著者は、博士サミュエル ・ h ・ ウィルソンで、国立環境衛生研究所この作業で使用する細胞のために感謝したいと思います。

著者が明らかに何もありません。

ここで説明されている条件を使用して、UV A または 405 nm のレーザー、または製造元によって統合されたエンド ・ ユーザーによって追加された共焦点顕微鏡することができます細胞の核内の DNA 損傷を誘発して DNA 修復タンパク質のサイトに募集を許可します。監視対象となる DNA 損傷を誘発します。ただし、プロトコルおよび代表的な結果、波長選択でない限り力を適用、すべて修復経路の特定の DNA を研究するためにユーザーが最初に対処しなければならない問題の重要な特性です。また、ユーザーによっても考慮する必要があります実験のデザインでその他の考慮事項があります。
生きているセルの記事でタンパク質の挙動を監視するために, マイクロ照射蛍光に分類された蛋白質を作らなければなりません。スペクトルに分けることができる蛍光蛋白質の広い範囲の可用性では、DNA 損傷の誘発細胞応答を特徴づけるために使用ことができます蛋白質の融合を作成するためのツールを提供しています。興味の蛍光タンパク質のトランスフェクションにより有害な条件や突然変異も阻害剤の迅速なスクリーニングのため固定して transfected セルを提供しながら表現のレベルの詳細に制御、他の生化学は、実行される特徴マイクロ照射の結果を検証します。波長の異なる蛍光蛋白質は蛋白質同じ経路内または異なる経路間の相互作用を監視する同じセルにも利用できます。蛍光タンパク質はまた興味の各蛋白質のための特定の抗体のための必要性を排除し、生細胞は損傷の誘導の後の時間の長い期間のため蛋白質の動作の監視を許可します。
ただし、蛍光タンパク質の使用にも欠点があります。興味の蛋白の欠損遺伝的背景なし蛍光付けられた蛋白質と内因性のタンパク質を競います。蛍光タンパク質の N または C 末端タグの活用がタンパク質の折り畳みを変更、キーの蛋白質蛋白質の相互作用を妨げるまたは転信号をブロック関数の変更および募集のダイナミクスに影響を与える可能性があります。これらの効果は、免疫蛍光染色, 劇的に異なる募集被害サイト28で内因性のタンパク質の保持時間レポートの数で実証されています。トランスフェクションや安定したクローンの使用もタンパク質発現レベルの変動を通して、通常観察応答を変更できます。さらに、単一の実験で複数の蛍光タンパク質の使用可能性がありますものダイナミクスを変更募集、蛋白質のレベルがよく平衡ない場合、または大きな蛍光タグ付きタンパク質の募集ブロック他の蛋白質の募集.最後に、弱い感作性剤、活性酸素種の形成の増加と潜在的 DNA 損傷の混合物誘導46,47を変更として蛍光タンパクを使用できます。これらの欠点にもかかわらず、蛍光蛋白質提供勉強 DNA の明確な利点の数マイクロ照射の修復し、新しい洞察力を提供することができますユーザーは、ここで説明の損傷評価などの適切なコントロールを組み込む場合応答および蛋白質蛋白質の相互作用3を損傷します。
ライブセル イメージングが必要ない場合、蛍光は損傷への応答を監視する使用できます。特定のタイミングでセルを固定することによって損傷誘導と染色抗体タンパク質とタンパク質を構築することができます修理の保持および興味、損傷誘導の静的なスナップショットと募集の病変のために特定を記事します。抗体を使用して利率や翻訳後修飾 DNA 損傷応答による複数のタンパク質の募集を監視することができます。蛍光抗体法の使用は蛍光タンパク質の必要性を排除、調査する内因性のタンパク質の動作できます。ただし、この方法にも欠点があります。特異性の高い抗体が必要で、透過と遮断手順十分な信号強度と募集の検出を実現するように最適化する必要があります。固定プロシージャは瞬時にない、この物理的な制約は、このアプローチの時間分解能を制限します。細胞は染色後再配置することができます損傷誘導サイトのマッピングも重要な課題が生じます。この作業で使用する共焦点顕微鏡でき画像レジストレーションのため前述のように、損傷した細胞を高精度に移動できます。損傷誘導とイメージの募集と固有の遅延と相まって、ステージ登録せず移転細胞が蛍光抗体法をすることができるステージ登録またはエッチング coverglass が利用できない場合、投資に関与します。一部のユーザーに魅力がないです。しかし、最も正確かつ完全なマイクロ照射実験デザインは提案するプロトコルで説明するよう蛍光タンパク質の使用と並行してアプローチのこれらのタイプを組み込む予定します。
ここでは、ライブセル イメージングと蛍光抗体法、マイクロ レーザーの有用性を検証する使用されます。免疫蛍光染色により作成された DNA 損傷の混合物を正確に調べると方ができる各レーザによる蛋白質の募集募集と XRCC1 GFP の保持の観察された変化を解釈します。これらの結果に基づき、405 nm レーザーの使用は BER と SSBR タンパク質の検査のため限られたする必要があります。さらに、最適な実験的なデザインには、目的、使用すると、セルの行ごとに完全混合特性および募集の検証後パワー測定が含まれます、蛍光で観察された保持タグが付いている蛋白質蛍光抗体法。明らかに、設備、時間、およびコストに関する考慮事項不可能になるこれらの最適な実験設計一部のユーザー。これらの各要素の重要性を紹介し、ユーザーする必要がありますこれらの考慮事項場合覚えておいてマイクロ照射実験を開始します。

