指導のためチャック キンメル、この繁殖戦略の開発に役立つのジョン ・ ダウド、骨格の汚れを完璧に彼女の仕事の Macie ウォーカーとシャーリーン ウォーカーとボニー ウルマン役に立つゼブラフィッシュのアドバイスを感謝したいと思います。この作品は、JTN に K99/R00 DE024190 によって支えられました。

やコロラド大学とオレゴン州機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) の大学の遵守にこのプロトコルで記述されているすべての実験が完成します。
 1 です選択されていない開始在庫を準備する <ol><li>識別フィンが興味の突然変異体の対立遺伝子のヘテロ接合体キャリア クリップ 11 および遺伝子型解析における兄弟動物の在庫による選択、のよう。KASP 12 , 13 , 14。このプロトコルはゼブラフィッシュ mef2ca b1086 ひずみで実行されていました</li>。
	<li>KASP ジェノタイピング 
	注: KASP の対立遺伝子特定のプライマー (材料表 参照) 試薬を提供する会社によって設計されています。取得するには、特定のリアルタイム PCR マシンの適切な 6-カルボキシル基-X-ローダミン (ロックス) 色素の濃度は、会社のウェブサイトをご覧ください。
	<ol><li>場所ゼブラフィッシュ尾組織 50 μ L (10 mM トリス (pH 8.3) 50 mM KCl, 1.5 mM MgCl 2, 0.3% 非イオン性界面活性剤、0.3% = ポリエチレン ・ グリコール) 換散バッファーの。サーマルサイクラー 20 分 94 ° C 不活化ステップ 2 5 h の 55 ° c に 10 μ L/ウェルの 96 ウェル PCR プレートとダイジェスト プロテイナーゼ K を 10 mg/mL を追加します。消化後溶解製品を冷蔵 注: 換散製品を準備の後数ヶ月間正常に使用できます。組織はだった 50 mM NaOH を使用して溶解し, とき KASP 反応は成功しなかった。ゲノム DNA の準備の NaOH メソッドが KASP で互換性がないことが示唆します</li>。
		<li>は、分光光度計を使用してゲノム DNA を定量化します。各反応が約 20-30 ng を含むように分子生物学グレードの水を使用してゲノムの DNA のテンプレートを希釈します 。
		注: 4 または 5 のサンプルを定量化に、プール、平均値に基づいて、すべてのサンプルの希釈液を準備します。大人の尾組織にこのプロトコルを使用する場合、1: 100 希釈通常十分です。DNA 濃度の正確な定量が必要ではありません</li>。
		ミックス KASP プライマーの <li>追加 0.14 μ L と 1.5 mL 容マイクロ チューブとチューブの下部に内容を収集するために簡単に遠心分離前によくミックスに氷のサンプルあたりミックス KASP マスターの 5 μ L. 
		メモ: KASP のマスターの組合せは熱と光に敏感、氷の在庫を保持して、直接光を避ける</li>。
		<li>プライマー/マスターのピペット 5 μ L は、使用されているリアルタイム PCR マシンに適した光 96 ウェル PCR プレートのウェルにソリューションをミックスします</li>。
		<li>ピペット 5 μ L の希釈 (約 5-7 ng/μ L) 各 DNA テンプレートのサンプルも、ミックスにピペットで吸い出しなさい</li>。
		<li>3 井戸なしテンプレート コントロール (NTC) として機能し、肯定的なコントロールのヘテロ接合体、ホモ接合体の変異 DNA テンプレート希薄確認ホモ野生型の 5 μ L を追加するヌクレアーゼ フリー水の追加 5 μ L.</li>
		<li>フィルムは、各ウェルに密閉を確保するプレートを光学的に透明フィルム シールを配置します</li>。
		<li>簡単に 600 x g 下部にコンテンツを収集し、ミックスから泡を削除にプレートを遠心します 。
		: 注意氷のシールド板の光から続行する準備が整うまで</li>。
		<li>メイン KASP 反応を実行する 表 1 に示されているサイクリング プログラムを使用します</li>。
		<li>は、解析コンピューターによって生成される結果の散布を表示します。( 図 3) のプロット ポイント 4 のグループが表示されます成功した反応: 遺伝子型、および原点の近く NTCs の 1 つのグループに対応するグループ化のサンプル 3 つ。ポジティブ コントロールを適切なサンプル グループを分離する必要があります</li>。
		<li>コンピューター プログラムが特定遺伝子型、追加セットをサイクリングに該当するグループは、プロットを認識しない場合は、(表 2) を必要です。コンピューターが遺伝子型によってタイトなグループを認識するまで追加のプログラムを繰り返します</li>。
		<li>ジェノタイピングの結果をスプレッドシート ファイルより簡単に使用および分析のためにエクスポートします</li>。
	</ol></li> <li>メインの水システムに識別されたヘテロ接合体動物の家します</li></ol>。
 2. の最初円形の子孫得点 ペア intercrosses <ol><li><ol><li>動物が鰭クリップから回復後を ペアワイズ交差兄弟のヘテロ接合体 の設定。胚が同期 16 ように仕切りを使用します</li>。
		<li>胚を収集し、繁殖ケージで分離された親のペアを保持します</li>。
		<li>孤立した大人を監視は、ので、積極的な魚を分離またはカバーを提供できます (細切り魚は、仕事をうまくネット)。魚を供給する必要があり、水の交換が静的な水の中 IACUC ガイドラインに従う</li>。
	</ol></li> <li>胚の飼育 <ol><li>ステージ、標準条件 17 の下で幼虫にゼブラフィッシュ胚を上げる</li>。
		<li>は、クラッチの 75% に膨らんだ膀胱を泳ぐとき、5 または 6 の日にガラス ピペットを使用して野生型表現型動物を収集します。保育園で親のそれらが得られた記録表現型の野生タイプを配置します 。
