図 2と図 4で FDAAs の贈り物ありがとうマイケル ・ VanNieuwenhze (インディアナ大学)。この原稿の準備の間のフィードバックのためのブラウンの実験室のメンバーに感謝いたします。A. 根頭がんしゅ病菌の細胞増殖と分裂にブラウンの実験室の研究は、国立科学財団 (IOS1557806) によってサポートされます。

1. A. 根頭がんしゅ病菌系統の成長
<ol><li>
A. 根頭がんしゅ病菌菌株を培養
	<ol>
<li>滅菌木製スティックまたはピペットの先端を使用すると、必要なひずみの単一コロニー ATGN 成長媒体 (レシピの材料リスト参照) の 1 mL を接種します。 注: A. 根頭がんしゅ病菌の枯渇株、ATGN に 1 mM IPTG 重要な蛋白質の生合成を維持するために誘導因子としてします。</li>
		<li>225 rpm で振とうしながら 28 ° c ATGN で一晩A. 根頭がんしゅ病菌系統を成長します。</li>
		<li>600 セルの光学密度を測定 nm (外径600) 分光光度計を使用しています。外径600に細胞培養を希釈 = ~0.2、外径 φ600まで成長し続ける = ~0.6 に達する。枯渇の緊張のため外径 φ600まで誘導成長し続ける = ~0.6 に達する。</li>
		<li>外径600 A. 根頭がんしゅ病菌の野生型と変異体の系統を使用してターゲット固有の染色や微速度顕微鏡観察 (セクション 2 および 3.1 参照) の ~0.6 を =。枯渇株をウォッシュ アウト インデューサ (セクション 1.2 を参照)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
A. 根頭がんしゅ病菌タンパク質枯渇系統の特性評価用インデューサの除去
	<ol>
<li>指数文化の 1 mL にペレット (外径600 = ~0.4-0.6) 室温でデスクトップ、遠心分離機で 5 分 7,000 × g で遠心分離によって。</li>
		<li>洗浄し、上清を除去し新鮮なメディアの誘導なしでペレットを再懸濁し、(1.2.1) 上記のようにセルをペレットします。新鮮なメディアで 3 回の合計セルを洗浄してください。</li>
		<li>新鮮なメディアで最終的なペレットを再懸濁します、外径600細胞を集中 = ターゲット特定の染料 (セクション 2 および図 4 bD) または (セクション 3.2 と図 4 a) 微速度顕微鏡観察と即時の汚損のための ~0.8.また、成長しているメディアの染色と細胞のイメージングの前に誘導なし細胞でに時間の必要な量のセルを使い果たす前。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. ターゲット固有A. 根頭がんしゅ病菌の細胞の染色
<ol><li>
蛍光の d-アミノ酸酸細胞壁のラベリング 注: FDAAs は、 A. 根頭がんしゅ病菌ペプチドグリカンに容易に組み込まれている、非毒性の蛍光の d-アミノ酸酸です。この単純なラベリング手順は生きているセル6のパターニング成長をプローブします。4 FDAAs の合成のためのプロトコルは、使用可能な38です。<ol>
<li>指数文化を 500 μ l 添加ペレット (外径600 = ~0.4-0.6) デスクトップ、遠心分離機で 5 分 7,000 × g で遠心分離によって。新鮮なメディアの 100 μ L の細胞ペレットを再懸濁します。</li>
		<li>5 mM に FDAA 洗浄し細胞を集中して、暗闇の中で 2 分間インキュベートの 5 μ L を追加します。 注意: 制限 FDAA ライトへの露出。潜伏の時は、株の成長率によって異なります。通常、インキュベーション時間は 2 倍時間6の 5-10% をする必要があります。</li>
		<li>遠心分離によって細胞をペレットし、3 回リン酸緩衝生理食塩水 (PBS) 細胞ペレットを洗浄します。</li>
		<li>〜 50 μ L の PBS でペレットを再懸濁します。 注: 再懸濁用 PBS のボリュームは、ペレット サイズに基づいて異なる場合があります。</li>
		<li>0.8-1 適用 agarose パッドと落射蛍光顕微鏡すぐに (を参照してくださいセクション 3.1 と 3.2) を使用してイメージするセルの μ L。<ol>
<li>冷たい 70% エタノールとセルを固定することによってさらにラベル定款または、停止します。冷たい 70% エタノール 1 mL の細胞ペレットを再懸濁し、氷で 15 分間インキュベートします。</li>
			<li>遠心分離によって細胞を収集し、後でイメージングのため PBS の小さなボリュームで再懸濁します。48 時間以内に 4 ° C およびイメージで細胞を懸濁液を格納します。</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
DNA 染色 DAPI やオレンジ色の汚れ 注: DNA を観察する構造、細胞は DAPI またはオレンジ (死んだ細胞染色) が付いています。オレンジは側の透過物、古典的な「死んだ細胞染色」として記述されているがあると生きている細胞の DNA10をイメージングを有効にする、細菌の細胞の成長には影響しません。A. 根頭がんしゅ病菌のオレンジ ラベル作品は生きている細胞でよく、微速度顕微鏡観察 (図 3) に適しています。対照的に、DAPI 染色性細胞イメージングに必要な紫外線の (紫外線) 光の露出は光毒性 (図 3)、したがって DAPI 染色即時イメージングまたは固定セルを汚すのための生きた細胞を染色に最も適しています。<ol>
<li>DAPI は細胞の染色<ol>
<li>指数文化の 1 mL にペレット (外径600 = ~0.4-0.6) デスクトップ、遠心分離機で 5 分 7,000 × g で遠心分離によって。</li>
			<li>必要に応じて前の染色にセルを修正する 70% 冷たいエタノール 1 mL に再細胞ペレット懸を濁します。10-15 分 2.2.1.1 記載として遠心分離によって細胞収集のため氷の上を孵化させなさい。</li>
			<li>DAPI 原液 (1 mg/mL; 参照材料表) の 1 μ L を含む PBS の 1 mL の細胞ペレットを再懸濁します。ピペットで穏やかに混合し、暗闇の中で 5 分間インキュベートします。</li>