蛍光顕微鏡は、細胞アーキテクチャを視覚化、タンパク質の局在を調べるし、タンパク質間、タンパク質-DNA 間相互作用をモニターする技術として浮上しています。蛍光顕微鏡を使用してグローバル DNA 損傷物質、紫外線 (UV) などのアプリケーションの後の DNA 損傷応答機構を研究する電離放射線、化学酸化、アルキル化剤や化学療法を提供して新しい洞察開始、伝達と DNA の募集 DNA 損傷1,2のサイトにタンパク質を修復します。ただし、これらのグローバルおよび非同期イベントの損傷を制限するが場合募集注文、協会または解離反応速度論に関する詳細情報とキー DNA 修理蛋白質間の関係が求められています。幸いなことに、レーザ走査型共焦点顕微鏡の進歩によって、損傷を誘発するレーザー波長と過去の 25 年にわたって蛍光タンパク質の改善のより広範な可用性の提供している強化されたツールと研究者を知ることDNA の修復、ターゲット DNA 損傷誘発。
細胞と細胞の機能を研究するためにレーザー マイクロビームを用いた細胞照射は細胞と放射線生物学3の老舗ツールです。この手法の DNA 修復の研究への応用現れたクレーマーと同僚を使用非常に焦点を当てて UV (257 nm) 0.5 μ m のチャイニーズハム スター卵巣 (CHO) のスポットで DNA 損傷を誘導するレーザー マイクロビーム システム4を細胞し、の誘導を設立このシステム5DNA photolesions。その特殊な設定と生成できないのため限られていたシステムを損傷時の採用 UV マイクロビーム方法上の重要な改善を提供しながら、二重鎖切断 (Dsb)6です。様々 な UV-B (290-320 nm) と UV の後の調査-グループの数によって (320-400 nm) 波長 UV 光、酸化基本病変を明らかにした単鎖切断 (SSBs) と Dsb はレーザーの波長に依存して誘導することが、電源には、4、7,8,9,10 (文献3) が適用されます。さらに、これらの UV-B と UV-A 波長ソラレン、ブロモデオキシウリジン (BrdU) ヘキスト染料などのエージェントを感作性との組み合わせも発見された波長、パワー、および露出の期間に依存して DNA 損傷を誘導するために必要な力が誘発するダメージはしばしばこれらエージェント11,12,の13,14,15存在下で引き下げ。これらのメソッドの普及のために対処するまだ技術的なハードルがあったがこれらの進歩, マイクロ照射の利用の拡大。
クレーマーと同僚大幅正確に中心にセルの高いローカライズされた領域に重要な有害なエネルギーを適用する UV マイクロビームによるマイクロ照射のフィールドを高度な。共焦点顕微鏡とレーザ レーザーマイクロダイ セクション システムが高度な鋭く焦点を合わせた光だったより広くアクセスできる;しかし、紫外線源をスコープに結合と彼らはまだによる色収差を扱うほとんどのユーザー3,6,16に重要な課題を提示しました。UV UV 染料増加光学フォーカシング可能、1990 年代を通じて人気キャプチャ紫外励起蛍光16より広く利用可能になった、レーザースキャニングの改善はユーザーを提供して高度を作成する機能に集中セル6,17内励起スポット。しかし、それまでなかった 2000 年代初頭高強度レーザーでしっかりと集束ビームのこの組み合わせの真の影響が感じられた、多数のレポートはデモに増感剤と DNA 鎖切断を誘導することが現れたとき、A-紫外線範囲6,10,18,19,20, 405 nm21,22,23,24、 25,26, 488 nm27のようなもはや目に見える波長で、でも。これらの進歩は、多くの商用システムでマイクロ照射技術のより広まった採用を許可します。これらの開発と並行して、2 光子技術も登場した DNA の損傷の正確な誘導を許可これらの進歩はここでは説明しません、これら方法論9,28,29,30を議論するレビュー記事の数があります。
共焦点顕微鏡高集束の紫外光や蛍光タンパク質が DNA 修復タンパク質の実時間追跡を許可に広まった可用性を提供することができる現在のアクセシビリティを指定してマイクロ照射技術に進化しています。DNA 損傷応答と修復経路を検査するための強力なツールです。ただし、ユーザーは、DNA 損傷の生成、レーザー波長とサブ核の領域に適用される力に大きく依存であることを認識する必要があります。UV-C の使用 (〜 260 nm) 波長直接 DNA 励起と UV 光7,8誘導高い選択性を許可します。UV-B と UV-A 波長 DNA 損傷 (基本病変、SSBs、Dsb) の混合物を作り出す、応用力や細胞の背景に依存活用7。内因性光増感剤と標的細胞の抗酸化レベルは、これらの波長によって生成される DNA 損傷の混合物に影響を与えます。また、外因性光増感剤 (BrdU 等) の使用は、DNA 損傷の誘発のために必要なエネルギーの低下で助けるかもしれない。しかし、これらのエージェントは、自分で DNA 損傷を引き起こすことができる、使用ユーザーが考慮する必要があります望ましくない効果が生じるので細胞周期とクロマチン構造を変更可能性があります。したがって、DNA 損傷応答と修復を検討するマイクロ照射を使用する前に、興味、使用可能な波長および作成された DNA 損傷の混合物の DNA 修復経路を慎重に検討が必要です。
2 つの一般的に使用される波長は、355 でレーザー マイクロを実行するここでは、nm、405 nm、これらの波長との修復を調べることで持っているこれらの損傷の混合物の影響によって生じる DNA 損傷の混合物を示すための増感剤なしSSBs と Dsb。 ユーザーはこれらの波長が単一種の鎖または基本病変を作成しないでください注意してくださいする必要があります。DNA 修復経路を区別するためにユーザーする必要があります慎重に核の特定の領域の応用力の制御、複数のストランド ブレーク マーカーや DNA 病変抗体を用いた誘導損傷を特徴付けます。正しく適用し、特徴、マイクロ レーザー ユーザーがいくつかの特異性と、偏向や SSBs 基本病変の修復を評価できるように、DNA の損傷のいくつかの種を豊かにできます。したがって、できるように再現性をもって実行マイクロ レーザー応用レーザー線量による DNA 損傷の混合物を特徴付ける、データ分析を実行する方法を提供しております。

