この作品は、ネバダ大学リノ校からスタートアップ資金、国立衛生研究所許可番号 P20 GM103650 の下の日の出にサポートされていました。

1. 動作アリーナの構築と行動の分野で光刺激を有効にするハードウェアの準備
<ol><li>光の射さない動作アリーナを構築する 66 cm3 x 61 x 89 のディメンションを持つボックスを構築 (35"L x 24" W x 26"H) 製の黒着色されたプレキシ ガラス アクリル シート (厚さ 3 mm) (材料の表を参照してください)。このようなボックスを構築する材料はローカルのハードウェア店で利用できるべきであります。動作室 (図 1A) でテーブルの上には、このボックスを配置します。</li>
	<li>白黒 USB 3.0 CCD カメラが装備 IR ロングパス 830 nm フィルターと 8 mm F1.4 C マウント レンズ マウント (材料表参照) ブラック ボックスの天井の中心に。場所 2 つの赤外線 LED ストリップ (材料表参照) テーブルの上に暗いアリーナ (図 1A) で幼虫を照らすために。</li>
	<li>LED プラットフォームを構築するには、22 cm × 22 cm の正方形アルミ板 (できれば任意の反射を除去するためにマット ブラック仕上げと塗装スプレー) を取得します。金属のカッターを使用して、プレートの中心部に CCD カメラの周りに合うように十分な大きさの穴をカットします。</li>
	<li>赤 LED ストリップ ライト (材料の表を参照) と金属板をカバーしてください。シリーズの LED 光ストリップ線をはんだ付けし、ラズベリーパイ 2B マイクロプロセッサによって制御フォトカプラー リレーにストリップ線をフィード (材料の表を参照してください) (図 1Bと2)。</li>
	<li>インストールし、ラズベリーパイ プロセッサ上フォトカプラー リレーを LED ストリップに接続する前に Ubuntu の仲間/Raspian ジェシー/Linux ベース オペレーティング システムを構成します。電源を電源 LED ストリップとフォトカプラー (図 2) を添付 (材料の表を参照してください)。CCD カメラ (図 1B) の周り LED プラットフォームをマウントします。 注: Ubuntu メイト v16.04 オペレーティング システムは自由に利用できます。Python ベースの簡単なコマンドのセットは、LED 光刺激 (構文のファイルを参照してください) のプログラム パターンに容易に適応することができます。</li>
	<li>行動の分野での様々 なポイントで均一な照度を確保します。分光計の助けを借りて、アリーナの表面で絶対放射照度を測定し、アリーナの表面全体で ~1.3 W/m2であることを決定します。 注: この強度で大幅な変更は認められなかった温度の実験の経過。10の別の研究は、~1.9 W/m2の高い照度を使用し、実験の過程で温度の変化は認められなかった。</li>
</ol>2.ショウジョウバエ幼虫の挙動解析のための準備
<ol><li>標準的なはえの食糧にハエを維持 (材料表参照) 25 ° C、相対湿度 50-60% と 12/12 h 明暗サイクルで。</li>
	<li>
CsChrimson ORNs の一組を表現するために処女の女性をUA IV CsChrimsonラインからポインタ Gal4ラインから男性にクロス (21 幼虫匂い受容体の 1 つに対応する 'X' (または) 各一意に表現される遺伝子21 対 ORNs)9,11。
	<ol>
<li>代わりに、すべて 21 幼虫 ORNs でCsChrimsonを表現するためにUAS IV CsChrimsonから処女女性クロス行男性 ('同居者' はすべて 21 ORNs で表される共受容体)及び同居 Gal4ラインから。</li>
		<li>これらの実験のコントロールとしてひとりでにUAS IV CsChrimson線を使用します。 注: ここに記載されているはえの在庫全てがブルーミントン ショウジョウバエ ストック センター (材料の表を参照してください)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
クロスで男性と女性のハエはチームメイトし、48 時間卵を産むを許可した後は、新鮮なバイアルに大人を転送します。
	<ol>
<li>卵を含む食品のバイアルの表面、ジメチルスルホキシド (DMSO) で溶解した 400 μ M すべて trans 網膜 (ATR) と蒸留水に溶解した 89 mM ショ糖を含んでいる混合物の 400 μ L を追加します。 注: ショ糖の少量は、ATR ソリューションの幼生供給を推進しています。ATR は CsChrimson 式9,10の骨折に必要な補酵素です。ATR は光に敏感です。</li>
		<li>卵を含む食品のバイアルに ATR を追加すると、さらに 72 時間暗闇の中でバイアルを孵化させなさい。 メモ: ATR 挿入による幼虫の挙動に及ぼす影響は、この研究と上記の 2 つの研究は観察していなかった間、ATR は ATR が含まれていない上記の混合物の同じ量をテスト線をかけることによって給餌の影響を制御することをお勧めします。</li>
	</ol>
</li>
	<li>はえの食糧の表面から 3 齢幼虫 (産卵後 ~ 120 h) を抽出するには、高密度 (15%) ショ糖液を使用してそれらをフローティングします。マイクロ ピペットは 1000 mL のガラス製ビーカーにショ糖液の表面に浮かんで幼虫を別、P1000 を使用します。</li>
	<li>ガラス ビーカーに 800 mL の新鮮な蒸留水たびに交換することによって幼虫の 3-4 回を洗ってください。動作分析へそれらを服従させる前に 10 分間休息する幼虫を許可します。</li>
</ol>3. 動作分析
<ol><li>(22-25 ° C) の間の一貫性のある温度を維持動作ルーム (50 と 60 %rh) 湿度。</li>
	<li>
22 cm × 22 cm の正方形のペトリ皿に溶かしたアガロース (1.5%) の 150 mL の注入によって幼虫クロール メディアを準備します。1 つのペトリ皿アッセイ実験あたり 8-10 試験の各試験に注がれています。アガロースを固めるし、ペトリ皿で 1-2 時間動作の分析でそれらを使用する前に冷却を許可します。
	<ol>