			<li>5 分間 7,000 × g で遠心分離によって細胞をペレットし、過剰な DAPI を削除する PBS の 1 mL で再懸濁します。セルを洗浄してさらに 2 回、50 μ L の PBS またはメディアにペレットを再懸濁します。</li>
			<li>0.8-1 適用 agarose パッドとすぐに落射蛍光顕微鏡を用いた画像のセルの μ L。3.1 と 3.2 のセクションを参照してください。 注: このプロトコルは染色体のダイナミクス (図 3) を観察する微速度顕微鏡観察に最適ではありません。オレンジ染色 (2.2.2 を参照) の代替として使用してください。</li>
		</ol>
</li>
		<li>生きているセルのオレンジ色染色</li>
		<li>指数文化の 1 mL にペレット (外径600 = ~0.4-0.6) デスクトップ、遠心分離機で 5 分 7,000 × g で遠心分離によって。1 mL のオレンジ原液 1 μ L を含む PBS で細胞ペレットを再懸濁します (マテリアル リストを参照してください)。ピペットで穏やかに混合し、暗闇の中で 5 分間インキュベートします。</li>
		<li>遠心分離によって細胞をペレットし、過剰なオレンジを削除する PBS の 1 mL で再懸濁します。セルを洗浄してさらに 2 回、50 μ L の PBS でペレットを再懸濁します。</li>
		<li>0.8-1 適用 agarose パッドとすぐに落射蛍光顕微鏡を用いた画像のセルの μ L。3.1 と 3.2 のセクションを参照してください。 注: このプロトコルは生きているセルでうまく動作し、染色体のダイナミクス (図 3) を観察する微速度顕微鏡観察に適しています。すぐに画像に便利ではない、冷たい 70% エタノール (セクション 2.2.1.2 参照) でセルを修正可能性があります。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
膜のラベリング 注: 親脂性の styryl の蛍光染料 4 64 使用されています広範囲の細菌の細胞膜を観察します。多くの細菌とは対照的 4 64 標識A. 根頭がんしゅ病菌の細胞は均一に、ラベル付けはしないが頻繁ではなく「馬蹄形」のパターン14,15を展示。驚くことに、古いポールのラベルは強烈なに対し、成長極はほぼ汚れを欠いているです。したがって、4 64 はセル成長パターンとA. 根頭がんしゅ病菌における膜構造物の可視化を実現。 にします。<ol>
<li>指数段階の細胞培養の 1 mL 中 8 μ g/mL の最終的な集中に FM 4-64 を追加し、暗闇の中で 5 分間室温でインキュベートします。</li>
		<li>7,000 x g でのデスクトップ、遠心分離機で 5 分間遠心分離による標識細胞のペレットし、1 mL の PBS で細胞ペレットを再懸濁します。セルを洗浄して余分な染料を削除する 3 回の合計。</li>
		<li>PBS の小さいボリュームをすぐにイメージする agarose パッド上のスポットで細胞を再懸濁します。(セクション 3.1 と 3.2 参照) 注意: セルをすぐにでイメージして特徴的なラベリング パターンを観察する必要があります。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. A. 根頭がんしゅ病菌の細胞のイメージング
<ol><li>
アガロース パッド準備 注:図 1には、動画像 (パネル) と微速度顕微鏡観察のために準備する典型的な agarose パッドの模式図 (パネル B) が含まれています。必要に応じて通常 Agarose パッドで用意します。<ol>
<li>3.1.1 ガイドとカット、22 mm × 22 mm 角研究室のフィルム エッジの周りのメスを実行して (材料のリストを参照してください) として観察を使用してください。</li>
		<li>2 ~ 5 を残して研究所フィルムの中心の正方形をカット mm 罫線 agarose パッド用ガスケットとして使用します。中央の切り欠きを破棄します。</li>
		<li>ガラス スライド (75 mm × 25 mm) (材料のリストを参照)、アンモニア、アルコール フリーのクリーナーできれいにフィルムのガスケットを配置熱ガラス (図 1 aの上部のイメージ) にフィルムが溶けて少しまでとします。検査フィルムを溶かす、70 ° c の熱ブロック セットの端を使用して、または炎の上を軽く溶かします。</li>
		<li>~0.075 g アガロースを混合することによってアガロース溶液を準備 (材料のリストを参照) を 5 mL の小さなフラスコ内のメディア。熱ソリューション ミックス agarose を溶解するまで、ソリューションを定期的な旋回と電子レンジでは明らかです。55-70 ° C でアガロース溶液を維持し、48 時間以内複数 agarose パッドの建設のため使用します。</li>
		<li>ガスケットの中心に 1.2 〜 1.5% の agarose を含むピペット メディア。 注: メディアのボリュームは 50-60 μ L ですがガスケットのサイズによって異なります。冷たいスライドにメディアがあまりにも速く固まるアガロースを引き起こす可能性が追加すると、このようにスライドに保管されるべき暖かい表面。ヒート ブロックのエッジを設定する 70 ° C の作品も。水アガロースまたはリン酸緩衝生理食塩水 (PBS) などのバッファーに格納された agarose のソリューションは、継続的な細胞増殖が必要ではないアプリケーションのアガロースを含むメディアの代わりに使用できます。インデューサ枯渇系統をイメージングすることができます提示またはメディアには存在しません。インデューサの不在は枯渇の表現型を明らかにするのに対し、インデューサの存在をコントロールとして使用できます。</li>
		<li>場所ガスケット上 coverslip agarose を均等に分散します。</li>
		<li>アガロース パッドや細胞懸濁液の表面に適用されたときのプールでしわだらけの表面になるので、回避がオーバードライ agarose パッドの ~ 2 分を固めるにクールなレベルの表面にスライドを配置します。</li>