<table><tbody><tr><td>Nikon A1rsi laser scanning confocal microscope</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NIS Elements software</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>355 nm laser</td><td>PicoQuant VisUV</td><td></td><td>Radiation source</td></tr><tr><td>Galvanometer photoactivation miniscanner</td><td>Bruker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope slide photodiode power sensor</td><td>THORLabs</td><td>S170C</td><td></td></tr><tr><td>Fiber photodiode power sensor</td><td>THORLabs</td><td>S150C</td><td></td></tr><tr><td>Digital handheld optical power and energy meter</td><td>THORLabs</td><td>PM100D</td><td></td></tr><tr><td>CHO-K1</td><td></td><td></td><td>From Dr. Samuel H. Wilson, NIEHS</td></tr><tr><td>Minimal essential media</td><td>Hyclone</td><td>SH3026501</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Atlanta biologicals</td><td>S11550</td><td></td></tr><tr><td>XRCC1-GFP</td><td>Origene</td><td>RG204952</td><td></td></tr><tr><td>Jetprime</td><td>Polyplus transfection</td><td>11407</td><td></td></tr><tr><td>Geneticin</td><td>ThermoFisher</td><td>10131035</td><td></td></tr><tr><td>4 chambered coverglass</td><td>ThermoFisher</td><td>155382</td><td></td></tr><tr><td>8 chambered coverglass</td><td>ThermoFisher</td><td>155409</td><td></td></tr><tr><td>Anti 53BP-1</td><td>Novus</td><td>NB100304</td><td></td></tr><tr><td>Anti-phospho-histone H2AX&amp;nbsp;</td><td>Millipore</td><td>05-636-I</td><td></td></tr><tr><td>Anti cyclobutane pyrimidine dimer</td><td>Cosmo Bio clone</td><td>CAC-NM-DND-001</td><td></td></tr><tr><td>Anti 8-oxo-2&amp;acute;-deoxyguanosine&amp;nbsp;</td><td>Trevigen</td><td>4354-MC-050</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 488 goat anti-mouse</td><td>ThermoFisher</td><td>A11029</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 546 goat anti-rabbit</td><td>ThermoFisher</td><td>A11010</td><td></td></tr><tr><td>4&amp;rsquo;,6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI)</td><td>ThermoFisher</td><td>R37606</td><td>Caution toxic!</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>ThermoFisher</td><td>0780</td><td></td></tr><tr><td>Normal goat serum</td><td>ThermoFisher</td><td>31873</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumin (BSA)</td><td>Jackson Immuno Research</td><td>001-000-162</td><td></td></tr><tr><td>37% Formaldehyde</td><td>ThermoFisher</td><td>9311</td><td>Caution toxic!</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Labs</td><td>2716</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>VWR</td><td>BDH1135</td><td>Caution toxic!</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Fisher</td><td>SA49</td><td></td></tr><tr><td>Sodium azide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2002</td><td>Caution toxic!</td></tr><tr><td>Tris Hydrochloride</td><td>Amresco</td><td>O234</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr></tbody></table>

application of laser micro-irradiation for examination of single and double strand break repair in mammalian cells

非常に調整された DNA 修復経路が存在する検出、消費税し損傷を受けた DNA 塩基の置換および DNA 鎖切断の修復を調整します。分子生物学の技術は、構造、機能、および修復タンパク質の動態を明らかにした、間まだ修理は核内の調整方法を理解する必要があります。レーザー マイクロ DNA 損傷を誘発して、修復タンパク質の募集を監視のための強力なツールを提供しています。レーザー マイクロ照射による DNA 損傷の誘発できる波長の範囲で発生して、ユーザーは確実に一本鎖切断、基本病変と用量の範囲で二重鎖切断を誘導できます。シングルの 2 つの一般的な共焦点レーザー波長は、355 による二重鎖切断修復を調べるためのマイクロ レーザーの使用ここでは、nm、405 nm。レーザー マイクロ照射データ集録および解析をユーザーが再現性をもって実行できるように、特定の損傷の混合物を誘導するため応用レーザー照射量のさらに、適切な特性が記述されています。

