Kellie Breen Church博士、Michael Kreisman氏、Jessica Jang氏には、代表的な結果に示されたデータの収集に貢献していただいたことに感謝します。この研究は、米国国立衛生研究所(NIH)R00 HD104994(R.B.M.)の支援を受けた。

すべての手順は、コロラド州立大学(#3960)およびカリフォルニア大学サンディエゴ校の動物実験委員会によって承認され、代表的なデータが収集されました(S13235、PI Kellie Breen Church)。C57/BL6マウス(9-16週齢)の成体雌5匹と成体雄2匹のデータを代表データセクションに示します。雌マウスは、前述のようにICV注射および採血の3〜4週間前に卵巣摘出されました7。実験に先立ち、これらのマウスは12時間の光/12時間の暗光サイクルで飼育され、実験動物のケアと使用のためのガイドに従って飼料と水に自由にアクセスできました。
1.開頭術の実施
注:開頭術は、実際の注射の1日以上前に行うことができるため、実験当日の注射プロセスが速くなります。
<ol><li>開頭手術の材料は、以下のように準備します。<ol><li>作業台にクリーンベンチパッドまたはドレープ素材を置きます。イソフルラン気化器のノーズコーンを作業面にテープで固定します(実験台の近くを向いていますが、実験者の反対側を向いています; 図1Aを参照)。</li>
		<li>滅菌済みの鋭利な18G針の端にシラスティックチューブを置き、針先の~1mmが突き出るようにします。滅菌鈍針の端にシラスティックチューブを置き、針先の~1mmが突き出るようにします。 注:各マウスには、個別に滅菌済みのパッケージ済み針(鋭利な針と鈍い針)を使用する必要があります。</li>
		<li>注射部位を準備するために、電気シェーバー、ヨウ素スクラブ、滅菌ガーゼ、アルコールパッドを用意します。</li>
	</ol></li>
	<li>以下に説明するように、針を横方向に2mm、尾側に1mm動かす練習をします。<ol><li>定規とペンを使用して、開始点(ブレグマ)、左または右に2 mmのマーク、最後のマークの1 mm上に別のマーク(これが注入部位になります; 図1Bを参照)で紙に印を付けます。</li>
		<li>針をスタート地点からマークポイント1、マークポイント2(ブレグマから注射部位まで)まで、ガイドなしで動きが再現可能であると確信できるまで、練習します。 注:ここに記載されている座標は、成体のC57/BL6マウスでは有効ですが、他の系統または年齢層では調整が必要な場合があります。</li>
	</ol></li>
	<li>以下に説明するように、開頭術のためにマウスを準備します。<ol><li>マウスを誘導チャンバーに入れ、医療グレードの酸素中で3%〜4%のイソフルランでマウスに麻酔をかけます。練習して手順に慣れたら、開頭術手順のイソフルラン曝露の合計時間を10分未満に減らします。. 注意: イソフルランへの曝露は人間の健康に有害です。承認および検査済みのイソフルラン気化器を換気の良い場所で使用し、廃ガスを除去します。</li>
		<li>つま先反射がなくなったら、動物の頭を剃ります。目の潤滑剤を塗ります。</li>
		<li>麻酔を維持するために、頭をノーズコーンに入れてマウスを作業台に置きます。</li>
		<li>ブプレノルフィン(0.6〜0.8 mg / kgマウス体重、皮下)などの鎮痛剤を、サプライヤーの指示に従って投与します。.</li>
		<li>ヨウ素溶液に浸した滅菌ガーゼで頭を拭いて注射部位を洗浄し(3回スクラブを実行)、次にアルコールスクラブパッドで拭きます(3回実行)。 注:毛皮を取り除き、注射部位の周りの皮膚をきれいにし、感染を防ぐために米国獣医師会が推奨しているように、滅菌器具と針を使用してください。</li>
	</ol></li>
	<li>利き手ではない方の手でマウスの頭をしっかりと持ちます。ヘッドを作業面上でできるだけ平らに配置します。</li>
	<li>注入部位を特定します。<ol><li>準備した鋭利な18G針を使用して、最初にブレグマを特定します。このためには、正中線に沿って頭の皮膚を横切って針をドラッグし、吻側尾側面を移動します。2つの頂点が目であり、3番目の頂点がブレグマのおおよその位置である正三角形を想像してください( 図1Cを参照)。</li>
		<li>ブレグマから、針を横方向に2mm、尾側に1mm動かして注射部位に移動します。</li>
	</ol></li>
	<li>針を垂直に持ちながら、チューブが皮膚と同じ高さになるまで針を皮膚と骨にしっかりと押し込みます。</li>