		<li>アガロース パッド coverslip を慎重にスライドさせます。 注意: この手順を急いでしないでください。アガロース パッドは簡単に引き裂くことができるし、不均一な agarose パッド イメージングを困難にすることができます。</li>
		<li>許可空気に agarose パッドに 1-2 分乾燥室温でパッドの表面の乾燥を待ちます。メスを使用すると、空気のポケット (中央の画像、図 1 a); を作成する agarose の小さなストリップを削除します。空気のポケットは、〜 2 × 7-10 mm とA. 根頭がんしゅ病菌細胞エアポケット (図 1) に近い最高の成長する傾向があります。 注: 固定セルのまたは成長の監視されていない条件下ではイメージング、空気のポケットの必要はありません。</li>
		<li>スポット 0.8 1 アガロース パッドと新しい coverslip カバー上のセルの μ L。Coverslip をアガロース タッチパッドの表面細胞に分散する agarose のパッドの上にそっと置きます。</li>
		<li>溶かされた VALAP を使用してカバーガラスのエッジをシール (レシピの材料表を参照してください。図 1 a下の画像)。すべてのエッジや、カバーガラスのコーナーに沿ってシール可能性イメージ投射の間の細胞の漂流につながる agarose のパッドの乾燥します。注: coverslip のシーリングは、長期のタイムラプス イメージング用のみ必要です。</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56497/56497fig1.jpg"> 図 1: Agarose パッド準備します。(A) agarose パッドの準備のプロトコルのシーケンスをイメージします。画像 1 は、実験映画のガスケットでスライドです。画像 2 でアガロース パッドと空気のポケットを視覚化します。最後に、画像 3 は、coverglass の下のセルに完全な agarose パッドを示し、VALAP で密封します。微速度顕微鏡観察用アガロース パッドの (B) の回路図を提供しています。アガロース パッドの特長は、回路図にラベル付けされます。(C) 空気のポケットは、アガロース パッドにA. 根頭がんしゅ病菌の生育を推進しました。20 時間 agarose パッド上に成長した野生型A. 根頭がんしゅ病菌細胞の画像が表示されます。画像は、空気のポケットからはますます遠い位置で撮影されました。上の各画像のイメージの最も近い端から空気のポケットまでの距離が表示されます。スケール バー = 10 μ m.<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56497/56497fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<ol start="2"><li>
イメージング 注: 微分干渉コントラスト、位相コントラストや落射蛍光イメージング ハードウェア ベースのオート フォーカス、自動ステージ、標準フィルター、LED 光源、60 X オイルの液浸を搭載した倒立顕微鏡を実行です。位相コントラストまたは差動干渉の対照 (DIC) の目的 (1.4 NA) と 1 K 電子乗算電荷結合素子 (EMCCD) カメラです。顕微鏡は、恒温室内に置くべき。また、暖かいステージまたは商工会議所は、イメージング中に一貫した温度を維持するために使用できます。<ol>
<li>落射蛍光顕微鏡 注: 生細胞の蛍光イメージングのため必要があるイメージの買収の数を制限し、退色、光毒性を最小限に抑えるための露出時間を最適化するには各色素のイメージングは、十分な蛍光検出を提供していますが、退色または光毒性につながるしない最適な露出時間を見つけることをお勧めします。図 2-4、200 ms の露光時間はすべての蛍光画像に使用されていました。時間経過のシーケンスは、図 3に示すように、画像は 3 時間 10 分毎に買収されました。<ol>
<li>目的目標にイマージョン オイルを置き、スライド ホルダーに逆スライドをステージに配置します。フォーカシングのノブを使用すると、セルにフォーカスをもたらします。</li>
			<li>段階 (または DIC) 画像と必要な蛍光フィルターを取得します。 注:図 2図 3、および図 4で使用される汚れの最大励起と放射の波長は次のとおり: 羽田 (405/460)、灘 (450/555)、多田 (555/570) 4-64 (515/640)、DAPI (360/460)、オレンジ (547/570)。</li>
		</ol>
</li>
		<li>微速度顕微鏡観察 注: 微速度顕微鏡観察時に次の機能がコンピューター制御: x、y、および z の位置、シャッター、および蛍光フィルター。ハードウェア ベースのオート フォーカス システムは、タイムラプス イメージング中にフォーカスを維持するために最適です。また、ソフトウェアによるオート フォーカス ループを使用できます。<ol>
<li>目的目標にイマージョン オイルを置き、スライド ホルダーに逆スライドをステージに配置します。フォーカシングのノブを使用すると、セルにフォーカスをもたらします。</li>
			<li>必要に応じて: 取得複数の (x, y) 位置。ランダムに agarose パッドの空気のポケット近くに細胞の 10 個のフィールドを選択します。</li>
			<li>適切な時間間隔で位相または DIC のイメージに時間のシーケンス取得を設置しました。 注:図 4に示す時間経過のシーケンス、DIC 画像は 30 ms 露出 14 時間 10 分毎に買収されました。微速度顕微鏡観察における蛍光イメージングを使用している場合は、退色と光毒性を最小限に取得間隔と露出時間を調整します。</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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このプロトコルには、一連a. 根頭がんしゅ病菌野生型、変異体、および枯渇系統の調査のためのプロシージャにはが含まれています。それはすべてのプロトコル セクションに記載されている手順が成長媒体、温度、および成長率を考慮して追加の変更とその他の細菌の緊張のために容易に適応することができますは注目に値するです。
ターゲット固有の染料の使?...