		注: は劣性致死的な多くの骨格変異の本当である突然変異体の対立遺伝子のホモ接合体変異体フォームうきぶくろ 18 , 19 に失敗します。したがって、表現型の野生型が簡単に水増しうきぶくろに基づく変異兄弟から識別できます</li>。
	</ol></li> <li>アルシアン ブルー/アリザリン赤軟骨と骨染色 <ol><li>0.17 g/L Tricaine を使用した浮袋を膨らませるいない幼虫の麻酔-胚メディアで S。ワイドボア ガラス パスツール ピペットで 1.5 mL 遠心チューブに動物を収集します。チューブあたり 100 以上の幼虫を追加します</li>。
		<li>は各チューブから胚水分を取り除き 1 ml あたりチューブ 1 × PBS で 2% パラホルムアルデヒドの動物を修正します 。
		注意:水性 PFA は可燃性と深刻な皮膚や眼の炎症を引き起こします。手袋、眼の保護など適切な保護具を着用し、使用後はよく手を洗うです</li>。
		<li>ロック 1 時間; 長い固定骨染色を損ないます。この中に定期的にチューブをチェックと幼虫がないようにすべての後続の揺動手順を側面に貼り付けになるかチューブの底に群生します</li>。
		<li>ガラス ピペットを使用してチューブから定着剤を削除したり、50% エタノールと 10 分のための石の 1 つの mL を追加</li>
		<li>染色液 0.5% の 20 μ L を追加することによって新鮮な準備アルシアンの 1 mL あたりアリザリン赤プレミックス (0.04% アルシアン ブルー/10 mM MgCl 2/80% エタノール)。50% エタノールを削除したり、各チューブ、およびロックにソリューションを一晩染色の 1 mL を追加します。幼虫は、5 日前まで汚れに残ることが</li>。
		<li>は、チューブから汚れのソリューションを削除し、各チューブに 80% エタノール/10 mM MgCl 2 ソリューションの 1 つの mL を追加します。少なくとも 1 h; のチューブをロックします。明確アルシアン ブルー染色を作り出すことができる一晩をすすぎします</li>。
		<li>80% エタノール/10 mM チューブからの MgCl 2 ソリューションを削除し、50% エタノール 1 mL を加える; 5 分の岩</li>
		<li>チューブから 50% エタノール溶液を削除し 25% エタノールや 5 分岩の 1 つの mL を追加</li>
		<li>チューブから 50% エタノール溶液を削除し、作りたての 1 mL 3% H 2 O を追加 2 /0.5% KOH 漂白溶液。チューブ マイクロ チューブ ラック約 10 分、またはソリューション部の上部でかすかな茶色の着色を見ることができるまでに立つせキャップ オープンのままにします 。
		注: ソリューションの上に泡を形成層です。貧しい二重染色で結果が漂白タイミングはこの段階で必要以上に注意してください</li>。
		<li>漂白ソリューションを削除し、25 %glycerol/0.1% 島の 1 つの mL を追加; 1 h に 10 分間ロック</li>
		<li>チューブから 25% glycerol/0.1% KOH 溶液を削除したり、各チューブは、一晩に 10 分間、ロックする 50% glycerol/0.1% KOH 溶液の 1 mL を追加します</li>。
		<li>は 50% glycerol/0.1% KOH 溶液をチューブから削除し、再び各管に 50% glycerol/0.1% KOH 溶液を追加します。ロッキング一晩役立つ幼虫内に蓄積することができます空気の泡を削除します。使用されていないときにストアが 4 ° C で骨格の準備をステンド グラスします</li>。
	</ol></li> <li>表現型得点 <ol><li>スコア ステンド選択された表現型の浸透度の突然変異体の子孫。・ ニコルズ ら の 1 突然変異体の異所性骨発生に対してスコア化した 。
		注: ゼブラフィッシュの両親は、静的な水、アリザリン赤染色時間と衰退することができますので、それは骨格の準備を完了する数日以内のスケルトンをスコアすることが重要です</li>。
		<li>浸透度は、表現型は、遺伝子型の割合です。次の式によってパーセントの浸透度を計算: % 浸透 = (表現型の突然変異体)/(突然変異体の合計数) × 100</li></ol></li></ol> 3。家族の選択 <ol><li>選択 2 高浸透と次世代のための 2 つの低浸透度家族。浸透度、に加えて伝達; への家族を選ぶときに、多産と活力を考慮することが重要です。これの詳細についての 議論 を参照してください</li>。
	<li>各親ペア サブ在庫識別子を与える: 家族、.01.02、等</li>
	<li>家のいくつかの混合セックスとメイン システムの親ペア &#39; の仲間 &#39; 魚。仲間の魚は、色素沈着やフィン構造の変化など、永続的な明らかにの特徴的な機能で任意のゼブラフィッシュの行をすることができます 。
	注: 多くの研究者は正常にのみ繁殖の水槽にペアを維持、いくつかの仲間の魚でペアを集合住宅で良好な結果がみられます。このオプションの手順によりより大きい学校に保管する動物のつがいと必要に応じて彼ら何度も交差することができます簡単に取得します。大規模なフル兄弟家族を生成する親のペアを繰り返し交差ことができます。繰り返し同じ親ペアを横断する前に、少なくとも 1 週間待つ</li>。
	<li>ステップ 2.2.2 から幼虫の家族をカリングしますを次世代用に選択されなかった。</li>。
	<li>変異兄弟から浸透度を持った選択された家族から野生型兄弟幼虫を含むタンクのラベルし、として通常成人に発生します</li>。
	<li>次世代は、少なくとも 4 つのフル兄弟家族、2 つのラインが上昇と下降線の 2 つを持っている</li>。
	<li>幼虫が成熟に達したら、新しい世代のステップ 1 から開始プロトコルを繰り返します</li>。
</ol>