<li>準備中の 3 齢幼虫の 20 以上のシャーレ (図 1C) のセンターに移転します。そのふた付きシャーレをカバーします。CCD カメラの下で動作アリーナにペトリ皿を配置します。 注: 実験によって動作の試金は通常実施 3-5 分。指導の手がかりを提供するアッセイで、臭気物質を使用する場合は、生成される臭気グラデーションまま約 5 分の1の安定を観察されています。長時間の試金は推奨されません。これらの時間のポイント内で幼虫脱水のためまたは長期 630 nm の赤色光の暴露からの有害な効果はみられていません。</li>
	</ol>
</li>
	<li>電源 ON、850 nm 赤外 LED 光源のビデオで幼虫を視覚化します。幼虫の動きを記録する CCD カメラを起動します。</li>
	<li>ラズベリーパイ プロセッサ、プログラム赤色光刺激の適切なパターンを管理するための手順に関連付けられているソフトウェアを使用しています。 注意: Python ベースの簡単なコマンドのセットは LED 光刺激 (構文のファイルを参照してください) のプログラム パターンに容易に適応することができます。</li>
</ol>4. データ処理と解析
<ol><li>Matlab のような任意の利用可能なプログラミング ソフトウェアに各試行の記録ビデオをインポートします。</li>
	<li>時間の関数としての映画ですべての幼虫の XY 座標を取得します。追跡ソフトウェアの制限に基づいて、15-20 の 3 齢幼虫は 1 つのムービー1,8で追跡できます。 注: 適切な条件 (構文のファイルを参照してください) に合わせて簡単に適応することができます単純な Matlab コード ('Tracklarva') のセットが提供されます。このプログラムは実験ですべての試験を組み合わせた、アッセイの全体の持続期間のためのすべての幼虫の XY 座標を出力 (次のコードの構文を参照してください)。代わりに、1 つは、研究者の自由に利用できるいくつかのオープン ソースのベースのプログラムを使用できます。例えばJAABA (http://jaaba.sourceforge.net/)12。</li>
	<li>
幼虫の軌道をプロットして幼虫の歩行の分析には、XY 座標が生成を使用します。
	<ol>
<li>動作解析、シーケンス実行のターンを交互に個々 の幼虫軌跡をセグメントし、スピード、パスの曲率、針路などナビゲーション統計を使用します。</li>
		<li>実行は、前方への動きの連続的な期間として定義されます。ターンでは、連続した実行を分離します。ターンは、軌道の向き角度に変更があったときにフラグが設定された > 45 ° (構文のファイルを参照してください)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>必要に応じて長さ、実行の方向、およびその他のパラメーターを実行、実行速度の平均値を計算します。 注意: 幼虫の軌跡から '実行' と '停止' を抽出するための簡単な構文のセットは付属 (構文のファイルを参照してください)。単純な Matlab または Excel ベース関数を '長さの実行' '実行速度' の値を計算するための抽出されたデータに適用できる等。</li>
	<li>± SEM. を意味それぞれの行動指標のデータを表す</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mathew, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+diversity+among+sensory+receptors+in+a+Drosophila+olfactory+circuit.">Functional diversity among sensory receptors in a Drosophila olfactory circuit.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 2134-2143 (2013).</li><li>Ramaekers, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glomerular+maps+without+cellular+redundancy+at+successive+levels+of+the+Drosophila+larval+olfactory+circuit.">Glomerular maps without cellular redundancy at successive levels of the Drosophila larval olfactory circuit.</a> Current biology : CB. 15, 982-992 (2005).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular,+anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">Molecular, anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Current biology : CB. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Kreher, S. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+larva.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila larva.</a> Neuron. 46, 445-456 (2005).</li><li>Kreher, S. A., Mathew, D., Kim, J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translation+of+sensory+input+into+behavioral+output+via+an+olfactory+system.">Translation of sensory input into behavioral output via an olfactory system.</a> Neuron. 