DNA 損傷の評価 基本病変および鎖の誘導は選択した核領域に適用されるレーザー照射量に依存して、細胞モデルの細胞の微小環境使用7。蛍光タンパク質融合修復タンパク質 Rad51 Ku70、53BP1 XRCC1 のような便利な 1 つを提供して二重鎖損傷上の ROI 内の蛍光蛋白の蓄積を見るために必要な最小限のエネルギーを確立するためブレーク マーカー、バック グラウンド蛍光9,19,31。応答を引き起こす条件を見つけたら、その特定の波長と線量による損傷の混合物を特徴付けるために重要です。用量と使用する波長で期間の減衰は、複雑な損傷、混合物の形成を最小限に抑えるためにユーザーを許可できます。UV A 範囲内のレーザーの低用量は主に SSBs と基本病変、SSBR および BER の経路10,28を勉強のために適切の少量を生産する実証されています。複雑な底の病変、酸化を作成投与量を増加し、UV 誘発し Dsb7,10のより重要な番号を誘導します。DNA 損傷の単一種の誘導は特定の DNA 修復経路の検討が望ましいが、それはユーザーは SSBs 基本病変や Dsb よりはるかに頻繁にされているような特定の病変を DNA 損傷の混合物を誘導することらしい。これは過酸化水素 (H2O2) またはメチル メタンスルホン酸 (MMS)32のような化学剤によって誘発された DNA 損傷の混合物と同様です。ユーザーは、彼らは混合物に損傷を与える結果が発生することが報告線量および損傷のサイトで病変の慎重な評価が再現性とその結果の比較可能性を確保するため必要なときに知っておく必要があります。
マイクロ照射研究 XRCC1 GFP が基本病変と SSBs9,28の誘導のためのマーカーとしてよく使用されます。XRCC1 は SSB 修理 (SSBR) で重要な役割を果たしている足場蛋白質と基本切除修理 (BER)、ヌクレオチド除去修復 (NER)33,34,35 のような他の修復経路にも関与.数 poly(ADP-ribose) ポリメラーゼ (PARP 1)、1 DNA ポリメラーゼ β を含むキーの蛋白質との相互作用、DNA 修復における重要な調整の役割を果たしている (Pol β)、および DNA リガーゼ III。SSBs と Dsb を生成するために必要なレーザーの用量を決定する XRCC1 GFP 安定 CHO ‐ K1 細胞で発現を利用しました。まず各波長 (図 1)、XRCC1 GFP の観察可能な募集を誘導するために必要な最小線量がわかりました。355 nm の波長に定義された被害 2 秒滞留時間 ROI は終わった背景 (図 1A) 検出可能な DNA 損傷の誘発を示す、ROI 内の高められた蛍光信号を生成されます。405 の nm、スキャン、8 fps のレート投資収益率 (図 1A) 損傷を観察可能な募集を生成する必要があります。投与量が増加し (10 秒 355 nm、405 の 0.5 fps で nm) より強い作成する投資収益率 (図 1A) に損傷を与えます。
損傷のサイトで、XRCC1 GFP の採用と保持しタイムラプス イメージングによって監視されました。DNA 損傷のサイトでタンパク質の保持可能性がありますに DNA 修復、損傷のサイトからタンパク質の解離はしばしば BER や SSBR の完了のためのマーカーと見なされます。ただし、修理が完成するとレーザー照射による DNA 損傷部位から、XRCC1 の解離のリンクの明確な証拠はありませんされて。損傷のサイトに蛋白質の募集を測定するには、全体の核 (図 1B) 測定平均蛍光信号に破損した ROI 内蛍光信号の平均の強さを報告します。興味の蛋白質の細胞分布に応じて他の正規化手法を用いることができるが、正規化のこのタイプはアドレス核の信号強度揺らぎを役立ちます。ここでは、正規化を核面積測定損傷 ROI への信号の再配布、XRCC1 は核コンパートメントでローカライズされます。投資収益率の平均蛍光強度は、タイムラプス、前損傷画像 (図 1C) の時間の関数としてグラフ化などのイメージごとに記録されます。
我々 は、さらに DNA 基本病変の形成を検討する 2 つの選択したレーザー線量による損傷を特徴付けられます。まず、CPD、かさばる紫外線誘起病変の形成は、NER 型病変 (図 2A) のマーカーとして蛍光抗体法によってプローブだった。その後、酸化誘導基本 lesion8-切断・酸化損傷は、BER 型病変 (図 2B) のマーカーとしてプローブだった。両方の波長の低線量の露出で CPD 病変の有意な増加は認められなかった (2 秒 355 nm 405 8 fps で nm) 高線量の両方の波長で治療しながら、(10 秒 355 nm、405 の 0.5 fps で nm) 蛍光灯で大幅な増加を見せた 投資収益率 (図 2A) 損傷の内で観察する信号。CPD の投資収益率の散布は損傷の形成と波長と用量、低用量で CPD 病変の低レベルがありますが、負荷が大きくできない可能性がありますを示すの両方で検出の各損傷細胞ショーの不均質性の強度を意味します。高用量が適用されるまでに検出されました。散布図には、損傷の混合の定量の正確さを制限可能性があります抗体の検出の効率の悪も示唆しています。
これはさらにマーカー 8 切断・酸化損傷 - によって誘導される酸化的 DNA 損傷の検出でハイライトされます。被害内蛍光信号の明確な増加はありません投資収益率ではレーザー波長または使用していません (図 2B) で 8 切断・酸化損傷が観察されました。この作業に使用する抗体は前出版物9,10,36; と一致してただし、抗体37,38と 8 切断・酸化損傷の形成を観察することに制限があることに注意してください。8-オキソグアニン DNA グリコシラーゼ (OGG1) DNA10から 8 切断・酸化損傷を除去するため責任がある酵素の募集のように、2 番目のマーカーによって勧め酸化誘起病変の欠如の確認もします。OGG1 募集当社 DNA 損傷サイトに見られなかったただし、酸化的 DNA 損傷の低レベルの形成支配して完全にできません。
最後に、Dsb の元で、53BP 1、γH2AX 2 つのマーカーを使用して形成を検討しました。蛍光抗体法による d レーザー線量 (図 3 &#38; 4)。ΓH2AX、ストランド ブレーク マーカーとして使用されますが、レポート39,40数の Dsb に対する特異性を疑問視されています。さらに、鎖切断する信号の局在はこの信号の伝達のために制限できるように鎖休憩サイトから伝達されるリン酸化イベントです。したがって、被害の ROI 内 DSB 形成のより正確な評価のため、53BP 1 と γH2AX を組み合わせること。
マイクロ照射への γH2AX と 53BP 1 の応答は、波長と用量依存性の両方です。低用量 (2 s) 刺激 355 nm は 5 〜 20 分と両方のマーカーのための弱いと変数の応答の 10 分間ポスト照射 (図 3A) での反応を引き出します。高用量 (10 s) 355 nm マイクロ照射で 5、10、および 40 分 (図 3B) に低減されます 20 分ポスト照射損傷 ROI 内増加蛍光信号を誘発します。これらの結果を示す、355 nm 線量の滴定修復経路の相互刺激を最小限に抑えるために必要な初期の時点で二重鎖ブレーク マーカー γH2AX の減少の検出によって示されるように注意してください (&#60; 20 分) 低用量で適用されます。
低 (8 fps) と高用量 (0.5 fps) 405 nm レーザ刺激法 (図 4) を使用して同様の実験を行った。この波長で損傷 ROI 内の蛍光強度の重要な蓄積は 53BP 1 の γH2AX これらの用量はほぼ単一および二重鎖切断の複雑な混合物を生成することを示す、適用用量に関係なく認めDNA 損傷 (図 4) の誘導後すぐ。さらに、405 nm を pan 核 γH2AX 染色損傷誘導 (図 4B下) の 10 分以内の増加の高用量を ROI の損傷の検出を困難 53BP 1 蓄積中のレポートは、被害投資収益率に含まれています。
これらの結果は、405 nm マイクロ照射が SSBR や BER、監視するために適切ではないと誘導病変と DNA 修復応答を完全に特徴づけること DNA の複数のマーカーを内転、ストランドの改を採用すべきことを明確に示します。
XRCC1 GFP の採用と保持の用量依存的変化 一度誘発 DNA 損傷が特徴づけられているマイクロ レーザーは DNA 修理蛋白質のダイナミクスを研究するための理想的なプラットフォームをすることができます。XRCC1 GFP の固定・解離動態は各波長によってさまざまな損傷が混合物の誘導は、予期しないが量依存性 (図 1) を示しています。最高の照射線量 (10 s および 0.5 fps) は、20 分時間経過 (図 1C) 低用量を基準にして、XRCC1 GFP の高強度募集と損傷のサイトで、XRCC1 GFP の保存期間の延長を示しています。これは 355、405 nm の高用量で作成された DNA 損傷は、外観と DSB マーカー、γH2AX、53BP 1 の保持と一致している実験の過程で解決されない可能性があることを示します (図 3 &#38; 4).
興味深いことに、低損害用量 (2 s と 8 fps) 表示被害サイトする XRCC1 GFP の迅速な採用と予備照射レベル (図 1C) に実験的な回にわたって XRCC1 GFP の解離。損傷の混合物の完全な特性評価なしこれは SSBs と基本病変が完全に解決されるこれらの有害な条件を使用して結論に導くかもしれない。しかし、γH2AX と 53BP-1 355 の 40 分でのプレゼンス nm と、405 の 5 分で nm がさまざまな解釈につながる可能性があります。355 nm 2 の線量被害混合物可能性があります主に SSBs、40 分で DSB マーカーの外観は、いくつかの未修理病変を Dsb につながるかもしれない、または長い時間のスケールのこのエネルギーによって生成される Dsb が修復されますを示すことがありますので。SSBR と DSB の修復の時間スケールの違いは、以前に報告された28,41,42をされています。同様に、405 nm 低用量 (8 fps) 解離は SSBs の低レベルを示すことがありますまたはマイクロ照射と DNA 損傷物質を損傷のクラスタ リングの偏向に変換される急速に SSBs 高に記載されています、以前43,44,45。
一緒にこれらの結果は、損傷の混合物の評価の重要性を強調、複数の DNA を利用した修復タンパク質と通訳募集と DNA の保存のためのマーカー修復損傷部位でのタンパク質。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig1.jpg"> 
図 1.マイクロ レーザー誘導 XRCC1 GFP の募集です。 (安定 XRCC1 GFP を発現する A) CHO ‐ K1 細胞は照射され、損傷誘導直後をイメージします。マイクロ照射線量の場所を示す矢印とスケール バーは、10 μ m. (B) 募集は損傷の ROI 内平均蛍光強度を決定して全体の核の平均蛍光強度への正規化によって測定されます。(C) 募集のダイナミクスは、タイムラプス イメージごとに測定できます。グラフが SEM を表す誤差範囲を持つ 2 つの独立した実験の代表者 (n = 24)。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig2.jpg"> 
図 2.レーザー マイクロは、塩基損傷を誘発します。 CHO ‐ K1 細胞マイクロ レーザーを受ける, 損傷誘導直後後固定.CPD を検出する蛍光を行い 8 切断・酸化損傷の付加します。(A) 上部には、CPD の染色後損傷した細胞を ROI の平均蛍光強度で観察の散布。下、CPD の染色の代表的なイメージ。マイクロ照射の位置を示す矢印とスケール バーは 10 μ m (n = 12)。(8 切断・酸化損傷汚損のため B) 代表的なイメージ。矢印マイクロ照射の位置を示すし、スケール バーは、10 μ m.<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig3.jpg"> 
図 3.DNA 二重鎖ブレーク マーカーは用量依存的に 355 nm マイクロ照射に応答します。 CHO ‐ K1 細胞マイクロ照射を受ける, 時間ポイント示された後刺激で固定.DSB マーカー γH2AX と 53BP 1 蛍光抗体法を行った。(A) 投資収益率は、破損、損傷した細胞の蛍光強度測定を意味正規化された損傷の散布図。誤差は、SEM の代表者 (n = 12)。(ΓH2AX と 53BP 1 染色 B) 代表的なイメージ。マイクロ照射の位置を示す矢印とスケール バーは、10 μ m.<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig4.jpg"> 
図 4。DNA 二重鎖ブレーク マーカーは確実 405 nm マイクロ照射に応答します。 CHO ‐ K1 細胞マイクロ照射を受ける, 時間のポイント示されたポストの刺激で固定.DSB マーカー γH2AX と 53BP 1 蛍光抗体法。(A) 投資収益率は、破損、損傷した細胞の蛍光強度測定を意味正規化された損傷の散布図。誤差は、SEM の代表者 (n = 12)。(ΓH2AX と 53BP 1 染色 B) 代表的なイメージ。マイクロ照射の位置を示す矢印とスケール バーは、10 μ m.<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Application of Laser Micro-irradiation for Examination of Single and Double Strand Break Repair in Mammalian Cells

