-アミノ酪酸 (GABA) の興奮と抑制性シナプス、それぞれ。小胞の膜を含む小胞トランスポーター各神経伝達物質に固有: グルタミン酸や GABA の小胞の GABA トランスポーター (vgat ノックアウト)、小胞グルタミン酸トランスポーター (vGlut)。後シナプス受容体、接着分子足場タンパク質など、複数のタンパク質から成る高密度構造であります。興奮性のシナプスのシナプス密度 95 蛋白質 (PSD-95) は、最も豊富な足場蛋白質4、興奮性の N-methyl-D-aspartate(NMDA-) および α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic 酸 (AMPA) 受容体を調節することgephyrin アンカー抑制性シナプス ターミナル5抑制性受容体に対し、機能します。全体的にみて、前およびシナプス後細胞のコンパートメントに蛋白質の特異性は、分化とシナプスのサブタイプの同定支援します。
シナプス結合の数の評価は、さまざまなテクニックを実行できます。最も一般的なは、高倍率と分解能でコンパクトでそのまま脳領域におけるシナプスの分析を可能にする電子顕微鏡 (EM) を使用です。この手法は非常に高価、複雑な前処理を必要とし、非常に時間がかかります。その他のテクニックは、配列トモグラフィ6解析を実行する特殊な高価な機器を必要とするという点で、主要な不利な点を持っているの使用を含みます。さらに、特定のシナプス マーカー値を表現する形質転換線、シナプス数7の評価に有用な新しい行の生成は制限し、高価なをすることができます、望ましくないオフのターゲット蛋白質の過剰発現があります。表現型。
これらの制限のため、簡略化のため、多くの研究者は合計シナプス蛋白質のレベルを調べることによってシナプス結合の数を評価します。ただし、シナプス蛋白質の劣化はありませんが前またはシナプスの同格の散布でシナプス構造の改造結果として、蛋白質の相当な変更の前にシナプス損失を観察できます。さらに、広告、シナプス蛋白質レベルが減少次シナプス変性または神経細胞死8,9です。合計レベルの定量化は、この区別を有効にしません。従って、脳のシナプス結合の数を評価するための信頼性の高い、アクセス、および正確なメソッドを開発する必要があります。
この記事では徹底的に識別し、シナプスを蛍光顕微鏡を用いて海馬齧歯動物脳スライスの数を決定する方法をについて説明します。シナプスは、点状の分布に表示される前およびシナプス後細胞のマーカーの共存によって定義されます。脳における Wnt シグナル伝達の研究を通して本手法の有効性を示す.Wnts は、分泌された蛋白質の形成、除去、およびシナプスのメンテナンスが重要です。Wnt シグナルのカスケード、Dickkopf-1 (Dkk1) の分泌の拮抗薬の生体内で誘導は10海馬の抑制性シナプスを維持しながら興奮性シナプス損失につながります。同定と海馬スライス標本 Dkk1 を表現する大人のマウスからの興奮性および抑制性のシナプスの数を説明をし、他の種類/培養の準備のためにこの手法の伝達性。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Vibratome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1000S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB5905</td>
			<td>vGlut1 (1:2000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>MA1-046</td>
			<td>PSD-95 (1:500)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>Synaptic Systems</td>
			<td>131 004</td>
			<td>vGAT (1:500)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>Synaptic Systems</td>
			<td>147011</td>
			<td>Gephyrin (1:500)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab5392</td>
			<td>MAP2 (1:10000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibody</td>
			<td>Jackson Laboratories</td>
			<td>706-545-148</td>
			<td>Donkey Anti-Guinea Pig Alexa Fluor 488 (1:600)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab175470</td>
			<td>Donkey Anti-Rabbit Alexa Fluor 568 (1:600)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium</td>
			<td>SouthernBiotech</td>
			<td>00-4958-02</td>
			<td>Fluoromount-G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>NA</td>
			<td>FV1000 confocal microscope using a 60x 1.35 numerical aperture (NA) oil objective. For vGlut1, use a 488 laser with a percentage power of 14%. For PSD-95 use a 559 laser with a percentage power of 20%.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analysis software</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td>NA</td>
			<td>Volocity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td>No 11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Glue</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>1446875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95% O2, 5% CO2</td>
			<td>BOC</td>
			<td>NA</td>
			<td>Cylinder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slides</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>7107</td>
			<td>08-1.0mm thick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dish</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430167</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iDkk1 mice</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Mice were obtained by crossing tetO Dkk1 transgenic mice with CaMKII&#945; rtTA2 transgenic mice. TetO Dkk1 transgenic mice and CaMKII&#945; rtTA2 were crossed in a heterozygous state. Both mouse lines were bred in a C57BL/6J background. Single transgenic and WT littermate were used as controls.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents for solutions:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>V800372</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2HPO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>255793</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ca2Cl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>223506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mg2Cl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M9272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>71505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kynurenic acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>K3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyruvic acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>107360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E6758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G5767</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S8501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton-X</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey Serum</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>S30-100ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

