この研究は、国立衛生研究所(K25HD097288、R21HD112663)のユーニス・ケネディ・シュライバー国立小児保健・人間発達研究所の支援を受けています。

このプロトコルは、ウェイン州立大学のInstitutional Animal Care and Use Committeeによって承認されています。
1. 実験準備
<ol><li>70%エタノール溶液を使用して、はさみとピンセットを洗浄および滅菌します。また、使い捨てピペットと注射器を用意してください。</li>
	<li>495 mLの脱イオン水に3.595 gのNaClを添加して洗浄培地を調製します。次に、5 mlのペニシリン-ストレプトマイシン(5 U / mL)を培地に加えます。100mmのシャーレに洗浄液を入れ、37°Cに温めます。</li>
	<li>全体の構成を示す 図1に従って培養皿を調製する。<ol><li>ろ紙を用意し、約17mm×20mmの長方形に切り、四隅を取り除きます。胚を固定するために、約7mm×10mmの大きさのろ紙の中心を中空にします(図1、左)。 注:胚の収集については、ステップ2で説明します。</li>
		<li>市販のリング(Φ = 1インチ、 材料表を参照)をフレキシブルフィルム(すなわち、パラフィンフィルム)層で取り付け、フレキシブルフィルムの中心も中空になるようにします。フィルム付きのこのリングは、胚の入った濾紙を保持するために使用されます。</li>
		<li>最後に、準備したリングを35mmのシャーレに入れます(図1、右)。 注:濾紙は、濾紙を膜の上に置き、胚を中央の空洞領域に残すことにより、抽出された胚を固定および保持するためのものです(手順2で詳しく説明します)。四隅は、外側のリングのサイズに合うようにカットされています(すでに取り付けられている場合は不要)。35mmのガラス底培養皿を使用して、レーザービームの伝搬を改善します。皿には内側のウェル(Φ = 23 mm)があり、卵白で満たして 卵 白を培養することができます。リングの直径は、ウェルがリング上の柔軟なフィルムで覆われるように、内側のウェルの直径よりも大きくする必要があります(図1、挿入図)。濾紙のサイズに制限はなく、選択したリングと培養皿のサイズに応じて変更できます。あるいは、皿の底にアガロース層(厚さ:~1mm)をあらかじめコーティングすることもできます。ブレードを用いて層の中心からアガロースを除去することにより、可撓性フィルムの中空中心と同様の形状のウェルを卵白に充填することができる。重要な点の1つは、中空ろ紙の4つの側面が、胚の付着を確実にするために十分な幅(>5 mm)を持っている必要があることです。</li>
	</ol></li>
</ol>2. ニワトリ胚の抽出と 卵子 培養
注:この手順は、以前に公開されたレポート40、41から変更されています。
<ol><li>前培養後、インキュベーターから卵を取り出し、卵パックトレイの長軸上に置きます。卵殻を70%エタノールで洗浄し、表面全体を覆うようにしてから、15分間休ませます。</li>
	<li>卵を短軸で持ち、底を割る。 図2に示すように、清潔な100mmのペトリ皿で卵を開き、中身を取り出します。卵を持って割っている間は、卵を回転させないように注意してください。</li>
	<li>ピペットを使用して、約10 mLの薄い卵白(すなわち、液体卵白42)を15 mLのチューブに移し、回収し、 ex ovo 培養用とする。 図3に示すように、培養皿の中央ウェルに、採取した薄い卵白(約0.9 mL)を充填します。充填プロセスは、ウェル内の気泡の形成を避けて、ゆっくりと行う必要があります。卵白入り培養皿が37°Cに温められていることを確認してください。 注:この皿は、胚 ex ovoの培養に使用されます。洗浄培地で満たされた新しい培養皿は、ブリルアンイメージング中に使用されます(ステップ3を参照)。</li>
	<li>ティッシュペーパーを使用して、 図4に示すように、卵白を硝子体膜から慎重に分離することにより、胚に付着した厚い卵白(すなわち、粘性のある卵白)を静かに取り除きます。ビテリン膜との直接接触を避けてください。</li>
	<li>厚い卵白をすべて取り除いた後、濾紙をビテリンメンブレンに慎重に貼り付けます。胚の体軸がろ紙の中央の長方形の長軸と揃っていることを確認します。はさみを使用して、ろ紙を囲む膜を切断します。</li>
	<li>ピンセットを使用して、分離されたろ紙を卵黄から斜めにそっと引き離します。ろ紙を逆さまにして、胚の背側を下にして配置します(倒立顕微鏡構成の場合)。濾紙全体を長軸の片側から、洗浄媒体を入れた100mmシャーレに斜めに慎重に浸します。</li>