細菌の細胞周期の進行には、膜と細胞壁の生合成、DNA 複製と分離、細胞分裂など多くのプロセスの調整が必要です。細菌の細胞生物学の複雑さを完全に理解するには、これらの重要なイベントを研究する必要があります。しかし、これはこれらの経路の主要なコンポーネントは、突然変異誘発時にセル実行可能性が侵害されたので以外の些細なタスクであります。ターゲット固有の染料と相まって落射蛍光顕微鏡は、野生型と変異細菌株のこれらの重要なプロセスを調査する強力なアプローチです。
ペプチドグリカン固有染料など蛍光抗生物質 (バンコマイシン フロリダ州、bocillin FL) 蛍光 d アミノの酸 (たとえば、7-hydroxycoumarin-3-カルボン酸-3-アミノ-d-アラニン、波田; 4-chloro-7-nitrobenzofurazan-3-amino-d-アラニン、灘。tetramethylrhodamine-3-アミノ-d-アラニン;多田)。グラム陽性菌のペプチドグリカン生合成のサイトを調査する抗生物質類縁体蛍光の致死濃度の使用はペプチドグリカン挿入パターン1,2を明らかにするための効果的な戦略をされています。 3,4。外膜は一般的に蛍光を使用できないように関門を提供します蛍光バンコマイシンのラベリングは、固定のグラム陰性細菌5の挿入パターン、ペプチドグリカンに洞察力を得るために使用されています、一方生細胞におけるペプチドグリカン生合成用プローブとしての抗生物質。対照的に、蛍光 d アミノの酸または双直交官能と d-アミノ酸の短いパルスは共有生活細菌細胞6、7の広い範囲で最近のペプチドグリカンの挿入の領域をラベルします。合成 d-アミノ酸と観察されているペプチドグリカン挿入のパターンは、点状、中隔 (大腸菌と枯草) 極と中隔 (アグロバクテリウムとリステリア菌)、中隔のみ (黄色ブドウ球菌)、および根尖 (放線菌 venezuelae)6,7。これらの観察は、細菌が細胞壁の生合成の多様なパターンを示すことと成長パターンを検査するためのプローブとして合成 d-アミノ酸の利用は多くの細菌で貴重な戦略を示します。
細菌の染色体にラベルを付ける染料は、デオキシリボ核酸 (DNA) 特定のマイナーな溝バインダー (4, 6-diamidino-2-phenylindole;DAPI) と親和性の高いシアニン色素 (緑とオレンジ; 材料のリストを参照してください)。生きているセルの DAPI 染色、細菌生存率9を示すために使用されます環境試料8から細菌の列挙に役立ちます DAPI 染色固定セルの。対照的に、シアニン色素膜非透過性の「死んだ」細胞の非実行可能なセル9を列挙する汚れとオレンジと緑が頻繁に記述されているようです。驚くことに、これらの試薬はセル成長の間に細菌の核様体の形態を調査する際、DAPI、オレンジと緑すべてあることを示した膜側の透過物、生きているセル10のラベル付けが可能。住んでいる大腸菌の細胞、細胞質から自動蛍光によるびまん性表示され DAPI は DNA の染色、紫外線 (UV) の DAPI 染色性細胞の反復暴露は核構造10を摂動します。染色の大腸菌や枯草オレンジと明らかにこの色素が膜側の透過物です、染色体分配10 や DNA の複製、細胞の増殖に影響を与えることがなく生きている細胞内の DNA に結合する長期的な蛍光を提供します.これらの観察は、DNA のシアニン色素を多くの細菌の細胞の成長中に核様体の形態を監視する使用ことができることをお勧めします。
Phospholipid-specific stryl N-(3-triethylammoniumpropyl)-4-(6-(4-(diethylamino) フェニルなど染料) hexatrienyl) ピリジニウム臭化 (4-64; 材料リストを参照) は陽イオン性化合物、負荷電に優先的に関連付けるリン脂質カルジオリピンおよびホスファチジルグリセロール11など。4 64 を使用して別の細菌の膜をラベルするときは、明確なパターンが観察されます。大腸菌4-64 極、外側壁に沿ってバンドの濃縮し、後半の pre-divisional の部門サイト細胞12。枯草菌、4-64 の分類、脂質スパイラル13の可視化が可能です。アグロバクテリウムで 4 64 外膜をラベルし、成長ポールが14,15をラベリングを欠いている、特徴的な「馬蹄形」パターンで観察する.これらの観察は、これらの細菌が細胞の非対称性に寄与する脂質ドメインの存在による異種の脂質分布を示すことを示します。びまん性ラベリングの存在など 4 64 ラベリング パターンの変化、鉱物または小胞、陥入、または膜収縮が有益であろう分布または脂質の生合成に影響を与える突然変異体を特徴付けること。
細胞を染色、を超えて、不可欠なプロセスに参加しているタンパク質の機能を決定することは必要です。削除必須遺伝子と表現型の結果を研究することが可能ではないために、重要なタンパク質の解析は技術的に挑戦的です。したがって、タンパク質を破壊する方法が浮上しています。たとえば、そのネイティブのプロモーターではなく誘導性プロモーターの制御下に必須な遺伝子を置くことができます。誘導性プロモーターなどの小さな分子に敏感であります。16イソプロピル β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG)17,18,19,20,21, アラビノース22、バニリン酸17,23, 亜鉛します。キシロース23、従ってターゲット遺伝子のトランスクリプションを停止するためにおよび興味の蛋白質がなくなると、誘導が削除されたとき。興味の本質的な蛋白質を破壊のための代替アプローチは、CRISPR 干渉25,26 標的遺伝子の転写を阻害する低分子と RNA の相互作用を用いる合成 riboswitches24を含んでいます。ブロックの転写標的遺伝子と化学肥料プロテアーゼによる分解の標的タンパク質をペプチド タグを使用する誘導タンパク分解27,28に。したがって、タンパク質枯渇中に時間の経過とともに細胞の顕微鏡像は、特性評価のための強力なアプローチ、枯渇系統は、細胞生存率を失う前に特性の短時間だけを提供します。確かに、生きている細菌の細胞の顕微鏡観察は、区画29分泌、細胞形状維持のメカニズムを含む基本的な生物学的プロセスへの洞察を得るために研究者を可能にしました。
A. 根頭がんしゅ病菌細菌植物病原体30は、自然遺伝エンジニア31,32。したがって、機構、病原性に関連する宿主-病原体相互作用33,34,35など分泌36、ホスト変換30,31, 37広く検討されています。A. 根頭がんしゅ病菌による病気を防ぐため、植物形質転換を高める戦略を設計するには、 A. 根頭がんしゅ病菌の生存に不可欠なプロセスをよりよく理解する必要があります。ターゲット固有の染料を使用し、最近A. 根頭がんしゅ病菌18タンパク質枯渇戦略の不可欠なプロセスを調査するための手段を提供します。
ここでは、 A. 根頭がんしゅ病菌の野生型、変異体、および蛋白質の枯渇系統の顕微解析のための詳しいプロトコルが提供されます。最初の 2 つのプロトコルはセルを準備し、ターゲット固有の染料でそれらにラベルを付ける方法を説明します。第 3 のプロトコルでは、細菌の細胞 (図 2, , 図 3図 4) をイメージングとアガロース パッド (図 1) を準備するためのステップバイ ステップの指示を提供します。これらのプロトコルは、別のメディア条件、成長率、酸素の要件、および細胞構造を考慮して追加適応を持つ他の細菌に適した可能性があります。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bacterial Strains</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>33970</td>
			<td>Watson B, Currier TC, Gordon MP, Chilton MD, Nester EW. 1975. Plasmid required for virulence of Agrobacterium tumefaciens. J Bacteriol 123:255-264.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58&#916;tetRA::mini-Tn7T-GM-Ptac-ctrA &#916;ctrA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Figueroa-Cuilan W, Daniel JJ, Howell M, Sulaiman A, Brown PJB. 2016. Mini-Tn7 insertion in an artificial attTn7 site enables depeltion of the essentail master regulator CtrA in the phytopathogen Agrobacterium tumefaciens. Appl Environ Microbiol. 82:5015-5025.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Media Components</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATGN Minimal Medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>To 1 L of sterilized water add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose. For plates, add 15 g Bacto Agar to 1 L of water and autoclave. Cool to 55 &#176;C and add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 214 g/L KH2PO4 to water and adjust pH to 7.0 with sodium hydroxide. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>P288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Salts</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 40 g/L (NH4)2SO4, 3.2 g/L MgSO4&#8226;7H2O, 0.2 g/L CaCl2&#8226;2H2O, and 0.024 g/L MnSO4&#8226;H2O to water. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(NH4)2SO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>A701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2&#8226;2H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnSO4&#8226;H2O</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>M114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>D16</td>