evaluation of synapse density in hippocampal rodent brain slices

脳内のシナプスは強度と神経伝達の広がりを決定するニューロン間の特殊結合です。シナプスの数が開発と神経細胞の成熟の間に堅く調整されます。重要なは、シナプス数で赤字は認知機能障害につながることができます。したがって、シナプス結合の数の評価は、神経生物学の不可欠な部分です。ただし、シナプスは、そのまま脳に小さくてコンパクトな絶対数の評価は難しいです。このプロトコルでは、簡単に識別し、蛍光顕微鏡を用いた海馬スライス標本齧歯動物のシナプスを評価する方法について説明します。海馬スライスにおける前及びシナプス後のタンパク質の共局在を分析することによって高品質の共焦点顕微鏡画像におけるシナプスを評価する 3 つの手順が含まれています。また、分析の実行し、興奮性および抑制性のシナプスから代表的な例を与える方法について説明します。このプロトコルは、シナプスの分析のための強固な基盤を提供し、構造と脳の機能を調査している任意の調査に適用することができます。

AD などの神経変性疾患の初期段階で発生するシナプス損失とパーキンソン病2,11,12。ただし、これらの赤字の分子機構のままかり。Wnt シグナル伝達の不備は広告13,14,15,16,17に関連付けられています。Wnts は分泌された糖蛋白質であり、シナプス形成とシナプス伝達18,19,20,21の変調に不可欠な役割を果たします。最近では、成熟した神経系10,22シナプス メンテナンスの主調整装置として Wnts を識別します。我々 は遺伝子改変マウスの海馬におけるシナプスでの wnt シグナルの影響を正確に勉強するには、シナプス結合の数の変化を評価する脳スライス標本と共焦点顕微鏡を利用しました。構造はよく健康的なスライスがわかりました (図 2 a) を保持します。また、おそらく集約されたタンパク質 (図 2 b) を表す大きなステンド グラス オブジェクトの除外と、シナプスの涙点の選択は慎重に定義。この基準は、同じ厳密な解析パラメーターで、すべての画像に適用されました。
大人の中で分泌される Wnt 拮抗 Dkk1 の発現を誘導するトランスジェニック モデル システムを用いてテトラサイクリン下マウス (iDkk1) 制御 (材料の表を参照してください)10,22。私たちは大人の海馬における Wnt シグナルの封鎖が ca1 地層結腸寄生虫 (図 3) 具体的には興奮性シナプス損失を引き起こすことを示した。図 3 aは、興奮前およびシナプス後細胞のマーカーの代表的な共焦点画像を示しています (vGlut1 と PSD-95、それぞれ) Dkk1 それぞれのコントロールと同様に、2 週間の iDkk1 マウスの海馬スライス標本から得られます。ソフトウェア Volocity を使用してこれらのイメージを分析し、iDkk1 マウスの海馬の ca1 における vGlut1 と PSD-95-ラベル付き涙点の共局在によって量を示される、興奮性のシナプスの数を大幅に削減を実証、2 週間 Dkk1 の誘導 (図 3 b、* p &#60; 0.05;クラスカル-ウォリス検定;遺伝子ごと 6 マウス)。CA1 地層結腸寄生虫、1,000 μ m3あたり興奮性シナプス涙点数は制御マウス 500 から 300 iDkk1 マウスに減った。対照的に、誘導の Dkk1 式は図 4 a・ Bに示すように (によって識別される前およびシナプス後細胞マーカー vgat ノックアウトと gephyrin、間の共局在それぞれ) と抑制性シナプスの数は影響しなかった (p &#62; 0.05;クラスカル-ウォリス検定;遺伝子ごと 3 マウス)。
重要なは、スライスやこれらの堅牢な結果を生成するために必要な動物の適切な数を推定する統計的検出力分析を行った。R を使用すると、我々 は約 35 スライス 1 つの条件が必要である計算 (3 画像 x 3 スライス x 6 動物 = 36) 大きな効果のサイズを検出する (f = 0.4) 80% 自信を持って (電源 = 0.8) ブロッキングおよびレプリケーションを持つ一方通行 ANOVA でに記載されているステップ 3.2.6。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56153/56153fig3.jpg"> 
図 3: iDkk1 マウス海馬スライスにおける興奮性シナプスの損失。(A) 代表的な共焦点画像、CA1 地層結腸寄生虫を興奮性シナプス、vGlut1 と psd ファイル 95 (白い矢印) の間の共局在によって識別されます。下のパネルは、強調表示された四角形の高倍率を表します。スケール バー = 2 μ m (B)材料の表に記載されているソフトウェアを使用してコントロールと iDkk1 の間の興奮性シナプスの割合の定量化を行った (* p &#60; 0.05;。クラスカル-ウォリス検定;遺伝子ごと 6 マウス)。データが表される ± SEM. です。この図は、参照10から変更されています。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56153/56153fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56153/56153fig4.jpg"> 
図 4: iDkk1 マウス海馬スライスにおける抑制性シナプスを変更します。(A) vgat ノックアウトと gephyrin (白い矢印) の間の共局在によって識別される抑制性シナプスの CA1 地層結腸寄生虫の代表的な共焦点画像。下のパネルは、強調表示された四角形の高倍率を表します。スケール バー = 2 μ m (B) ソフトウェア Volocity を用いて定量化の制御や iDkk1 マウス、間抑制性シナプスの割合 (p &#62; 0.05;。クラスカル-ウォリス検定;遺伝子ごと 3 マウス)。データが表される ± SEM. です。この図は、参照10から変更されています。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56153/56153fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>高糖性アプライド コンポーネント</td>