	<li>針を引っ込め、針を回転させ、再び皮膚と骨を押し込みます。骨に小さな穴が開くまで、このプロセスを繰り返します。</li>
	<li>鈍い針を使用して、骨に十分な穴が開いていることを確認します。鈍い針が通るのに十分な大きさの開口部を骨に開けることを目指します。</li>
	<li>マウスをノーズコーンから外し、注射部位から滅菌ガーゼで血液を洗い流し、マウスをケージウォーマーのケージに入れて、目を覚ますまで置きます。開頭術によって作られた開口部は小さい(18G針)ので、縫合糸や創傷クリップで部位を閉じる必要はありません。 注:ここで生成される開口部は小さい(18 G)ため、多くの施設はこの手順を手術ではなく注射と見なしています。また、皮膚や骨を貫通して脳に通じる開口部が作られているが、皮膚をピンと張ったままにしておくと穴が揃わなくなるため、皮膚フローラやケージの寝具が脳に接触するのを防ぐのに役立っていると考えられます。</li>
</ol>2.注射を打つ
<ol><li>以下に説明するように、注入用の材料を準備します。<ol><li>作業台にクリーンベンチパッドまたはドレープ素材を置きます。イソフルラン気化器のノーズコーンを作業面にテープで固定します(実験台の近くを向いていますが、実験者の反対側を向いています; 図1Aを参照)。</li>
		<li>長さ10 mm、開角45°の27 G針を5 μLのガラスシリンジに取り付けます。針先の3.5mmが突き出るように、針にシラスティックチューブを置きます。ラボ用テープを使用して、チューブをシリンジ本体に固定します( 図1Dを参照)。</li>
		<li>注射用培地(薬剤、ウイルス、その他の注射用液体)をチューブに調製します。この研究の代表的な結果については、滅菌等張生理食塩水を注射しました。 注意: 2 mLの微量遠心チューブなど、ガラス製のシリンジとニードルでアクセスできるチューブを選択してください。</li>
		<li>3 μLの注入液をガラスシリンジに引き込みます。まず、所望の容量よりも多く吸引し、シリンジ内に3μLが残るまで排出します。</li>
		<li>ヨウ素スクラブ、滅菌ガーゼ、アルコールパッドを集めて、注射部位を準備します。</li>
		<li>ラボタイマーをカウントアップモードで起動し、注射中に実験者に見えるようにタイマーを配置します。</li>
		<li>前日と同じように針を横に2mm、尾側に1mm動かす練習をします。</li>
	</ol></li>
	<li>以下に説明するように、マウスを注射用に準備します。<ol><li>マウスを誘導チャンバーに入れ、イソフルランで麻酔をかけます。つま先反射がなくなったら、目の潤滑剤を塗布し、頭をノーズコーンに入れてマウスを作業台に置きます。</li>
		<li>ヨウ素とアルコールをそれぞれ3枚ずつ拭いて注射部位を洗浄します。ステップ1.8の説明に従って、18Gの針(または鈍い針)で注射部位を特定します。開頭術中にできた穴は検出可能であるはずです。 注:開頭術が事前に行われていない場合、または頭蓋骨の穴が検出されない場合は、ここで開頭術を行うことができます。</li>
	</ol></li>
	<li>下記のようにガラスシリンジで注入を行う。<ol><li>利き手ではない方の手でマウスの頭をしっかりと持ちます。ヘッドを作業面上でできるだけ平らに配置します。</li>
		<li>ガラス注射器の針を頭蓋骨の穴に通し、ステップ2.1.2で準備した針の上に置かれたチューブがマウスの皮膚に当たるまで置きます。</li>
		<li>シリンジをできるだけ垂直に持ち、冠状面と矢状面の両方に注意を払います。1分間かけて培地をゆっくりと注入します。</li>
		<li>注射終了後、シリンジとニードルを所定の位置に保持して、逆流を最小限に抑えます。.針をマウスの頭からゆっくりと引っ込めます。</li>
		<li>マウスをノーズコーンから外し、注射部位から滅菌ガーゼ(存在する場合)で血液を洗い流し、マウスをケージウォーマーのケージに入れて、目を覚ますまで置きます。</li>
	</ol></li>
</ol>3. 噴射位置の確認
<ol><li>前述のように、生理食塩水と4%パラホルムアルデヒドをリン酸緩衝生理食塩水(PBS)でマウスに深く麻酔し、灌流します8。脳が沈むまで(通常2日間)、PBS中の30%ショ糖で4°Cで脳を保管します。</li>
	<li>前述のように、クライオスタットで20〜50μmの冠状切片を切断します9。切片化しながら、組織ブロック内の注射路を観察します。注射路が側脳室と明確に交差しているかどうかを記録します。.</li>
</ol>