			<td>Prepare 40% stock in water. Filter sterilize.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Agar</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP1423</td>
			<td>Add 15 g to 1 L of water when preparing plates.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optional Media Additives</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kanamycin</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>K-120</td>
			<td>Prepare as a 100 mg/ml stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 200 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IPTG</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>I2481C5</td>
			<td>Prepare as a 1 M stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 1 mM as needed for induction.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550D</td>
			<td>25 X 75 X 1.0 mm. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Cover Glass</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-541-B</td>
			<td>22 X 22 mm. No. 1.5. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparkle Glass Cleaner</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>203261385</td>
			<td>Ammonia and alcohol free.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra Pure Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16500-100</td>
			<td>Add to water, PBS, or media to a final concentration of 1 - 1.5%. Melt in microwave and place on 70 C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP399500</td>
			<td>10X solution to be diluted to 1X with sterile water.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-999</td>
			<td>Laboratory film used as gasket in agarose pad preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VALAP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add equal weights of lanolin, parafin wax, and petroleum jelly to a conical tube. Heat tube in 70 &#176;C dry, bead or water bath to melt and mix. Apply VALAP while still molten.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lanolin Butter</td>
			<td>SAAQIN</td>
			<td>SQ-LAB-R1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petroleum Jelly</td>
			<td>Target Corp.</td>
			<td>06-17644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Wax</td>
			<td>Crafty Candles</td>
			<td>263012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Target-specific dyes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP231-1</td>
			<td>Use to dilute stock solutions of dyes as needed.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FDAAs (NADA, HADA,TADA)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FDAAs can be synthesized or acquired through agreement with Mike VanNieuwenhze (Indiana University). Prepare 100 mM stock solution in DMSO. Use at a final concentration of 5 mM.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>62247</td>
			<td>Prepare 1 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 1 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTOX Orange Nucleic Acid Stain</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>S11368</td>
			<td>Stock concentration is 5 mM in DMSO. Use at final concentration of 5 &#181;M.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FM4-64</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T3166</td>
			<td>Prepare 8 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 8 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry bath</td>
			<td>Sheldon Manufacturing, Inc.</td>
			<td>52120-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metallic thermal beads</td>
			<td>Lab Armor</td>
			<td>42370-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence microscope equipped with an EMCDD camera</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Nikon Eclipse TiE equipped with a QImaging Rolera em-c2 1K electron-multiplying charge-coupled-device (EMCCD) camera is used in this work.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live cell fluorescence microscopy to observe essential processes during microbial cell growth