マイクロ レーザーの単一の試験と哺乳類細胞における二重鎖切断修復のためのアプリケーション

DNA 損傷を誘発するおよび選択したサブ核領域の DNA 修理蛋白質の応答を監視するための共焦点レーザー蛍光顕微鏡とレーザ マイクロ照射提供ツールです。この手法は、損傷検知、信号、および募集の知識大幅進んだ。この原稿は、単一および二重鎖切断修復を検討するこれらのテクノロジを示します。

Highly coordinated DNA repair pathways exist to detect, excise and replace damaged DNA bases, and coordinate repair of DNA strand breaks. While molecular ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

9.7K ビュー.  University of South Alabama Mitchell Cancer Institute. DNA 損傷を誘発するおよび選択したサブ核領域の DNA 修理蛋白質の応答を監視するための共焦点レーザー蛍光顕微鏡とレーザ マイクロ照射提供ツールです。この手法は、損傷検知、信号、および募集の知識大幅進んだ。この原稿は、単一および二重鎖切断修復を検討するこれらのテクノロジを示します。

ビデオ: Application of Laser Micro-irradiation for Examination of Single and Double Strand Break Repair in Mammalian Cells

Single Molecule Analysis of Laser Localized Psoralen Adducts

The DNA Damage Response (DDR) has been extensively characterized in studies of double strand breaks (DSBs) induced by laser micro beam irradiation in live cells. The DDR to helix distorting covalent DNA modifications, including interstrand DNA crosslinks (ICLs), is not as well defined. We have studied the DDR stimulated by ICLs, localized by laser photoactivation of immunotagged psoralens, in the nuclei of live cells. In order to address fundamental questions about adduct distribution and replication fork encounters, we combined laser localization with two other technologies. DNA fibers are often used to display the progress of replication forks by immunofluorescence of nucleoside analogues incorporated during short pulses. Immunoquantum dots have been widely employed for single molecule imaging. In the new approach, DNA fibers from cells carrying laser localized ICLs are spread onto microscope slides. The tagged ICLs are displayed with immunoquantum dots and the inter-lesion distances determined. Replication fork collisions with ICLs can be visualized and different encounter patterns identified and quantitated.