フリーハンドアプローチを用いたマウスにおける脳室内注射の実施

<ol>
	<li>Roseweir, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discovery+of+potent+kisspeptin+antagonists+delineate+physiological+mechanisms+of+gonadotropin+regulation.">Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation.</a> Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).</li><li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> Journal of Visualized Experiments. (91), e51863 (2014).</li><li>Taylor, Z. V., Khand, B., Porgador, A., Monsonego, A., Eremenko, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optimized+intracerebroventricular+injection+of+CD4(+)+T+cells+into+mice.">An optimized intracerebroventricular injection of CD4(+) T cells into mice.</a> STAR Protocols. 2 (3), 100725 (2021).</li><li>Russo, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+control+of+the+female+reproductive+axis+through+gated+responsiveness+of+the+RFRP-3+system+to+VIP+signaling.">Circadian control of the female reproductive axis through gated responsiveness of the RFRP-3 system to VIP signaling.</a> Endocrinology. 156 (7), 2608-2618 (2015).</li><li>Laursen, S. E., Belknap, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+injections+in+mice.+Some+methodological+refinements.">Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements.</a> Journal of Pharmacological Methods. 16 (4), 355-357 (1986).</li><li>Haley, T. J., McCormick, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+effects+produced+by+intracerebral+injection+of+drugs+in+the+conscious+mouse.">Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse.</a> British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 12 (1), 12-15 (1957).</li><li>McCosh, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insulin-induced+hypoglycaemia+suppresses+pulsatile+luteinising+hormone+secretion+and+arcuate+Kiss1+cell+activation+in+female+mice.">Insulin-induced hypoglycaemia suppresses pulsatile luteinising hormone secretion and arcuate Kiss1 cell activation in female mice.</a> Journal of Neuroendocrinology. 31 (12), e12813 (2019).</li><li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardiac+perfusion+of+the+mouse+for+brain+tissue+dissection+and+fixation.">Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation.</a> Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).</li><li>Comba, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+capture+microdissection+of+glioma+subregions+for+spatial+and+molecular+characterization+of+intratumoral+heterogeneity,+oncostreams,+and+invasion.">Laser capture microdissection of glioma subregions for spatial and molecular characterization of intratumoral heterogeneity, oncostreams, and invasion.</a> Journal of Visual Experiments. (158), e60939 (2020).</li><li>Porteous, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reformulation+of+PULSAR+for+analysis+of+pulsatile+LH+secretion+and+a+revised+model+of+estrogen-negative+feedback+in+mice.">Reformulation of PULSAR for analysis of pulsatile LH secretion and a revised model of estrogen-negative feedback in mice.</a> Endocrinology. 162 (11), (2021).</li><li>Hohmann, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+role+of+melanocortins+in+mediating+leptin's+central+effects+on+feeding+and+reproduction.">Differential role of melanocortins in mediating leptin's central effects on feeding and reproduction.</a> American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 278 (1), R50-R59 (2000).</li><li>Gottsch, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+kisspeptins+in+the+regulation+of+gonadotropin+secretion+in+the+mouse.">A role for kisspeptins in the regulation of gonadotropin secretion in the mouse.</a> Endocrinology. 145 (9), 4073-4077 (2004).</li><li>Krasnow, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+galanin-like+peptide+in+the+integration+of+feeding,+body+weight+regulation,+and+reproduction+in+the+mouse.">A role for galanin-like peptide in the integration of feeding, body weight regulation, and reproduction in the mouse.</a> Endocrinology. 144 (3), 813-822 (2003).</li></ol>

著者は何も開示していません。

ここでは、マウスにICV注射を行なうための簡便かつ効果的な手段について説明する。この技術は脳定位固定装置を必要としないため、薬物や実験薬を中央に送達するためのこのアプローチは、より多くの研究者が利用することができます。さらに、このアプローチは、調製と注入手順を迅速に実行できるため、比較的高いスループットです。
この手順では、針とガラス?...