59, 110-124 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Monte, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+larval+olfactory+response+in+Drosophila+and+its+genetic+basis.">Characterization of the larval olfactory response in Drosophila and its genetic basis.</a> Behav Genet. 19, 267-283 (1989).</li><li>Gershow, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+airborne+cues+to+study+small+animal+navigation.">Controlling airborne cues to study small animal navigation.</a> Nature methods. 9, 290-296 (2012).</li><li>Klapoetke, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11, 338-346 (2014).</li><li>Hernandez-Nunez, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reverse-correlation+analysis+of+navigation+dynamics+in+Drosophila+larva+using+optogenetics.">Reverse-correlation analysis of navigation dynamics in Drosophila larva using optogenetics.</a> eLife. 4, (2015).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li><li>Kabra, M., Robie, A. A., Rivera-Alba, M., Branson, S., Branson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=JAABA:+interactive+machine+learning+for+automatic+annotation+of+animal+behavior.">JAABA: interactive machine learning for automatic annotation of animal behavior.</a> Nature methods. 10, 64-67 (2013).</li><li>Newquist, G., Novenschi, A., Kohler, D., Mathew, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+contributions+of+Olfactory+Receptor+Neurons+in+a+Drosophila+olfactory+circuit.">Differential contributions of Olfactory Receptor Neurons in a Drosophila olfactory circuit.</a> eNeuro. 3, (2016).</li><li>Schulze, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamical+feature+extraction+at+the+sensory+periphery+guides+chemotaxis.">Dynamical feature extraction at the sensory periphery guides chemotaxis.</a> eLife. 4, (2015).</li><li>Tastekin, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+Subesophageal+Zone+in+Sensorimotor+Control+of+Orientation+in+Drosophila+Larva.">Role of the Subesophageal Zone in Sensorimotor Control of Orientation in Drosophila Larva.</a> Current Biology. 25, 1448-1460 (2015).</li><li>Famiglietti, E. V., Kolb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+basis+for+ON-and+OFF-center+responses+in+retinal+ganglion+cells.">Structural basis for ON-and OFF-center responses in retinal ganglion cells.</a> Science. 194, 193-195 (1976).</li><li>Luo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+thermotaxis+in+Caenorhabditis+elegans+is+mediated+by+distinct+sensorimotor+strategies+driven+by+the+AFD+thermosensory+neurons.">Bidirectional thermotaxis in Caenorhabditis elegans is mediated by distinct sensorimotor strategies driven by the AFD thermosensory neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 2776-2781 (2014).</li><li>Berck, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+wiring+diagram+of+a+glomerular+olfactory+system.">The wiring diagram of a glomerular olfactory system.</a> eLife. 5, (2016).</li></ol>