DNA 複製と分離、タンパク質合成、細胞壁の生合成と細胞分裂などのコア細胞プロセスは、細菌の生存に不可欠なタンパク質の機能に依存します。ターゲット固有の染料のシリーズよりプローブがこれらのプロセスを理解するように使用できます。膜構造の観察、脂質マイクロ ドメインの可視化および膜鉱物の検出を有効脂溶性染料で染色します。蛍光 d-アミノ酸酸ペプチドグリカン生合成のサイトを調査する (FDAAs) の使用は、細胞壁や細胞成長パターンの作成の潜在的な欠陥を示すことができます。最後に、核酸の汚れは、DNA の複製または染色体の分離の可能な欠陥を指定できます。シアニン DNA は、細胞ラベルの汚れ、微速度顕微鏡観察細胞増殖時核様体の形態のリアルタイム観測を有効にするために適しています。セルの分類のためのプロトコルは、膜構造、細胞壁の生合成、または染色体の欠陥を識別するために蛋白質の枯渇変異に適用できます。さらに、微速度顕微鏡観察は重要な蛋白質が削除され、タンパク質の機能に追加の洞察力を提供することができる形態学的変化の監視に使用できます。たとえば、重要な細胞分裂蛋白質の枯渇結果を細線または分岐、細胞成長タンパク質の枯渇が短いまたは円形になる細胞を引き起こす可能性があります一方。ここでは、細胞の成長、ターゲット固有のラベリングおよび微速度顕微鏡観察のためのプロトコルは、細菌植物病原菌アグロバクテリウムを提供しています。一緒に、ターゲット固有の染料と微速度顕微鏡観察に不可欠なプロセスの特性を有効にA. 根頭がんしゅ病菌。最後に、他の細菌に不可欠なプロセスを調査する提供するプロトコルを容易に変更できます。