<ol>
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選択的な育成は遺伝子機能の機微を発表します。
シフトを詳細または選択的な育成によって重症度の低い突然変異の表現型は、遺伝子の働きに新しい洞察力を得るために簡単な方法です。選択されていない繁殖の標準的な方法と比較すると、ここで提示されたプロトコルは突然変異体の表現型のより完全な理解を得ることができます。具体的には、重度の菌...

ゼブラフィッシュは、骨格開発を理解するための強力なモデル システムです。ゼブラフィッシュ変異株の生物学者は骨格中に遺伝子の機能を解読できます。ただし、ゼブラフィッシュ骨格変異表現型を発達・遺伝的解析を妨げることができる変数の浸透度1,2,3、4を提示できます。このメソッドの目的は三重です。コマ撮り録画5と移植6のような下流の発達研究が初めに、一貫して重度の表現型を作り出すゼブラフィッシュ突然変異系統を生成できます。研究のこれらの種類は、一貫性のないマニフェストのみ表現型を研究しようとして不自由することができます。第二に、ゼブラフィッシュ系統を近親交配は遺伝的背景変化、実験的一貫性と再現性を促進を減らすことができます。1 つ選択的に交のハイブリダイゼーション解析できますたとえば、すべてその場で実行する交絡のばらつきを抑えることし、結論を強化します。第三に、重度と軽度の株を生成すると、特定の突然変異に起因することができます全体の表現型シリーズが明らかになります。
最初一見で、致命的な突然変異体の選択的な育成は不可能だと思います。選択範囲を獲得している動物が死んでいるとき、浸透のための 1 つの品種をいかにできるか。幸いなことに、家族の選択、テスト、特に子孫によって選択的な育成法は、畜産87,年多くのためのプログラムの有効性を実証しています。これらのプログラムは、のみ牛の牛乳生産や鶏の卵の生産のような 1 つのセックスに存在する形質の選択的な繁殖のため主に使われます。これらの種の男性は直接得点できないが、彼らの子孫を獲得しているし、両親に値が割り当てられます。この戦略から借りて、ここで提示されたプロトコルには、固定と染色変異子孫ゼブラフィッシュのペアからの興味の突然変異遺伝子のヘテロ接合体の得点が含まれます。個人の行に次の世代が生成されますを決定する際、両親にホモ接合体致死突然変異体の子孫の表現型の浸透度が割り当てられます。私たちはゼブラフィッシュ致死の骨格変異体1での浸透度をシフトの効果的な手段をこの方法には見つけます。
他の研究と同様に、この選択的な繁殖のプロトコルは、クラッチ ・ サイズ、子孫の生存、胚および性比9の正常な開発のような検討規準の下でかかります。ただし、これらの要因は、すべての突然変異の浸透度をシフトの目的と変異の背景のコンテキストで考慮されます。したがって、このプロトコルは、背景の均質性を増加し同様、突然変異体の発達の分析を強化する方法を提供することによって前の選択的な繁殖のパラダイムを拡張します。
このプロトコルは、事前に信頼性の高い、迅速なジェノタイピング プロトコルを開発する上で重要な広範な遺伝子型を必要です。多くジェノタイピング プロトコル10、11、しかし我々 は見つける KASP ジェノタイピング報12,13,14はより速くよりコスト効率的、かつより信頼性の高いメソッド増幅されたシーケンス10の制限の酵素の胸の谷間に基づいています。したがって、この作業で KASP プロトコルを含めます。さらに、このプロトコルで骨格変異体の表現型に着目し、, アルシアン ブルー/アリザリン赤染色前のプロトコル15から変更のプロシージャが含まれます。
ここで説明する方法は、上向きまたは下向きに致死突然変異の浸透度をシフトのため簡単な戦略です。このプロトコルは、骨格の変異体の表現型に焦点を当て、すべてのゼブラフィッシュ変異体ラインの飼育のための有用な戦略であろうと信じています。実際には、可能性がありますこの繁殖戦略の有用性は、ゼブラフィッシュを超えて拡張します。我々 は、有機体の広い範囲に浸透度をシフトするこのプロトコルを変更できることを予測します。子孫テストによって致命的な浸透度をシフト任意の発達の遺伝学の進歩を進めることができます。