神経内分泌研究には、薬物1、ウイルス2、細胞3などの実験薬を脳に送達することがしばしば必要になります。薬剤が血液脳関門を容易に通過しない場合、または実験目的が薬剤の中枢効果を特異的に試験することである場合、脳に注射を送達するための信頼できる方法を持つことが重要です。さらに、脳室内(ICV)腔への注射は、薬剤を脳内に広く分布させる機会を提供し、大きな標的領域を提供するため、注射が成功する可能性が高まります2。 
ICV注射を行うための一般的な方法は、永久留置カニューレの留置を含む。このアプローチでは、カニューレが所定の位置に接着またはセメントで固定されるときに、市販またはカスタムメイドのカニューレを位置決めするために脳定位固定装置フレームが必要である。多くの場合、回復時に、超生理学的用量のアンジオテンシンIIがカニューレを通して投与され、飲酒行動がすぐに観察された場合、カニューレは正しく配置されていると見なされます4。このアプローチには、長期注入を行う能力や、同じ動物を複数回注射する能力など、多くの利点があります。さらに、アンジオテンシンIIを採用する場合、実験化合物の投与前に正しい配置を確認できます。しかし、永久カニューレの留置には、高価な機器(脳定位固定装置フレーム)の必要性、留置後のカニューレの損傷の可能性(例えば、マウスがケージメイトのカニューレを噛む可能性がある)、永久カニューレ周辺の感染の可能性など、いくつかの制限があります。単回ICV注射は、脳定位固定装置フレーム3を使用して行うことができるが、これは効果的であるが、麻酔への相当な曝露を必要とするため、治療のいくつかの急性生理学的および行動的影響を不明瞭にする可能性がある。さらに、マウスを脳定位固定装置に留置するには、安定した留置を行い、外耳道の破裂を防ぐために、かなりのトレーニングが必要です。
ここでは、マウスにフリーハンド注射をするための確立された方法が記載される。この方法は、以前のレポート5,6に基づいています。この技術の利点は、シンプルで迅速であり、脳定位固定装置フレームなどの特殊な機器を必要としないことです。後述するように、この手順では、マウスの頭部のランドマークに対してガラス製の注射器を操作して注射を行いますが、これは迅速に行うことができるため、実験当日に数分のガス麻酔で済みます。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>18-gauge blunt needles</td>
			<td>SAI Infusion</td>
			<td>B18-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18-gauge needles</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>305195</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol pads</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bench pad</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-206-62AC22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1696484</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Patterson Vet Supply</td>
			<td>07-892-5235</td>
			<td>Controlled substance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eyelube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-218-8442</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>7634-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection needle</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>7803-01</td>
			<td>27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane&#160;&#160;</td>
			<td>Patterson Vet Supply</td>
			<td>07-893-8441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Vet Equip</td>
			<td>V-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory Tape</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89098-128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical grade oxygen</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>OX USPEA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Millipore-Sigma</td>
			<td>8.18715.1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>J67802.K2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PulsaR Software</td>
			<td>Open source, University of Otago</td>
			<td></td>
			<td>See ref 9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ruler</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-00-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silastic tubing (0.040&#34; I.D.)</td>
			<td>DOW</td>
			<td>508-005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silastic tubing (0.078&#34; I.D.)</td>
			<td>DOW</td>
			<td>508-009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline</td>
			<td>VWR</td>
			<td>101320-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S5-500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

free-hand intracerebroventricular injections in mice

神経内分泌系の調査では、多くの場合、薬物、ウイルス、またはその他の実験薬をマウスの脳に直接送達する必要があります。脳室内(ICV)注射により、実験薬を脳全体(特に心室近くの構造)に広範囲に送達することができます。ここでは、成体マウスにフリーハンドでICV注射を施す方法について説明する。マウスの頭部に視覚的および触覚的なランドマークを使用することにより、側脳室への注射を迅速かつ確実に行うことができます。注射は、実験者の手に持ったガラス注射器で行われ、ランドマークからおおよその距離に置かれます。したがって、この技術は脳定位固定装置フレームを必要としません。さらに、この技術は短時間のイソフルラン麻酔のみを必要とするため、覚醒して自由に行動するマウスのマウスの行動および/または生理機能をその後評価することができます。フリーハンドICV注射は、生きたマウスの脳に実験薬を効率的に送達するための強力なツールであり、頻繁な採血、神経回路操作、または神経内分泌プロセスを調べるための in vivo 記録などの他の技術と組み合わせることができます。