ターゲット固有の野生型のラベル付けA. 根頭がんしゅ病菌の細胞 その細胞の形態を説明するためには、洗浄の手順または (蛍光塗料を希釈するもの) 1 %dmso による治療によっては影響されません、セルでセルを洗浄後文化 (図 2 a、一番左のパネル) から直接イメージしました1.2 (図 2 a<...

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Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

細菌の本質的なプロセスの機能を理解することは困難です。ターゲット固有の染料を蛍光顕微鏡は、微生物細胞の成長そして細胞周期の進行に重要な洞察を提供できます。ここでは、アグロバクテリウムは不可欠なプロセスの特性評価のための生きているセルイメージ投射のための方法を強調するモデル菌として使用されます。

微生物細胞の成長に不可欠なプロセスを遵守する細胞蛍光顕微鏡をライブします。

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of ...

live-cell-fluorescence-microscopy-to-observe-essential-processes

Research

JoVE Journal

Biology

15.6K ビュー.  University of Missouri. 細菌の本質的なプロセスの機能を理解することは困難です。ターゲット固有の染料を蛍光顕微鏡は、微生物細胞の成長そして細胞周期の進行に重要な洞察を提供できます。ここでは、アグロバクテリウムは不可欠なプロセスの特性評価のための生きているセルイメージ投射のための方法を強調するモデル菌として使用されます。

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Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique advantage of FSM is its ability to capture the movement and turnover kinetics (assembly/disassembly) of the F-actin network within living cells. This technique is particularly useful in deriving quantitative measurements of F-actin dynamics when paired with computer vision software (qFSM).  We describe  the selection, microinjection and visualization of fluorescent actin probes in living cells. Importantly, similar procedures are applicable to visualizing other macomolecular assemblies. FSM has been demonstrated for microtubules, intermediate filaments, and adhesion complexes.  

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy FSM

Selection, microinjection, and imaging of fluorescently-labeled F-actin via fluorescent speckle microscopy (FSM).

蛍光を経由してF -アクチンダイナミクスの生細胞イメージングでは、顕微鏡のスペックル（FSM）

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique ...

生物学

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and cellular content. Hallmark events of mitosis, such as chromosome movement, can be readily tracked on an individual cell basis using time-lapse fluorescence microscopy of mammalian cell lines expressing specific GFP-tagged proteins. In combination with RNAi-based depletion, this can be a powerful method for pinpointing the stage(s) of mitosis where defects occur after levels of a particular protein have been lowered. In this protocol, we present a basic method for assessing the effect of depleting a potential mitotic regulatory protein on the timing of mitosis. Cells are transfected with siRNA, placed in a stage-top incubation chamber, and imaged using an automated fluorescence microscope. We describe how to use software to set up a time-lapse experiment, how to process the image sequences to make either still-image montages or movies, and how to quantify and analyze the timing of mitotic stages using a cell-line expressing mCherry-tagged histone H2B. Finally, we discuss important considerations for designing a time-lapse experiment. This strategy is complementary to other approaches and offers the advantages of 1) sensitivity to changes in kinetics that might not be observed when looking at cells as a population and 2) analysis of mitosis without the need to synchronize the cell cycle using drug treatments. The visual information from such imaging experiments not only allows the sub-stages of mitosis to be assessed, but can also provide unexpected insight that would not be apparent from cell cycle analysis by FACS.

Here we describe a basic protocol to image and quantify the mitotic timing of live mammalian tissue culture cells after siRNA transfection.

siRNAトランスフェクション後の有糸分裂のタイムラプスイメージング

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Cell Electrofusion Visualized with Fluorescence Microscopy

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves application of short high-voltage electric pulses to cells that are in close contact. Application of short, high-voltage electric pulses causes destabilization of cell plasma membranes. Destabilized membranes are more permeable for different molecules and also prone to fusion with any neighboring destabilized membranes. Electrofusion is thus a convenient method to achieve a non-specific fusion of very different cells in vitro. In order to obtain fusion, cell membranes, destabilized by electric field, must be in a close contact to allow merging of their lipid bilayers and consequently their cytoplasm. In this video, we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method. In this method, cells are allowed to attach only slightly to the surface of the well, so that medium can be exchanged and cells still preserve their spherical shape. Fusion visualization is assessed by pre-labeling of the cytoplasm of cells with different fluorescent cell tracker dyes; half of the cells are labeled with orange CMRA and the other half with green CMFDA. Fusion yield is determined as the number of dually fluorescent cells divided with the number of all cells multiplied by two.