<table><tbody><tr><td>Paraformaldehyde, pelleted, solid</td><td>Ted Pella Co.</td><td>18501</td><td>Pelleted PFA is a safer alternative to powdered PFA</td></tr><tr><td>Magnesium Chloride, solid</td><td>Acros Organics</td><td>223210010</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS, Aqueous</td><td>Fisher</td><td>BP3994</td><td></td></tr><tr><td>190 proof Ethanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcian Blue, solid</td><td>Anatech Ltd.</td><td>867</td><td>Must be from Anatech</td></tr><tr><td>Alizarin Red, solid</td><td>Sigma</td><td>A5533-25G</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol, liquid</td><td>Fisher</td><td>BP229 1</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide, liquid</td><td>Fisher</td><td>BP263500</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hydroxide,&amp;nbsp; solid</td><td>Fisher</td><td>P250 500</td><td></td></tr><tr><td>StepOnePlus Real-time PCR Machine</td><td>Applied Biosystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MicroAmp Fast Optical 96-well Reaction Plate with Barcode (0.1 mL)</td><td>Applied Biosystems</td><td>4346906</td><td></td></tr><tr><td>Microseal &#039;B&#039; seal</td><td>BioRad</td><td>MSB1001</td><td></td></tr><tr><td>KASP Master Mix, High ROX</td><td>LGC</td><td>KBS-1016-022</td><td>https://www.lgcgroup.com/products/kasp-genotyping-chemistry/#.WOPX41UrKUk</td></tr><tr><td>KASP By Design Primer Mix</td><td>LGC</td><td>KBS-2100-100</td><td></td></tr><tr><td>Tris HCl, solid</td><td>Fisher</td><td>BP153 500</td><td></td></tr><tr><td>potassium chloride, solid</td><td>Fisher</td><td>BP366 500</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20, liquid</td><td>Fisher</td><td>BP337 100</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet P40</td><td>ThermoFisher</td><td>28324</td><td></td></tr><tr><td>Tricaine-S</td><td>Western Chemicals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Fisher</td><td>BP1700 100</td><td></td></tr><tr><td>T100 Thermal Cycler</td><td>BioRad</td><td>1861096</td><td></td></tr><tr><td>Controlled Drop Pasteur Pipets</td><td>Fisher</td><td>13-678-30</td><td></td></tr><tr><td>Nanodrop</td><td>ThermoFisher</td><td></td><td>for DNA quantitation</td></tr></tbody></table>

shifting zebrafish lethal skeletal mutant penetrance by progeny testing

ゼブラフィッシュ変異体の表現型は、不完全な浸透、のみいくつかの変異で発症しました。一貫性のない表示興味深い表現型は難しいことができ、結果を交絡につながることができます。ここで説明されているプロトコルは、致命的なゼブラフィッシュ骨格変異の浸透度を上げたり下げたりする簡単な繁殖パラダイムです。致命的な突然変異体は、選択的に直接飼育できません、ために、間接検定の古典的な選択的な繁殖戦略を採用します。このメソッドには、Kompetitive の対立遺伝子特定の PCR (KASP) ジェノタイピング ゼブラフィッシュと染色のゼブラフィッシュ稚魚軟骨と骨のプロトコルも含まれています。ここで説明されている飼育方法を適用することは、下流のアプリケーションでより再現性のある結果を有効にする興味深い骨格表現型の浸透度を増やすことができます。さらに、この選択的な繁殖戦略によって突然変異の浸透度を減少させる最も重要な変異遺伝子の機能を必要とする発達のプロセスを表示できます。骨格、特にここと見なされます、この方法論はすべてゼブラフィッシュ突然変異系統の有用であることを提案します。

このプロトコルは、長期飼育技術理解できないゼブラフィッシュ骨格変異体 (図 1) に便利です。子孫がテストすることによって選択的な繁殖は、全体的な浸透度下向きと上向き数世代 (図 2) でシフトを得られるはず。筆者らは, 選択的な育成の 2 つのラウンドは 17% から 31平均浸透度下方を行なった。同様...

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Shifting Zebrafish Lethal Skeletal Mutant Penetrance by Progeny Testing

このプロトコルの目的は、選択的な育成によってゼブラフィッシュにおける致命的な骨格変異表現型の浸透度を変更することです。致命的な突然変異体が大人に成長することはできません彼ら自身を繁殖、このプロトコルが追跡とテストの子孫によって複数の生成を通して浸透度を選択するための方法を記述するため。

テストの子孫によるゼブラフィッシュ致死の骨格変異の浸透度をシフト

Zebrafish mutant phenotypes are often incompletely penetrant, only manifesting in some mutants. Interesting phenotypes that inconsistently appear can be ...