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ここでは、ショウジョウバエ幼虫嗅覚ニューロンの同時光活性化への応答挙動の測定では、方法について説明しました。前に説明したトラッキング方法1,幼虫8 ORNs をアクティブに異なる臭気配信技術を使用します。ただし、これらのメソッドは、特異性または ORN 活性化の時空間パターンのいずれかを制御できません。本手法は、ORN 活性化?...

ショウジョウバエ幼虫の環境で嗅覚情報を最終的に決定する幼虫の行動1,2,3,4のみ 21 機能的に異なる ORNs、活動によって検知されます。まだ、比較的少しはこれらの 21 ORNs の活動、感覚情報がエンコードされたロジックについていいます。こうして、実験的行動に各幼虫 ORN の機能の貢献を測定する必要があります。
ショウジョウバエ幼虫 ORNs の全体のレパートリーの感覚応答プロファイル詳細1,4、5、個々 ORNs 嗅覚回路を図りするの貢献研究されていますがナビゲーションの動作は不明します。幼虫の行動研究の難しさはこれまでのところ、時空間単一 ORNs をアクティブにすることができないのために発生します。21ショウジョウバエ幼虫 ORNs の 19 を明示的にアクティブに匂いのパネルは、最近は、1だった。低濃度で、パネルの各臭気物質は、その同種 ORN からのみ生理反応を引き出します。しかし、従来の動作の試金で使用される通常より高い濃度で各臭気物質は複数 ORNs1,5,6からの生理学的な応答を引き出します。さらに、このパネルで匂いは安定した臭気グラデーション7,8の形成に依存する行動の研究の解釈を複雑にする情勢に変わった。最後に、当然のことながら発生するニオイ刺激に対する実験室の条件の下で複製することは困難であるテンポラル コンポーネントが存在します。したがって、空間的で、一時的な方法で個々 の ORNs を同時にアクティブ化中の幼虫の行動を測定できる手法を開発する重要です。
ここでは、前述の幼虫のトラッキングの利点を持つメソッド1,8の試金を示しています。Gershowらに記載されている追跡アッセイは、動作アリーナ8内の臭気の安定勾配を維持するために電子制御バルブを使用します。ただし、臭気刺激セットアップを構築に関与する複雑なエンジニア リング レベルのため、このメソッドは他の所で複製することは困難です。さらに、単一 ORNs を明示的にアクティブにする匂いを使用に関連する問題が未解決のまま。マシューらに記載されている追跡分析簡単匂いの配信システムを使用しますが、生成される臭気グラデーションはテスト臭気物質の揮発性に依存してアッセイ1の長期間にわたって安定ではないです。したがって、臭気刺激を光刺激に置き換えることによって提案手法は制御 ORN 活性化の特異性の利点があり、異なる強度の臭気勾配の形成には依存しません。
私たちのメソッドは、簡単にセットアップショウジョウバエ幼虫ナビゲーションの側面を測定する際に興味を持って研究に適した。この手法は、研究者が選択の彼らのお気に入りのシステムの neuron(s) におけるCsChrimsonの発現をドライブすることができる他のモデル システムに合わせることができます。CsChrimsonは、チャネルのロドプシンの赤いシフト バージョンです。幼虫の走光性システムには見えない波長でアクティブには。したがって、特異性、信頼性、および再現性9ニューロンの活動を操作することがられます。カスタム主題のサイズの変更を考慮してソフトウェアを書かれたを変更すると、このメソッド簡単に他の昆虫の幼虫をクロールに適応できます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:925px;" width="924">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:359px;">Video camera to capture larval movement</td>
			<td style="width:296px;"></td>
			<td style="width:208px;"></td>
			<td style="width:63px;"></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">CCD Camera&#160;</td>
			<td style="width:296px;">Edmund Optics</td>
			<td style="width:208px;">106215</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">M52 to M55 Filter Thread Adapter</td>
			<td style="width:296px;">Edmund Optics</td>
			<td>59-446</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">2&#34; Square Threaded Filter Holder for Imaging Lenses&#160;</td>
			<td style="width:296px;">Edmund Optics</td>
			<td>59-445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">RG-715, 2&#34; Sq. Longpass Filter</td>
			<td style="width:296px;">Edmund Optics</td>
			<td>46-066</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Electronics for optogenetic setup</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Raspberry Pi 2B</td>
			<td>RASPBERRY-PI.org</td>
			<td>RPI2-MODB-V1.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">3 Channel programmable power supply</td>
			<td>newegg.com</td>
			<td>9SIA3C62037092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">8 Channel optocoupler relay</td>
			<td>amazon.com</td>
			<td>6454319</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">630nm Quad-row LED strip lights</td>
			<td>environmentallights.com</td>
			<td>red3528-450-reel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;width:359px;">850nm LED strips</td>
			<td>environmentallights.com</td>
			<td>wp-4000K-CC5050-60x2-kit</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;width:359px;">Software&#160;</td>
			<td style="width:296px;"></td>
			<td style="width:208px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;width:359px;">Matlab</td>
			<td>Mathworks Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;width:359px;">Ubuntu MATE v16.04</td>
			<td>Nubuntu</td>
			<td>https://github.com/yslo/nubuntu</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Other items</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Plexiglass black acrylic</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td style="width:208px;">MC1184848bl</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Fly food and other reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Nutrifly fly food</td>
			<td style="width:296px;">Genesee Scientific</td>
			<td>66-112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Agarose powder</td>
			<td style="width:296px;">Genesee Scientific</td>
			<td>20-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">22cm X 22cm square petri-dish</td>
			<td style="width:296px;">VWR Inc.</td>
			<td>25382-327</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">DMSO</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D2650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>84097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">All trans-retinal</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>R2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">UAS-IVS-CsChrimson&#160;</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td>55134</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;width:359px;">Orco-Gal4</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td>26818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Or42a-Gal4</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td>9970</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Or7a-Gal4</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td>23907</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tracking drosophila larval behavior in response to optogenetic stimulation of olfactory neurons