	<li>清潔なピペットを使用して、濾紙と平行に洗浄媒体を静かにスプレーして、残っている卵黄を洗い流します。洗浄媒体をメンブレンに直接スプレーすることは避けてください。</li>
	<li>卵黄をすべて取り除いた後、濾紙を洗浄媒体から慎重に取り出し、ティッシュペーパーを使用して端から余分な媒体を吸収します。次に、 図5に示すように、胚の入った濾紙を培養皿に置き、胚の背側が下を向くようにします。湿度を保つために、湿らせたティッシュペーパーを皿に入れます。</li>
	<li>培養皿をステージ上のインキュベーターに移し、 ex ovo 培養を行います。</li>
</ol>3.胚のブリルアン測定
<ol><li>別の培養皿を準備し、それらを洗浄培地で満たします。洗浄媒体が37°Cに温められていることを確認します。</li>
	<li>胚が所望の発育段階に達したら、胚の入った濾紙を洗浄培地で満たされた培養皿に移します。培養皿をブリルアン顕微鏡のステージ上のインキュベーターに入れます( 材料表を参照)。<ol><li>ブリルアン測定を行う前に、参照用に胚全体の明視野画像を保存します。ブリルアン顕微鏡の詳細な構成は、以前に説明されており30 、結果セクション(図6)に要約されている。</li>
	</ol></li>
	<li>水とメタノールのブリルアン信号を測定し、ステップ4の校正プロセスで使用します。</li>
	<li>入射レーザー出力と電子増倍電荷結合素子(EMCCD、 材料表を参照)カメラの露光時間を調整して、少なくとも10,000カウントのブリルアン信号を達成します。明視野画像をガイドとして使用して、スキャン範囲とステップサイズを設定します。2Dトランスレーショナルステージを使用して胚をスキャンし、関心領域のブリルアン画像を取得します。 注:水平方向のスキャン範囲は明視野画像に基づいて決定でき、垂直方向(つまり、深さ)のスキャン範囲は、高速および粗いスキャンから得られた信号強度に基づいて決定できます。胚への光損傷を防ぐには、入射電力を25mWに制限し、EMCCDカメラの露光時間を50msに設定します。水平方向に2μm、垂直方向に1μmのステップサイズを選択し、イメージング品質と取得時間のバランスを取ります。</li>
	<li>スキャンが完了したら、胚の入った濾紙を慎重に取り除き、ティッシュペーパーを使用して余分な洗浄媒体を吸収します。次に、濾紙を薄い卵白で満たされた培養皿に戻し、ステージ上のインキュベーターで連続培養します。</li>
	<li>手順3.2〜3.5を一定の時間間隔(例:1.5時間)で繰り返して、胚の発育に合わせてタイムラプスブリルアン画像をキャプチャします。</li>
	<li>手順 4 に従って 2D ブリルアン イメージを再構成します。</li>
</ol>4. ブリルアン像の再構築
<ol><li>水とメタノールのブリルアン信号を用いてブリルアン分光計を較正し、分光器30の自由スペクトル範囲(FSR)およびピクセル対周波数変換比(PR)を計算する。FSR と PR のキャリブレーションされた値を使用して、各ピクセルでの胚のブリルアン シフトを計算します。 メモ: 図7A は、EMCCDカメラで撮影された生のブリルアンスペクトルを示しています。スペクトルを垂直に合計し、ローレンツフィッティングを行うことで、2つのドットのピーク距離Δdを得ることができます(図7B)。水Δd水 とメタノールΔdメタノールのピーク距離を求めることにより、FSRとPRは式30に基づいて計算できます:PR = 2·(ωメタノール-ω水)/(Δd水-Δdメタノール)、およびFSR=2・ω水+PR・Δd水で、660nmで水ω水 =6.01GHzおよびメタノールωメタノール =4.49GHzの既知のブリルアンシフトを有する。</li>
	<li>サンプルの各ピクセルにおけるブリルアン信号のピーク距離を取得します。較正されたFSRとPRに基づいてブリルアンシフトを計算します:ωサンプル = 0.5(FSR - PR x Δdサンプル)30、ここでωサンプル はサンプルのブリルアンシフト、Δdサンプル はブリルアン信号のピーク距離です。</li>
	<li>すべてのピクセルのブリルアン シフトに基づいて 2 次元ブリルアン イメージを再構成します。 注:局所分析を行うには、取得したブリルアン画像から関心領域(神経板など)を選択し、その機械的特性を定量化します。一般的なアプローチは、選択した領域の平均ブリルアンシフトを計算することです。</li>
</ol>