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7.5K ビュー.  University of Colorado Anschutz Medical Campus. このプロトコルの目的は、選択的な育成によってゼブラフィッシュにおける致命的な骨格変異表現型の浸透度を変更することです。致命的な突然変異体が大人に成長することはできません彼ら自身を繁殖、このプロトコルが追跡とテストの子孫によって複数の生成を通して浸透度を選択するための方法を記述するため。

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Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Characterization of the clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system of Streptococcus pyogenes has enabled the development of a customizable platform to rapidly generate gene modifications in a wide variety of organisms, including zebrafish. CRISPR-based genome editing uses a single guide RNA (sgRNA) to target a CRISPR-associated (Cas) endonuclease to a genomic DNA (gDNA) target of interest, where the Cas endonuclease generates a double-strand break (DSB). Repair of DSBs by error-prone mechanisms lead to insertions and/or deletions (indels). This can cause frameshift mutations that often introduce a premature stop codon within the coding sequence, thus creating a protein-null allele. CRISPR-based genome engineering requires only a few molecular components and is easily introduced into zebrafish embryos by microinjection. This protocol describes the methods used to generate CRISPR reagents for zebrafish microinjection and to identify fish exhibiting germline transmission of CRISPR-modified genes. These methods include in vitro transcription of sgRNAs, microinjection of CRISPR reagents, identification of indels induced at the target site using a PCR-based method called a heteroduplex mobility assay (HMA), and characterization of the indels using both a low throughput and a powerful next-generation sequencing (NGS)-based approach that can analyze multiple PCR products collected from heterozygous fish. This protocol is streamlined to minimize both the number of fish required and the types of equipment needed to perform the analyses. Furthermore, this protocol is designed to be amenable for use by laboratory personal of all levels of experience including undergraduates, enabling this powerful tool to be economically employed by any research group interested in performing CRISPR-based genomic modification in zebrafish.

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Targeted genome editing in the model system Danio rerio (zebrafish) has been greatly facilitated by the emergence of CRISPR-based approaches. Herein, we describe a streamlined, robust protocol for generation and identification of CRISPR-derived nonsense alleles that incorporates the heteroduplex mobility assay and identification of mutations using next-generation sequencing.

効率的な生産とモデル システムの動脈分布に CRISPR 識別/Cas9 生成遺伝子のノックアウト

Characterization of the clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system of Streptococcus pyogenes has enabled the development ...

遺伝学

High-throughput DNA Extraction and Genotyping of 3dpf Zebrafish Larvae by Fin Clipping

Zebrafish (Danio rerio) possess orthologues for 84% of the genes known to be associated with human diseases. In addition, these animals have a short generation time, are easy to handle, display a high reproductive rate, low cost, and are easily amenable to genetic manipulations by microinjection of DNA in embryos. Recent advances in gene editing tools are enabling precise introduction of mutations and transgenes in zebrafish. Disease modeling in zebrafish often leads to larval phenotypes and early death which can be challenging to interpret if genotypes are unknown. This early identification of genotypes is also needed in experiments requiring sample pooling, such as in gene expression or mass spectrometry studies. However, extensive genotypic screening is limited by traditional methods, which in most labs are performed only on adult zebrafish or in postmortem larvae. We addressed this problem by adapting a method for the isolation of PCR-ready genomic DNA from live zebrafish larvae that can be achieved as early as 72 h post-fertilization (hpf). This time and cost-effective technique, improved from a previously published genotyping protocol, allows the identification of genotypes from microscopic fin biopsies. The fins quickly regenerate as the larvae develop. Researchers are then able to select and raise the desired genotypes to adulthood by utilizing this high-throughput PCR-based genotyping procedure.

Zebrafish have been used as reliable genetic model organisms in biomedical research, especially with the advent of gene-editing technologies. When larval phenotypes are expected, DNA extraction and genotype identification can be challenging. Here, we describe an efficient genotyping procedure for zebrafish larvae, by tail clipping, as early as 72-h post-fertilization.

ハイスループット DNA の抽出およびフィン クリッピングが 3dpf ゼブラフィッシュ仔のジェノタイピング

Zebrafish (Danio rerio) possess orthologues for 84% of the genes known to be associated with human diseases. In addition, these animals have a short ...

Zebrafish Model of Neuroblastoma Metastasis

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing technologies applied in zebrafish modeling, the ease of maintenance, high-yield productivity, and powerful live imaging altogether make the zebrafish a valuable model system to study metastasis and cellular and molecular bases underlying this process in vivo. The first zebrafish neuroblastoma (NB) model of metastasis was developed by overexpressing two oncogenes, MYCN and LMO1, under control of the dopamine-beta-hydroxylase (d&#946;h) promoter. Co-overexpressed MYCN and LMO1 led to the reduced latency and increased penetrance of neuroblastomagenesis, as well as accelerated distant metastasis of tumor cells. This new model reliably reiterates many key features of human metastatic NB, including involvement of clinically relevant and metastasis-associated genetic alterations; natural and spontaneous development of metastasis in vivo; and conserved sites of metastases. Therefore, the zebrafish model possesses unique advantages to dissect the complex process of tumor metastasis in vivo.