In this video we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method using electroporation and the subsequent detection of fused cells visualization with fluorescence microscopy.

細胞の電気融合を蛍光顕微鏡で可視化

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

生細胞におけるストア作動性カルシウムエントリの蛍光ベースの測定：培養癌細胞から骨格筋線維に

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

分裂酵母の定量的なライブセル蛍光-顕微鏡解析

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

アポトーシス細胞のクリアランスのイメージング中に生きる<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;胚

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but whose functions remain mysterious. Alongside growing attention on the role of chloroplasts in coordinating plant responses to stress, interest in stromules and their relationship to chloroplast signaling dynamics has increased in recent years, aided by advances in fluorescence microscopy and protein fluorophores that allow for rapid, accurate visualization of stromule dynamics. Here, we provide detailed protocols to assay stromule frequency in the epidermal chloroplasts of Nicotiana benthamiana, an excellent model system for investigating chloroplast stromule biology. We also provide methods for visualizing chloroplast stromules in vitro by extracting chloroplasts from leaves. Finally, we outline sampling strategies and statistical approaches to analyze differences in stromule frequencies in response to stimuli, such as environmental stress, chemical treatments, or gene silencing. Researchers can use these protocols as a starting point to develop new methods for innovative experiments to explore how and why chloroplasts make stromules.

Protocols to investigate the dynamics of chloroplast stromules, the stroma-filled tubules that extend from the surface of chloroplasts, are described.

蛍光顕微鏡でストロミュール頻度を可視化

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

蛍光生細胞顕微鏡によるミトティック・マイオシス酵母核ダイナミクスの検討

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...

Live-Cell Imaging of the Life Cycle of Bacterial Predator Bdellovibrio bacteriovorus using Time-Lapse Fluorescence Microscopy

Bdellovibrio bacteriovorus is a small gram-negative, obligate predatory bacterium that kills other gram-negative bacteria, including harmful pathogens. Therefore, it is considered a living antibiotic. To apply B. bacteriovorus as a living antibiotic, it is first necessary to understand the major stages of its complex life cycle, particularly its proliferation inside prey. So far, it has been challenging to monitor successive stages of the predatory life cycle in real-time. Presented here is a comprehensive protocol for real-time imaging of the complete life cycle of B. bacteriovorus, especially during its growth inside the host. For this purpose, a system consisting of an agarose pad is used in combination with cell-imaging dishes, in which the predatory cells can move freely beneath the agarose pad while immobilized prey cells are able to form bdelloplasts. The application of a strain producing a fluorescently tagged &#946;-subunit of DNA polymerase III further allows chromosome replication to be monitored during the reproduction phase of the B. bacteriovorus life cycle.

Live-Cell Imaging of the Life Cycle of Bacterial Predator Bdellovibrio bacteriovorus using Time-Lapse Fluorescence Microscopy

Presented here is a protocol that describes monitoring of the complete life cycle of predatory bacterium Bdellovibrio bacteriovorus using time-lapse fluorescence microscopy in combination with an agarose pad and cell-imaging dishes.

タイムラプス蛍光顕微鏡を用いた細菌プレデター ブレロビトリオバクテリオボルス のライフサイクルの生細胞イメージング

Bdellovibrio bacteriovorus is a small gram-negative, obligate predatory bacterium that kills other gram-negative bacteria, including harmful pathogens. ...

Quantitative Analysis of Aspergillus nidulans Growth Rate using Live Microscopy and Open-Source Software

It is well established that colony growth of filamentous fungi, mostly dependent on changes in hyphae/mycelia apical growth rate, is macroscopically estimated on solidified media by comparing colony size. However, to quantitatively measure the growth rate of genetically different fungal strains or strains under different environmental/growth conditions (pH, temperature, carbon and nitrogen sources, antibiotics, etc.) is challenging. Thus, the pursuit of complementary approaches to quantify growth kinetics becomes mandatory in order to better understand fungal cell growth. Furthermore, it is well-known that filamentous fungi, including Aspergillus spp., have distinct modes of growth and differentiation under sub-aerial conditions on solid media or submerged cultures. Here, we detail a quantitative microscopic method for analyzing growth kinetics of&#160;the model fungus Aspergillus nidulans, using live imaging in both submerged cultures and solid media. We capture images, analyze, and quantify growth rates of different fungal strains in a reproducible and reliable manner using an open source, free software for bio-images (e.g., Fiji), in a way that does not require any prior image analysis expertise from the user.

Quantitative Analysis of Aspergillus nidulans Growth Rate using Live Microscopy and Open-Source Software

We present a label-free live imaging protocol using transmitted light microscopy techniques to capture images, analyze and quantify growth kinetics of the filamentous fungus A. nidulans in both submerged cultures and solid media. This protocol can be used in conjunction with fluorescence microscopy.

ライブ顕微鏡とオープンソースソフトウェアを用いた アスペルギルスニデュラン の成長率の定量分析

It is well established that colony growth of filamentous fungi, mostly dependent on changes in hyphae/mycelia apical growth rate, is macroscopically ...