			<td>濃度</td>
			<td>ノート</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>塩化ナトリウム</td>
			<td>75 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>2.5 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4、2 H2O</td>
			<td>1.25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>キヌレン酸</td>
			<td>1.25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ピルビン酸</td>
			<td>2 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>0.1 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>1 mM</td>
			<td>ソリューションの酸素化の後に追加します。</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>4 mM</td>
			<td>ソリューションの酸素化の後に追加します。</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-グルコース</td>
			<td>25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ショ糖</td>
			<td>100 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>水中商工会議所アプライド コンポーネント</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>塩化ナトリウム</td>
			<td>125 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>2.5 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4、2 H2O</td>
			<td>1.25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>1 mM</td>
			<td>ソリューションの酸素化の後に追加します。</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
</tr></tbody></table>			<td>1 mM</td>
			<td>ソリューションの酸素化の後に追加します。</td>
		
		<tr>
			<td>D-グルコース</td>
			<td>25 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
	

表 1: アプライド成分。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>バッファーのブロック構造</td>
			<td>濃度</td>
			<td>ノート</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ロバ血清</td>
			<td>10%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>トリトン X</td>
			<td>0.50%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>1 x</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 x PBS</td>
			<td></td>
			<td>pH 7.4 に</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>塩化ナトリウム</td>
			<td>1.37 M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>27 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>100 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>18 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 %pfa/4% スクロース</td>
			<td></td>
			<td>pH 7.4 に</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>1 x</td>
			<td>10 倍を希釈します。</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>1.33 M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ショ糖</td>
			<td>117 mM</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表 2: バッファーが免疫蛍光染色に使用されます。