This paper introduces the method of developing, characterizing, and tracking in real-time the tumor metastasis in zebrafish model of neuroblastoma, specifically in the transgenic zebrafish line with overexpression of MYCN and LMO1, which develops metastasis spontaneously.

神経芽細胞腫転移のゼブラフィッシュモデル

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing ...

がん研究

Screening Sperm for the Rapid Isolation of Germline Edits in Zebrafish

The advent of targeted CRISPR-Cas nuclease technologies has revolutionized the ability to perform precise genome editing in both established and emerging model systems. CRISPR-Cas genome editing systems use a synthetic guide RNA (sgRNA) to target a CRISPR-associated (Cas) endonuclease to specific genomic DNA loci, where the Cas endonuclease generates a double-strand break. The repair of double-strand breaks by intrinsic error-prone mechanisms leads to insertions and/or deletions, disrupting the locus. Alternatively, the inclusion of double-stranded DNA donors or single-stranded DNA oligonucleotides in this process can elicit the inclusion of precise genome edits ranging from single nucleotide polymorphisms to small immunological tags or even large fluorescent protein constructs. However, a major bottleneck in this procedure can be finding and isolating the desired edit in the germline. This protocol outlines a robust method for screening and isolating germline mutations at specific loci in Danio rerio (zebrafish); however, these principles may be adaptable in any model where in vivo sperm collection is possible.

CRISPR-Cas technologies have revolutionized the field of genome editing. However, finding and isolating the desired germline edit remains a major bottleneck. Therefore, this protocol describes a robust method for quickly screening F0 CRISPR-injected zebrafish sperm for germline edits using standard PCR, restriction digest, and gel electrophoresis techniques.

ゼブラフィッシュの生殖細胞系列編集の迅速な分離のための精子のスクリーニング

The advent of targeted CRISPR-Cas nuclease technologies has revolutionized the ability to perform precise genome editing in both established and emerging ...

Genotyping and Quantification of In Situ Hybridization Staining in Zebrafish

In situ hybridization (ISH) is an important technique that enables researchers to study mRNA distribution in situ and has been a critical technique in developmental biology for decades. Traditionally, most gene expression studies relied on visual evaluation of the ISH signal, a method that is prone to bias, particularly in cases where sample identities are known a priori. We have previously reported on a method to circumvent this bias and provide a more accurate quantification of ISH signals. Here, we present a simple guide to apply this method to quantify the expression levels of genes of interest in ISH-stained embryos and correlate that with their corresponding genotypes. The method is particularly useful to quantify spatially restricted gene expression signals in samples of mixed genotypes and it provides an unbiased and accurate alternative to the traditional visual scoring methods.

Gene editing technologies have enabled researchers to generate zebrafish mutants to investigate gene function with relative ease. Here, we provide a guide to perform parallel embryo genotyping and quantification of in situ hybridization signals in zebrafish. This unbiased approach provides greater accuracy in phenotypical analyses based on in situ hybridization.

ゼブラフィッシュにおけるin situハイブリダイゼーション染色のジェノタイピングと定量化

In situ hybridization (ISH) is an important technique that enables researchers to study mRNA distribution in situ and has been a critical technique in ...

発生生物学

Examining Muscle Regeneration in Zebrafish Models of Muscle Disease

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, the muscle stem cell is activated and undergoes cell proliferation to generate a pool of myoblasts, which subsequently differentiate to form new muscle fibers. In many muscle wasting conditions, including muscular dystrophy and ageing, this process is impaired resulting in the inability of muscle to regenerate. The process of muscle regeneration in zebrafish is highly conserved with mammalian systems providing an excellent system to study muscle stem cell function and regeneration, in muscle wasting conditions such as muscular dystrophy. Here, we present a method to examine muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease. The first step involves the use of a genotyping platform that allows the determination of the genotype of the larvae prior to eliciting an injury. Having determined the genotype, the muscle is injured using a needle stab, following which polarizing light microscopy is used to determine the extent of muscle regeneration. We therefore provide a high throughput pipeline which allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

Skeletal muscle regeneration is driven by tissue resident muscle stem cells, which are impaired in many muscle diseases such as muscular dystrophy, and this results in the inability of muscle to regenerate. Here, we describe a protocol that allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

ゼブラフィッシュモデルの筋肉再生を調べる

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, ...