臭気源に向かって移動する昆虫の機能は (ORNs) 一次嗅覚受容ニューロンの活動に基づいています。ORN 匂いレスポンスに関する大量の情報が生成されている特定 ORNs 行動反応を推進する上での役割のままかりです。挙動解析における合併症を生じ個々 ORNs、単一の匂いと嗅覚刺激による自然観察された変化を複製の難しさによって活性化される複数 ORNs をアクティブな匂い分子の別のボラティリティ研究室では、従来の臭気配信方法。ここでは、その ORNs の同時光刺激に対する応答のショウジョウバエ幼虫の行動を分析するプロトコルについて述べる。ここで使用される光技術 ORN 活性化の特異性や ORN 活性化の時空間パターンの正確な制御ができます。対応する幼虫の動きは追跡され、デジタル記録、カスタム ソフトウェア書かれたを使用して分析します。光刺激と匂い刺激に置き換えて、このメソッドは、幼虫の行動への影響を研究するために個々 の ORN の活性化のより正確な制御できます。幼虫に及ぼす局所介在ニューロン (LNs) だけでなく、二次投射ニューロン (PNs) の影響を研究する手法をさらに拡張できます。このメソッドはこのように嗅覚回路関数の包括的な郭清を有効にして動作応答でどのように嗅覚ニューロン活動を補完する研究に翻訳します。

ORN 活性化の特異性を示すためには、正常に用いる 2 つの異なる ORN (ORN::7a ・ ORN::42a) の影響を判断する (Or7a または Or42a のいずれかを表現する ORNs) 活性化幼虫動作 (図 3)。個々 最近の研究と一致して幼虫 ORNs は機能的に異なる1,10,13、当社の代表的なデータを示します CsChrimson ...

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嗅覚ニューロンの光遺伝学的刺激に応答したショウジョウバエ幼虫の行動の追跡 |神経科学 |ビデオ

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

このプロトコルは、その嗅覚ニューロンの同時光刺激に対する応答のショウジョウバエ幼虫のナビゲーション動作を分析します。630 nm の波長の光は、赤いシフト チャネル ロドプシンを表現する個々 の嗅覚ニューロンをアクティブに使用されます。幼虫の動きが同時に追跡、デジタル記録、カスタムで作成されたソフトウェアを使用して分析します。

嗅覚ニューロンの光刺激に対する応答のショウジョウバエ幼虫の行動を追跡

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

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Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

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7.2K ビュー.  University of Nevada. このプロトコルは、その嗅覚ニューロンの同時光刺激に対する応答のショウジョウバエ幼虫のナビゲーション動作を分析します。630 nm の波長の光は、赤いシフト チャネル ロドプシンを表現する個々 の嗅覚ニューロンをアクティブに使用されます。幼虫の動きが同時に追跡、デジタル記録、カスタムで作成されたソフトウェアを使用して分析しま?...