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Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

正確に特定および蛍光抗体法を用いた海馬スライスにおけるシナプスの分析のためのプロトコルは、この資料に記載されています。

海馬の齧歯動物の脳スライスにおけるシナプス密度の評価

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...

evaluation-of-synapse-density-in-hippocampal-rodent-brain-slices

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.8K ビュー.  University College London. 正確に特定および蛍光抗体法を用いた海馬スライスにおけるシナプスの分析のためのプロトコルは、この資料に記載されています。

ビデオ: Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

Preparation of Oligomeric &beta;-amyloid1-42 and Induction of Synaptic Plasticity Impairment on Hippocampal Slices

Impairment of synaptic connections is likely to underlie the subtle amnesic changes occurring at the early stages of Alzheimer s Disease (AD). &beta;-amyloid (A&beta;), a peptide produced in high amounts in AD, is known to reduce Long-Term Potentiation (LTP), a cellular correlate of learning and memory. Indeed, LTP impairment caused by A&beta; is a useful experimental paradigm for studying synaptic dysfunctions in AD models and for screening drugs capable of mitigating or reverting such synaptic impairments. Studies have shown that A&beta; produces the LTP disruption preferentially via its oligomeric form. Here we provide a detailed protocol for impairing LTP by perfusion of oligomerized synthetic A&beta;1-42 peptide onto acute hippocampal slices. In this video, we outline a step-by-step procedure for the preparation of oligomeric A&beta;1-42. Then, we follow an individual experiment in which LTP is reduced in hippocampal slices exposed to oligomerized A&beta;1-42 compared to slices in a control experiment where no A&beta;1-42 exposure had occurred.

Preparation of Oligomeric &#946;-amyloid1-42 and Induction of Synaptic Plasticity Impairment on Hippocampal Slices

One feature of Alzheimer's Disease is the elevation of A&beta;1-42 peptide. Here we provide a protocol for preparing synthetic A&beta;1-42 oligomers, which impairs hippocampal Long-Term Potentiation, a cellular correlate of memory. This procedure is useful for investigating mechanisms of A&beta;-induced pathology and drug screening.

β-アミロイドオリゴマーの調製 1から42まで</sub海馬スライスでのシナプス可塑性の減損の>と誘導

Impairment of synaptic connections is likely to underlie the subtle amnesic changes occurring at the early stages of Alzheimer s Disease (AD). ...

神経科学

DiOLISTIC Labeling of Neurons from Rodent and Non-human Primate Brain Slices

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; Gan et al., 2000). Here we provide a detailed description of each step required together with exemplary images of good and bad outcomes that will help when setting up the technique. In our experience, a few steps proved critical for the successful application of DiOLISTICS. These considerations include the quality of the DiI-coated bullets, the extent of fixative exposure, and the concentration of detergent used in the incubation solutions. Tips and solutions for common problems are provided. This is a versatile labeling technique that can be applied to multiple animal species at a wide range of ages. Unlike other fluorescent labeling techniques that are limited to preparations from young animals or restricted to mice because they rely on the expression of a fluorescent transgene, DiOLISTIC labeling can be applied to animals of all ages, species and genotypes and it can be used in combination with immunostaining to identify a specific subpopulation of cells. Here we demonstrate the use of DiOLISTICS to label neurons in brain slices from adult mice and adult non-human primates with the purpose of quantifying dendrite branching and dendritic spine morphology.

We demonstrate the use of the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons in brain slices from rodents and non-human primates of different ages. In this particular case, we use adult mice (3-6 months old) and adult cynomologus monkeys (9-15 years old). This technique, originally described by the laboratory of Dr. Lichtman (Gan et al., 2000), is well suited for the study of dendritic branching and dendritic spine morphology and can be combined with traditional immunostaining, if detergents are kept at a low concentration.