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present methods for the development of assays to query potentially clinically significant nonsynonymous changes using in vivo complementation in zebrafish. Zebrafish (Danio rerio) are a useful animal system due to their experimental tractability; embryos are transparent to enable facile viewing, undergo rapid development ex vivo, and can be genetically manipulated.1 These aspects have allowed for significant advances in the analysis of embryogenesis, molecular processes, and morphogenetic signaling. Taken together, the advantages of this vertebrate model make zebrafish highly amenable to modeling the developmental defects in pediatric disease, and in some cases, adult-onset disorders. Because the zebrafish genome is highly conserved with that of humans (~70% orthologous), it is possible to recapitulate human disease states in zebrafish. This is accomplished either through the injection of mutant human mRNA to induce dominant negative or gain of function alleles, or utilization of morpholino (MO) antisense oligonucleotides to suppress genes to mimic loss of function variants. Through complementation of MO-induced phenotypes with capped human mRNA, our approach enables the interpretation of the deleterious effect of mutations on human protein sequence based on the ability of mutant mRNA to rescue a measurable, physiologically relevant phenotype. Modeling of the human disease alleles occurs through microinjection of zebrafish embryos with MO and/or human mRNA at the 1-4 cell stage, and phenotyping up to seven days post fertilization (dpf). This general strategy can be extended to a wide range of disease phenotypes, as demonstrated in the following protocol. We present our established models for morphogenetic signaling, craniofacial, cardiac, vascular integrity, renal function, and skeletal muscle disorder phenotypes, as well as others.

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present a systematic approach for developing physiologically relevant, sensitive and specific in vivo assays for interpreting variation in human pathology. Transient genetic manipulation via microinjection of WT and mutant human mRNA and morpholino (MO) antisense oligonucleotides harness the tractability of the developing zebrafish embryo to rapidly assay pathogenic mutations, especially, but not exclusively, in the context of human developmental disorders.

ゼブラフィッシュを用いた病的ヒトゲノムの in vivoモデルで

Here,  we present methods for the development of assays to query potentially clinically  significant nonsynonymous changes using in  vivo complementation ...

生物学

Analysis of Skeletal Muscle Defects in Larval Zebrafish by Birefringence and Touch-evoke Escape Response Assays

Zebrafish (Danio rerio) have become a particularly effective tool for modeling human diseases affecting skeletal muscle, including muscular dystrophies1-3, congenital myopathies4,5, and disruptions in sarcomeric assembly6,7, due to high genomic and structural conservation with mammals8. Muscular disorganization and locomotive impairment can be quickly assessed in the zebrafish over the first few days post-fertilization. Two assays to help characterize skeletal muscle defects in zebrafish are birefringence (structural) and touch-evoked escape response (behavioral).
Birefringence is a physical property in which light is rotated as it passes through ordered matter, such as the pseudo-crystalline array of muscle sarcomeres9. It is a simple, noninvasive approach to assess muscle integrity in translucent zebrafish larvae early in development. Wild-type zebrafish with highly organized skeletal muscle appear very bright amidst a dark background when visualized between two polarized light filters, whereas muscle mutants have birefringence patterns specific to the primary muscular disorder they model. Zebrafish modeling muscular dystrophies, diseases characterized by myofiber degeneration followed by repeated rounds of regeneration, exhibit degenerative dark patches in skeletal muscle under polarized light. Nondystrophic myopathies are not associated with necrosis or regenerative changes, but result in disorganized myofibers and skeletal muscle weakness. Myopathic zebrafish typically show an overall reduction in birefringence, reflecting the disorganization of sarcomeres.
The touch-evoked escape assay involves observing an embryo&#39;s swimming behavior in response to tactile stimulation10-12. In comparison to wild-type larvae, mutant larvae frequently display a weak escape contraction, followed by slow swimming or other type of impaired motion that fails to propel the larvae more than a short distance12. The advantage of these assays is that disease progression in the same fish type can be monitored in vivo for several days, and that large numbers of fish can be analyzed in a short time relative to higher vertebrates.

The zebrafish is now an established and powerful tool for modeling muscular dystrophies, congenital myopathies, and related neuromuscular diseases. Birefringence and touch-evoked escape behavior are two common noninvasive assays used to determine the degree of muscular disorganization and locomotive impairment of zebrafish embryos during early development.

複屈折およびタッチ呼び起こすエスケープ応答アッセイによる幼虫のゼブラフィッシュ骨格筋の欠陥の分析

Zebrafish (Danio rerio) have become a particularly effective tool for modeling human diseases affecting skeletal muscle, including muscular ...

Production of Haploid Zebrafish Embryos by In Vitro Fertilization

The zebrafish has become a mainstream vertebrate model that is relevant for many disciplines of scientific study. Zebrafish are especially well suited for forward genetic analysis of developmental processes due to their external fertilization, embryonic size, rapid ontogeny, and optical clarity &#8211; a constellation of traits that enable the direct observation of events ranging from gastrulation to organogenesis with a basic stereomicroscope. Further, zebrafish embryos can survive for several days in the haploid state. The production of haploid embryos in vitro is a powerful tool for mutational analysis, as it enables the identification of recessive mutant alleles present in first generation (F1) female carriers following mutagenesis in the parental (P) generation. This approach eliminates the necessity to raise multiple generations (F2, F3, etc.) which involves breeding of mutant families, thus saving the researcher time along with reducing the needs for zebrafish colony space, labor, and the husbandry costs. Although zebrafish have been used to conduct forward screens for the past several decades, there has been a steady expansion of transgenic and genome editing tools. These tools now offer a plethora of ways to create nuanced assays for next generation screens that can be used to further dissect the gene regulatory networks that drive vertebrate ontogeny. Here, we describe how to prepare haploid zebrafish embryos. This protocol can be implemented for novel future haploid screens, such as in enhancer and suppressor screens, to address the mechanisms of development for a broad number of processes and tissues that form during early embryonic stages.