ビデオ: Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of its convenient genetics and fully sequenced genome. Additionally, the larval nervous system is an ideal model system to study mechanisms of axonal transport as the larval segmental nerves contain bundles of axons with their cell bodies located within the brain and their nerve terminals ending along the length of the body. Here we describe the procedure for visualization of synaptic vesicle proteins within larval segmental nerves. If done correctly, all components of the nervous system, along with associated tissues such as muscles and NMJs, remain intact, undamaged, and ready to be visualized. 3rd instar larvae carrying various mutations are dissected, fixed, incubated with synaptic vesicle antibodies, visualized and compared to wild type larvae. This procedure can be adapted for several different synaptic or neuronal antibodies and changes in the distribution of a variety of proteins can be easily observed within larval segmental nerves.

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster larvae provide an ideal model system to investigate the mechanisms of axonal transport within larval segmental nerves. Using this procedure, 3rd instar larvae carrying various mutations can be compared to wild type larvae.

3の幼虫分節神経の可視化 RD齢ショウジョウバエ幼虫準備

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

慢性のためのアダルト生まれの嗅覚ニューロンの選択的なウイルス形質導入 in vivoで Optogenetic刺激

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

アッセイのメソッドショウジョウバエ行動

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

で食欲連想嗅覚学習<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the elucidation of the molecular mechanisms involved in cognitive diseases1-7. Learning and memory can be assayed in larvae to study the effect of neurodevelopmental genes8-10 and in flies to measure the contribution of adult plasticity genes1-7. Furthermore, the short lifespan of Drosophila facilitates the analysis of genes mediating age-related memory impairment5,11-13. The availability of many inducible promoters that subdivide the Drosophila nervous system makes it possible to determine when and where a gene of interest is required for normal memory as well as relay of different aspects of the reinforcement signal3,4,14,16.
Studying memory in adult Drosophila allows for a detailed analysis of the behavior and circuitry involved and a measurement of long-term memory15-17. The length of the adult stage accommodates longer-term genetic, behavioral, dietary and pharmacological manipulations of memory, in addition to determining the effect of aging and neurodegenerative disease on memory3-6,11-13,15-21.
Classical conditioning is induced by the simultaneous presentation of a neutral odor cue (conditioned stimulus, CS+) and a reinforcement stimulus, e.g., an electric shock or sucrose, (unconditioned stimulus, US), that become associated with one another by the animal1,16. A second conditioned stimulus (CS-) is subsequently presented without the US. During the testing phase, Drosophila are simultaneously presented with CS+ and CS- odors. After the Drosophila are provided time to choose between the odors, the distribution of the animals is recorded. This procedure allows associative aversive or appetitive conditioning to be reliably measured without a bias introduced by the innate preference for either of the conditioned stimuli. Various control experiments are also performed to test whether all genotypes respond normally to odor and reinforcement alone.

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

The method to measure adult Drosophila associative memory is described. The assay is based on the ability of the fly to associate an odor presented with a negative reinforcer (electric shock) and then recall this information at a later time, allowing memory to be measured.

ショウジョウバエアダルト嗅覚ショックラーニング

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

における嗅覚受容ニューロンのホールマウント免疫標識<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;アンテナ

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

齧歯類の中枢神経系の生体光遺伝学的刺激

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

聴覚神経の光遺伝学的刺激

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

嗅覚ニューロンの光刺激に対する応答のショウジョウバエ幼虫の行動を追跡

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慢性のためのアダルト生まれの嗅覚ニューロンの選択的なウイルス形質導入 in vivoで Optogenetic刺激

アッセイのメソッドショウジョウバエ行動

で食欲連想嗅覚学習

ショウジョウバエアダルト嗅覚ショックラーニング

で逃避行動のOptogenetic刺激

における嗅覚受容ニューロンのホールマウント免疫標識

齧歯類の中枢神経系の生体光遺伝学的刺激

聴覚神経の光遺伝学的刺激