Lasers are frequently used in studies of the cellular response to DNA damage. However, they generate lesions whose spacing, frequency, and collisions with replication forks are rarely characterized. Here, we describe an approach that enables the determination of these parameters with laser localized interstrand crosslinks.

レーザーローカライズソラレン付加物の単一分子解析

The DNA Damage Response (DDR) has been extensively characterized in studies of double strand breaks (DSBs) induced by laser micro beam irradiation in live ...

遺伝学

Laser Microirradiation to Study In Vivo Cellular Responses to Simple and Complex DNA Damage

DNA damage induces specific signaling and repair responses in the cell, which is critical for protection of genome integrity. Laser microirradiation became a valuable experimental tool to investigate the DNA damage response (DDR) in vivo. It allows real-time high-resolution single-cell analysis of macromolecular dynamics in response to laser-induced damage confined to a submicrometer region in the cell nucleus. However, various laser conditions have been used without appreciation of differences in the types of damage induced. As a result, the nature of the damage is often not well characterized or controlled, causing apparent inconsistencies in the recruitment or modification profiles. We demonstrated that different irradiation conditions (i.e., different wavelengths as well as different input powers (irradiances) of a femtosecond (fs) near-infrared (NIR) laser) induced distinct DDR and repair protein assemblies. This reflects the type of DNA damage produced. This protocol describes how titration of laser input power allows induction of different amounts and complexities of DNA damage, which can easily be monitored by detection of base and crosslinking damages, differential poly (ADP-ribose) (PAR) signaling, and pathway-specific repair factor assemblies at damage sites. Once the damage conditions are determined, it is possible to investigate the effects of different damage complexity and differential damage signaling as well as depletion of upstream factor(s) on any factor of interest.

Laser Microirradiation to Study In Vivo Cellular Responses to Simple and Complex DNA Damage

The goal of this protocol is to describe how to use laser microirradiation to induce different types of DNA damage, including relatively simple strand breaks and complex damage, to study DNA damage signaling and repair factor assembly at damage sites in vivo.

生体内で単純および複雑な DNA 損傷に対する細胞応答を研究するレーザー Microirradiation

DNA damage induces specific signaling and repair responses in the cell, which is critical for protection of genome integrity. Laser microirradiation ...

Immunofluorescence Microscopy of &#947;H2AX and 53BP1 for Analyzing the Formation and Repair of DNA Double-strand Breaks

DNA double-strand breaks (DSB) are serious DNA lesions. Analysis of the formation and repair of DSB is relevant in a broad spectrum of research areas including genome integrity, genotoxicity, radiation biology, aging, cancer, and drug development. In response to DSB, the histone H2AX is phosphorylated at Serine 139 in a region of several megabase pairs forming discrete nuclear foci detectable by immunofluorescence microscopy. In addition, 53BP1 (p53 binding protein 1) is another important DSB-responsive protein promoting repair of DSB by nonhomologous end-joining while preventing homologous recombination. According to the specific functions of &#947;H2AX and 53BP1, the combined analysis of &#947;H2AX and 53BP1 by immunofluorescence microscopy may be a reasonable approach for a detailed analysis of DSB. This manuscript provides a step-by-step protocol supplemented with methodical notes for performing the technique. Specifically, the influence of the cell cycle on &#947;H2AX foci patterns is demonstrated in normal fibroblasts of the cell line NHDF. Further, the value of the &#947;H2AX foci as a biomarker is depicted in x-ray irradiated lymphocytes of a healthy individual. Finally, genetic instability is investigated in CD34+ cells of a patient with acute myeloid leukemia by immunofluorescence microscopy of &#947;H2AX and 53BP1.

This manuscript provides a protocol for the analysis of DNA double-strand breaks by immunofluorescence microscopy of &#947;H2AX and 53BP1.

ΓH2AX、53BP1 形成と DNA 二重鎖切断の修復を分析するための蛍光顕微鏡観察

DNA double-strand breaks (DSB) are serious DNA lesions. Analysis of the formation and repair of DSB is relevant in a broad spectrum of research areas ...

がん研究

The Application of 1% Methylene Blue Dye As a Single Technique in Breast Cancer Sentinel Node Biopsy

In this study, we injected 1% methylene blue dye (MBD) into the subareolar or peritumoral space of the breast. In the case of breast conserving surgery (BCS), a separate incision in the lower axilla hairline was made to find the sentinel nodes (SNs). In mastectomy, the SNs were identified through the same mastectomy incision. The SNs were described as blue nodes or nodes with lymphatic blue channels. An anatomical landmark in the axilla was used to facilitate SNs identification. The SNs metastases were evaluated by intraoperative frozen section analysis and histopathology examination as it is a gold standard. Here, we described the MBD as the lone technique in breast cancer sentinel node biopsy (SNB) which could be useful when radioisotope tracer or patent or isosulfan blue dye (PBD) cannot be provided.

In Indonesia, sentinel node biopsy (SNB) is not routinely performed for breast cancer surgery because of the limitation to provide radioisotope tracer and isosulfan or patent blue dye (PBD). To overcome this obstacle, we applied 1% methylene blue dye (MBD) as a single agent to map the sentinel nodes (SNs).

乳癌センチネルノード生検における単一の技術としての1%メチレン色素の応用

In this study, we injected 1% methylene blue dye (MBD) into the subareolar or peritumoral space of the breast. In the case of breast conserving surgery ...

Investigation of Protein Recruitment to DNA Lesions Using 405 Nm Laser Micro-irradiation

The DNA Damage Response (DDR) uses a plethora of proteins to detect, signal, and repair DNA lesions. Delineating this response is critical to understand genome maintenance mechanisms. Since recruitment and exchange of proteins at lesions are highly dynamic, their study requires the ability to generate DNA damage in a rapid and spatially-delimited manner. Here, we describe procedures to locally induce DNA damage in human cells using a commonly available laser-scanning confocal microscope equipped with a 405 nm laser line. Accumulation of genome maintenance factors at laser stripes can be assessed by immunofluorescence (IF) or in real-time using proteins tagged with fluorescent reporters. Using phosphorylated histone H2A.X (&#947;-H2A.X) and Replication Protein A (RPA) as markers, the method provides sufficient resolution to discriminate locally-recruited factors from those that spread on adjacent chromatin. We further provide ImageJ-based scripts to efficiently monitor the kinetics of protein relocalization at DNA damage sites. These refinements greatly simplify the study of the DDR dynamics.