げっ歯類からの神経細胞とヒト以外の霊長類の脳スライスのDiOLISTIC標識

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

シナプス伝達とイメージシナプス前終末を研究するために齧歯類の脳スライスからの神経細胞のVibrodissociation

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

器官型海馬スライスにおけるペア全細胞記録

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Low-Density Primary Hippocampal Neuron Culture

The ability to probe the structure and physiology of individual nerve cells in culture is crucial to the study of neurobiology, and allows for flexibility in genetic and chemical manipulation of individual cells or defined networks. Such ease of manipulation is simpler in the reduced culture system when compared to the intact brain tissue. While many methods for the isolation and growth of these primary neurons exist, each has its own limitations. This protocol describes a method for culturing low-density and high-purity rodent embryonic hippocampal neurons on glass coverslips, which are then suspended over a monolayer of glial cells. This &#39;sandwich culture&#39; allows for exclusive long-term growth of a population of neurons while allowing for trophic support from the underlying glial monolayer. When neurons are of sufficient age or maturity level, the neuron coverslips can be flipped-out of the glial dish and used in imaging or functional assays. Neurons grown by this method typically survive for several weeks and develop extensive arbors, synaptic connections, and network properties.

This article describes the protocol for culturing low-density primary hippocampal neurons growing on glass coverslips inverted over a glial monolayer. The neuron and glial layers are separated by paraffin wax beads. The neurons grown by this method are suitable for high-resolution optical imaging and functional assays.

低密度初代海馬ニューロンの文化

The ability to probe the structure and physiology of individual nerve cells in culture is crucial to the study of neurobiology, and allows for flexibility ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

少量循環、血流 - と水没型チャンバー システムで管理急性海馬スライスにおけるシナプス可塑性を記録

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

記録と電極アレイに結合された齧歯動物の脳スライスにおけるてんかん活動の変調

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Purification of the Dendritic Filopodia-rich Fraction

Dendritic filopodia are thin and long protrusions based on the actin filament, and they extend and retract as if searching for a target axon. When the dendritic filopodia establish contact with a target axon, they begin maturing into spines, leading to the formation of a synapse. Telencephalin (TLCN) is abundantly localized in dendritic filopodia and is gradually excluded from spines. Overexpression of TLCN in cultured hippocampal neurons induces dendritic filopodia formation. We showed that telencephalin strongly binds to an extracellular matrix molecule, vitronectin. Vitronectin-coated microbeads induced phagocytic cup formation on neuronal dendrites. In the phagocytic cup, TLCN, TLCN-binding proteins such as phosphorylated Ezrin/Radixin/Moesin (phospho-ERM), and F-actin are accumulated, which suggests that components of the phagocytic cup are similar to those of dendritic filopodia. Thus, we developed a method for purifying the phagocytic cup instead of dendritic filopodia. Magnetic polystyrene beads were coated with vitronectin, which is abundantly present in the culture medium of hippocampal neurons and which induces phagocytic cup formation on neuronal dendrites. After 24 h of incubation, the phagocytic cups were mildly solubilized with detergent and collected using a magnet separator. After washing the beads, the binding proteins were eluted and analyzed by silver staining and Western blotting. In the binding fraction, TLCN and actin were abundantly present. In addition, many proteins identified from the fraction were localized to the dendritic filopodia; thus, we named the binding fraction as the dendritic filopodia-rich fraction. This article describes details regarding the purification method for the dendritic filopodia-rich fraction.

In this protocol, we introduce a method for purifying the dendritic filopodia-rich fraction from the phagocytic cup-like protrusion structure on cultured hippocampal neurons by taking advantage of the specific and strong affinity between a dendritic filopodial adhesion molecule, TLCN, and an extracellular matrix molecule, vitronectin.

樹状フィロポディアリッチ画の精製

Dendritic filopodia are thin and long protrusions based on the actin filament, and they extend and retract as if searching for a target axon. When the ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

成人小脳スライスにおける長期うつ病誘導の評価

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...