Production of Haploid Zebrafish Embryos by In Vitro Fertilization

The zebrafish is a powerful model system for developmental biology and human disease research due to their genetic similarity with higher vertebrates. This protocol describes a methodology to create haploid zebrafish embryos that can be utilized for forward screen strategies to identify recessive mutations in genes essential for early embryogenesis.

半数ゼブラフィッシュ胚の生成により<em&gt;体外</em&gt;受精

The zebrafish has become a mainstream vertebrate model that is relevant for many disciplines of scientific study. Zebrafish are especially well suited for ...

Efficient PAM-Less Base Editing for Zebrafish Modeling of Human Genetic Disease with zSpRY-ABE8e

CRISPR/Cas9 technology has increased the value of zebrafish for modeling human genetic diseases, studying disease pathogenesis, and drug screening, but protospacer adjacent motif (PAM) limitations are a major obstacle to creating accurate animal models of human genetic disorders caused by single-nucleotide variants (SNVs). Until now, some SpCas9 variants with broad PAM compatibility have shown efficiency in zebrafish. The application of the optimized SpRY-mediated adenine base editor (ABE), zSpRY-ABE8e, and synthetically modified gRNA in zebrafish has enabled efficient adenine-guanine base conversion without PAM restriction. Described here is a protocol for efficient adenine base editing without PAM limitation in zebrafish using zSpRY-ABE8e. By injecting a mixture of zSpRY-ABE8e mRNA and synthetically modified gRNA into zebrafish embryos, a zebrafish disease model was constructed with a precise mutation that simulated a pathogenic site of the TSR2 ribosome maturation factor (tsr2). This method provides a valuable tool for the establishment of accurate disease models for studying disease mechanisms and treatments.

This protocol describes how to perform efficient adenine base editing without PAM limitation to construct a precise zebrafish disease model using zSpRY-ABE8e.

zSpRY-ABE8eを用いたゼブラフィッシュヒト遺伝病モデリングのための効率的なPAMレスベース編集

CRISPR/Cas9 technology has increased the value of zebrafish for modeling human genetic diseases, studying disease pathogenesis, and drug screening, but ...

テストの子孫によるゼブラフィッシュ致死の骨格変異の浸透度をシフト

要約

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効率的な生産とモデルシステムの動脈分布に CRISPR 識別/Cas9 生成遺伝子のノックアウト

ハイスループット DNA の抽出およびフィンクリッピングが 3dpf ゼブラフィッシュ仔のジェノタイピング

神経芽細胞腫転移のゼブラフィッシュモデル

ゼブラフィッシュの生殖細胞系列編集の迅速な分離のための精子のスクリーニング

ゼブラフィッシュにおけるin situハイブリダイゼーション染色のジェノタイピングと定量化

ゼブラフィッシュモデルの筋肉再生を調べる

ゼブラフィッシュを用いた病的ヒトゲノムの in vivoモデルで

複屈折およびタッチ呼び起こすエスケープ応答アッセイによる幼虫のゼブラフィッシュ骨格筋の欠陥の分析

半数ゼブラフィッシュ胚の生成により

zSpRY-ABE8eを用いたゼブラフィッシュヒト遺伝病モデリングのための効率的なPAMレスベース編集

テストの子孫によるゼブラフィッシュ致死の骨格変異の浸透度をシフト

要約

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効率的な生産とモデル システムの動脈分布に CRISPR 識別/Cas9 生成遺伝子のノックアウト

ハイスループット DNA の抽出およびフィン クリッピングが 3dpf ゼブラフィッシュ仔のジェノタイピング

神経芽細胞腫転移のゼブラフィッシュモデル

ゼブラフィッシュの生殖細胞系列編集の迅速な分離のための精子のスクリーニング

ゼブラフィッシュにおけるin situハイブリダイゼーション染色のジェノタイピングと定量化

ゼブラフィッシュモデルの筋肉再生を調べる

ゼブラフィッシュを用いた病的ヒトゲノムの in vivoモデルで

複屈折およびタッチ呼び起こすエスケープ応答アッセイによる幼虫のゼブラフィッシュ骨格筋の欠陥の分析

半数ゼブラフィッシュ胚の生成により

zSpRY-ABE8eを用いたゼブラフィッシュヒト遺伝病モデリングのための効率的なPAMレスベース編集

効率的な生産とモデルシステムの動脈分布に CRISPR 識別/Cas9 生成遺伝子のノックアウト

ハイスループット DNA の抽出およびフィンクリッピングが 3dpf ゼブラフィッシュ仔のジェノタイピング