Studying DNA damage repair kinetics requires a system to induce lesions at defined sub-nuclear regions. We describe a method to create localized double-stranded breaks using a laser-scanning confocal microscope equipped with a 405 nm laser and provide automated procedures to quantify the dynamics of repair factors at these lesions.

405 Nm レーザ マイクロ照射による DNA 損傷にタンパク質募集調査

The DNA Damage Response (DDR) uses a plethora of proteins to detect, signal, and repair DNA lesions. Delineating this response is critical to understand ...

Characterizing DNA Repair Processes at Transient and Long-lasting Double-strand DNA Breaks by Immunofluorescence Microscopy

The repair of double-stranded breaks (DSBs) in DNA is a highly coordinated process, necessitating the formation and resolution of multi-protein repair complexes. This process is regulated by a myriad of proteins that promote the association and disassociation of proteins to these lesions. Thanks in large part to the ability to perform functional screens of a vast library of proteins, there is a greater appreciation of the genes necessary for the double-strand DNA break repair. Often knockout or chemical inhibitor screens identify proteins involved in repair processes by using increased toxicity as a marker for a protein that is required for DSB repair. Although useful for identifying novel cellular proteins involved in maintaining genome fidelity, functional analysis requires the determination of whether the protein of interest promotes localization, formation, or resolution of repair complexes. 
The accumulation of repair proteins can be readily detected as distinct nuclear foci by immunofluorescence microscopy. Thus, association and disassociation of these proteins at sites of DNA damage can be accessed by observing these nuclear foci at representative intervals after the induction of double-strand DNA breaks. This approach can also identify mis-localized repair factor proteins, if repair defects do not simultaneously occur with incomplete delays in repair. In this scenario, long-lasting double-strand DNA breaks can be engineered by expressing a rare cutting endonuclease (e.g., I-SceI) in cells where the recognition site for the said enzyme has been integrated into the cellular genome. The resulting lesion is particularly hard to resolve as faithful repair will reintroduce the enzyme's recognition site, prompting another round of cleavage. As a result, differences in the kinetics of repair are eliminated. If repair complexes are not formed, localization has been impeded. This protocol describes the methodology necessary to identify changes in repair kinetics as well as repair protein localization.

Repair of double-strand DNA breaks is a dynamic process, requiring not only formation of repair complexes at the breaks, but also their resolution after the lesion is addressed. Here, we use immunofluorescence microscopy for transient and long-lasting double-stranded breaks as a tool to dissect this genome maintenance mechanism.

蛍光顕微鏡を用いた過渡的長期的な二本鎖 DNA 切断の DNA 修復プロセスの特性

The repair of double-stranded breaks (DSBs) in DNA is a highly coordinated process, necessitating the formation and resolution of multi-protein repair ...

Analysis of DNA Double-strand Break (DSB) Repair in Mammalian Cells

DNA double-strand breaks are the most dangerous DNA lesions that may lead to massive loss of genetic information and cell death. Cells repair DSBs using two major pathways: nonhomologous end joining (NHEJ) and homologous recombination (HR). Perturbations of NHEJ and HR are often associated with premature aging and tumorigenesis, hence it is important to have a quantitative way of measuring each DSB repair pathway. Our laboratory has developed fluorescent reporter constructs that allow sensitive and quantitative measurement of NHEJ and HR. The constructs are based on an engineered GFP gene containing recognition sites for a rare-cutting I-SceI endonuclease for induction of DSBs. The starting constructs are GFP negative as the GFP gene is inactivated by an additional exon, or by mutations. Successful repair of the I-SceI-induced breaks by NHEJ or HR restores the functional GFP gene. The number of GFP positive cells counted by flow cytometry provides quantitative measure of NHEJ or HR efficiency.

Analysis of DNA Double-strand Break DSB Repair in Mammalian Cells

This article describes GFP-based fluorescence in vivo assays that separately quantify homologous recombination and nonhomologous end joining in mammalian cells.

哺乳動物細胞におけるDNA二重鎖切断（DSB）修復の解析

DNA double-strand breaks are the most dangerous DNA lesions that may lead to massive loss of genetic information and cell death.  Cells repair DSBs using ...

生物学

Advanced Confocal Microscopy Techniques to Study Protein-protein Interactions and Kinetics at DNA Lesions

Local microirradiation with lasers represents a useful tool for studies of DNA-repair-related processes in live cells. Here, we describe a methodological approach to analyzing protein kinetics at DNA lesions over time or protein-protein interactions on locally microirradiated chromatin. We also show how to recognize individual phases of the cell cycle using the Fucci cellular system to study cell-cycle-dependent protein kinetics at DNA lesions. A methodological description of the use of two UV lasers (355 nm and 405 nm) to induce different types of DNA damage is also presented. Only the cells microirradiated by the 405-nm diode laser proceeded through mitosis normally and were devoid of cyclobutane pyrimidine dimers (CPDs). We also show how microirradiated cells can be fixed at a given time point to perform immunodetection of the endogenous proteins of interest. For the DNA repair studies, we additionally describe the use of biophysical methods including FRAP (Fluorescence Recovery After Photobleaching) and FLIM (Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy) in cells with spontaneously occurring DNA damage foci. We also show an application of FLIM-FRET (Fluorescence Resonance Energy Transfer) in experimental studies of protein-protein interactions.

Laser microirradiation is a useful tool for studies of DNA repair in living cells. A methodological approach for the use of UVA lasers to induce various DNA lesions is shown. We have optimized a method for local microirradiation that maintains the normal cell cycle; thus, irradiated cells proceed through mitosis.