The delivery of experimental agents, such as drugs1, viruses2, or cells3, to the brain is often necessary for neuroendocrine research. If the agent does not readily cross the blood-brain barrier or the experimental objective is to specifically test the central effects of the agent, it is important to have a reliable method for delivering injections into the brain. Moreover, injection into the intracerebroventricular (ICV) space provides the opportunity to distribute the agent widely in the brain and provides a large target area, thus increasing the likelihood of successful injection2. 
A common method for making ICV injections involves the placement of a permanent indwelling cannula. In this approach, a stereotaxic frame is necessary to position the commercially available or custom-made cannula, as the cannula is glued or cemented in place. Often, upon recovery, a supraphysiological dose of angiotensin II is administered through the cannula, and if drinking behavior is immediately observed, then the cannula is considered correctly placed4. This approach has many advantages, including the ability to perform long-term infusion and the ability to inject the same animal multiple times; additionally, if angiotensin II is employed, correct placement can be confirmed prior to the administration of experimental compounds. However, there are some limitations to placing a permanent cannula, including the requirement for expensive equipment (stereotaxic frame), the possibility of damage to the cannula after placement (e.g., mice can chew on the cannula of a cage mate), and the possibility of infections around the permanent cannula. Single ICV injections can be made with the use of a stereotaxic frame3, which, although effective, requires substantial exposure to anesthesia and, thus, may obscure some acute physiological and behavioral effects of the treatment. Additionally, the placement of mice in a stereotaxic frame requires substantial training to achieve stable placement and prevent the rupturing of the ear canals.
Here, an established method for making free-hand injections in mice is described. This method is based on previous reports5,6. The advantages of this technique are that it is simple, rapid, and does not require specialized equipment such as a stereotaxic frame. As described below, this procedure involves manipulating a glass syringe relative to landmarks on the mouse head to make the injections, which can be done rapidly and, thus, requires only a few minutes of gas anesthesia on the experimental day.

著者スポットライト:生殖神経制御における洞察、イノベーション、および将来の道筋 

マウスにおけるフリーハンド脳室内注射

We are interested in the neural control of reproductive function, particularly how the brain regulates the release of hormones that control the gonads, both in healthy conditions and in response to stress. The main advantage of this technique is that it is relatively simple and rapid. Delivering drugs into the lateral ventricle is a great way to cast a wide net in testing a signaling pathway to support more detailed follow-up experiments.There's still much to be learned about the neuroendocrine control of reproduction, including the molecular mechanisms for luteinizing hormone pulse generation, mechanisms for modulating pulse frequency during stress, and generation of the preovulatory LH surge. In the future, we are particularly interested in integrating disparate findings into models.

この技術が首尾よく実行されると、実験薬を心室系に迅速に送達することができます。多くの薬理学的化合物のビヒクルである滅菌等張生理食塩水 3 μL の ICV 注射を受けた卵巣摘出マウスの黄体形成ホルモン(LH)パルスプロファイルを 図 2A に示します。この例は、ガス麻酔への短時間の曝露と心室系への3μLの液体の注入のみでは、拍動性LH分泌が変化しなかったことを?...

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ここでは、フリーハンドアプローチを用いて(すなわち、脳定位装置なしで)マウスに脳室内注射を行うための簡便かつ迅速なアプローチが記載される。

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

私たちは、生殖機能の神経制御、特に脳が生殖腺を制御するホルモンの放出を、健康な状態とストレスへの応答の両方でどのように調節するかに興味を持っています。この手法の主な利点は、比較的単純で高速であることです。側脳室への薬物送達は、シグナル伝達経路の検査に広く網を張る優れた方法であり、より詳細な追跡実験をサポートします。神経内分泌の生殖制御については、黄体形成ホルモンの脈拍生成の分子機構、ストレス時の脈拍周波数の調節機構、排卵前LHサージの発生など、まだ多くのことがわかっていません。将来的には、特に異なる知見をモデルに統合することに関心があります。

free-hand-intracerebroventricular-injections-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

6.5K ビュー.  Colorado State University. 私たちは、生殖機能の神経制御、特に脳が生殖腺を制御するホルモンの放出を、健康な状態とストレスへの応答の両方でどのように調節するかに興味を持っています。この手法の主な利点は、比較的単純で高速であることです。側脳室への薬物送達は、シグナル伝達経路の検査に広く網を張る優れた方法であり、より詳細な追跡実験をサポートします。神経内分泌?...

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The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.