タンパク質-タンパク質相互作用や DNA 損傷速度論を研究する共焦点の顕微鏡検査の技術を高度な

Local microirradiation with lasers represents a useful tool for studies of DNA-repair-related processes in live cells. Here, we describe a methodological ...

Laser Micro-Irradiation to Study DNA Recruitment During S Phase

DNA damage repair maintains the genetic integrity of cells in a highly reactive environment. Cells may accumulate various types of DNA damage due to both endogenous and exogenous sources such as metabolic activities or UV radiation. Without DNA repair, the cell's genetic code becomes compromised, undermining the structures and functions of proteins and potentially causing disease. 
Understanding the spatiotemporal dynamics of the different DNA repair pathways in various cell cycle phases is crucial in the field of DNA damage repair. Current fluorescent microscopy techniques provide great tools to measure the recruitment kinetics of different repair proteins after DNA damage induction. DNA synthesis during the S phase of the cell cycle is a peculiar point in cell fate regarding DNA repair. It provides a unique window to screen the entire genome for mistakes. At the same time, DNA synthesis errors also pose a threat to DNA integrity that is not encountered in non-dividing cells. Therefore, DNA repair processes differ significantly in S phase as compared to other phases of the cell cycle, and those differences are poorly understood. 
The following protocol describes the preparation of cell lines and the measurement of dynamics of DNA repair proteins in S phase at locally induced DNA damage sites, using a laser-scanning confocal microscope equipped with a 405 nm laser line. Tagged PCNA (with mPlum) is used as a cell cycle marker combined with an AcGFP-labeled repair protein of interest (i.e., EXO1b) to measure the DNA damage recruitment in S phase.

This protocol describes a non-invasive method to efficiently identify S-phase cells for downstream microscopy studies, such as measuring DNA repair protein recruitment by laser micro-irradiation.

S期におけるDNA採用を研究するレーザーマイクロ照射

DNA damage repair maintains the genetic integrity of cells in a highly reactive environment. Cells may accumulate various types of DNA damage due to both ...

Immunofluorescence Microscopy for the Analysis of DNA Double-Strand Breaks

Prepare two cytospins with mononuclear cells of the patient samples by centrifugation of 1 x 105 cells for each preparation. Fix the cells with 200 microliters of 4% PFA for 10 minutes.
After fixation, wash the cells gently three times with 30 milliliters of PBS for five minutes each on a shaker. Then, permeabilize the cells with 200 microliters of 0.1% Octoxinol-9 for 10 minutes. Wash the cells gently three times with 30 milliliters of 5% blocking solution for five minutes each on a lab shaker. Block the cells in 30 milliliters of fresh 5% blocking solution for one hour.
The fixation and permeabilization of the cells with 4% paraformaldehyde and 0.1% Octoxinol-9 preserved the gamma H2AX and 53BP1 foci distinctly.
Incubate one preparation of the cells with a mouse monoclonal anti-gamma H2AX antibody and the other preparation of the cells with a mouse monoclonal anti-gamma H2AX antibody and a polyclonal rabbit anti-53BP1 antibody overnight at 4 degrees Celsius.
The use of proven anti-gamma H2AX and anti-53BP1 antibodies is highly recommended.
After incubation, wash the cells gently three times with 30 milliliters of 2% blocking solution for each five minutes on a lab shaker.
Next, incubate the first preparation of the cells with an Alexa488-conjugated goat anti-mouse secondary antibody diluted 1 in 500 in 2% blocking solution. Incubate the second preparation of the cells with an Alexa488-conjugated goat anti-mouse secondary antibody and an Alexa555-conjugated donkey anti-rabbit secondary antibody diluted 1 in 500 in 2% blocking solution.
Wash the cells gently three times with 30 milliliters of PBS on a laboratory shaker. Remove the PBS and mount the cells with mounting medium. Cautiously, put a coverslip on top of the mounting medium, so that no air bubbles are embedded. Wait at least three hours for the mounting medium to harden before analyzing the cells by fluorescence microscopy.
Finally, analyze the gamma H2AX and 53BP1 foci in the cell nuclei with a fluorescence microscope equipped with filters for DAPI, Alexa488, and Cy3 during imaging at a 100x objective magnification.

マイクロレーザーの単一の試験と哺乳類細胞における二重鎖切断修復のためのアプリケーション

要約

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レーザーローカライズソラレン付加物の単一分子解析

生体内で単純および複雑な DNA 損傷に対する細胞応答を研究するレーザー Microirradiation

ΓH2AX、53BP1 形成と DNA 二重鎖切断の修復を分析するための蛍光顕微鏡観察

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405 Nm レーザマイクロ照射による DNA 損傷にタンパク質募集調査

蛍光顕微鏡を用いた過渡的長期的な二本鎖 DNA 切断の DNA 修復プロセスの特性

哺乳動物細胞におけるDNA二重鎖切断（DSB）修復の解析

タンパク質-タンパク質相互作用や DNA 損傷速度論を研究する共焦点の顕微鏡検査の技術を高度な

S期におけるDNA採用を研究するレーザーマイクロ照射

DNA二本鎖切断の分析のための免疫蛍光顕微鏡

マイクロ レーザーの単一の試験と哺乳類細胞における二重鎖切断修復のためのアプリケーション

要約

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生体内で単純および複雑な DNA 損傷に対する細胞応答を研究するレーザー Microirradiation

ΓH2AX、53BP1 形成と DNA 二重鎖切断の修復を分析するための蛍光顕微鏡観察

乳癌センチネルノード生検における単一の技術としての1%メチレン色素の応用

405 Nm レーザ マイクロ照射による DNA 損傷にタンパク質募集調査

蛍光顕微鏡を用いた過渡的長期的な二本鎖 DNA 切断の DNA 修復プロセスの特性

哺乳動物細胞におけるDNA二重鎖切断（DSB）修復の解析

タンパク質-タンパク質相互作用や DNA 損傷速度論を研究する共焦点の顕微鏡検査の技術を高度な

S期におけるDNA採用を研究するレーザーマイクロ照射

DNA二本鎖切断の分析のための免疫蛍光顕微鏡

マイクロレーザーの単一の試験と哺乳類細胞における二重鎖切断修復のためのアプリケーション

405 Nm レーザマイクロ照射による DNA 損傷にタンパク質募集調査