ニワトリ胚発生における神経板力学の縦断的モニタリング

著者らは、利益相反がないことを宣言します。

胚の初期発達は、外乱の影響を受けやすいです。そのため、サンプルの抽出や移送には細心の注意を払う必要があります。潜在的な問題の1つは、濾紙から胚が剥離することであり、これはビテリン膜の収縮につながり、ブリルアンイメージングの神経板の傾いたアーチファクトをもたらす可能性があります。さらに、この収縮は胚の発生を止める可能性があります。離脱を防ぐために、いく...

神経管欠損症(NTD)は、胚発生中の神経管閉鎖(NTC)の障害によって引き起こされる中枢神経系の重篤な先天性欠損症です1。NTDsの病因は複雑です。研究によると、NTCには、収束伸長、神経板の曲げ(例えば、頂端収縮)、神経襞の上昇、そして最後に神経襞の接着を含む一連の形態形成プロセスが含まれます。これらのプロセスは、複数の分子的および遺伝的メカニズムによって制御されており2,3、これらのプロセスに異常が生じると、NTDs4,5,6が発生する可能性があります。NTC 3,7,8,9,10,11の間、機械的な手がかりも重要な役割を果たしていることを示唆する証拠が増えており、遺伝子と機械的な手がかり12,13,14の間に関係が見出されているため、神経形成中の組織バイオメカニクスを調査することが不可欠になります。
胚組織の機械的特性を測定するために、レーザーアブレーション(LA)15、組織解剖および弛緩(TDR)16,17、マイクロピペット吸引(MA)18、原子間力顕微鏡(AFM)ベースのナノインデンテーション19、マイクロインデンター(MI)およびマイクロプレート(MP)20、光/磁気ピンセットによるマイクロレオロジー(MR)21,22,23など、いくつかの技術が開発されています、及び液滴ベースのセンサ24。既存の方法では、細胞内スケールから組織スケールまでの空間分解能で機械的特性を測定できます。しかし、これらの方法のほとんどは、サンプルとの接触(MA、AFM、MI、MPなど)、外部材料注入(MRや液滴ベースのセンサーなど)、または組織解剖(LAやTDRなど)を必要とするため、侵襲的です。その結果、既存の方法では、神経板組織の機械的進化をin situでモニターすることは困難である25。最近、残響光コヒーレンスエラストグラフィは、高い空間分解能を持つ非接触メカニカルマッピングに有望であることが示されている26。
共焦点ブリルアン顕微鏡は、細胞内分解能27,28,29,30で組織バイオメカニクスの非接触定量を可能にする新しい光学モダリティです。ブリルアン顕微鏡は、入射レーザー光と材料内の熱揺らぎによって引き起こされる音波との相互作用である自発的ブリルアン光散乱の原理に基づいています。その結果、散乱光は、式31に従って、ブリルアンシフトωRとして知られる周波数シフトを経験します。
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66117/66117eq01.jpg" style="margin: auto;"> (1)
ここで、 <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/66117/66117eq02.jpg" style="margin: auto;"> は材料の屈折率、 λ は入射光の波長、 M'は縦弾性率、 ρ は質量密度、 θ は入射光と散乱光との角度です。同じ種類の生体材料の場合、屈折率と密度<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/66117/66117eq03.jpg" style="margin: auto;">の比率はほぼ一定です28、32、33、34、35、36。したがって、ブリルアンシフトは、生理学的プロセスにおける相対的な機械的変化を推定するために直接使用できます。ブリルアン顕微鏡の実現可能性は、さまざまな生物学的サンプルで検証されています29,37,38。最近、生きたニワトリ胚のタイムラプス機械的イメージングが、ブリルアン顕微鏡とステージ上のインキュベーションシステム39との組み合わせによって実証された。このプロトコルでは、サンプル調製、実験の実施、およびデータの後処理と分析について詳しく説明します。この取り組みにより、胚発生や先天性欠損症の生体力学的調節を研究するための非接触ブリルアン技術の普及が促進されることを願っています。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mm Petri dish&#160;</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>FB0875713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2D motorized stage&#160;</td>
			<td>Prior Scientific</td>
			<td>H117E2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm Petri dish</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>FD35-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brillouin Microscope with on-stage incubator</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is a custom-built Brillouin Microscope system based on Ref. 30</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chicken eggs</td>
			<td>University of Connecticut</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CMOS camera</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CS2100M-USB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMCCD camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Decon Laboratories, Inc.</td>
			<td>#2701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>1004-070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator for in ovo culture</td>
			<td>GQF Manufacturing Company Inc.&#160;</td>
			<td>GQF 1502&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ring</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SM1RR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope body</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX73</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>On-stage incubator</td>
			<td>Oko labs</td>
			<td>OKO-H301-PRIOR-H117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15070-063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>13-711-6M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Artman instruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>3pc Micro Scissors 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>305482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue paper</td>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430052</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers</td>
			<td>DR Instruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Microdissection Forceps Set&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

monitoring the mechanical evolution of tissue during neural tube closure of chick embryo

神経管閉鎖(NTC)は、胚発生における重要なプロセスです。このプロセスの失敗は、神経管の欠損につながり、先天性奇形や死亡率を引き起こす可能性があります。NTCには、遺伝的、分子的、機械的レベルの一連のメカニズムが関与しています。近年、機械的制御はますます魅力的なトピックになっていますが、3D胚組織の機械的試験を その場で実施するための適切な技術が不足しているため、ほとんど未開拓のままです。これに対応して、私たちは、ニワトリ胚組織の機械的特性を非接触および非侵襲的な方法で定量化するためのプロトコルを開発しました。これは、共焦点ブリルアン顕微鏡とステージ上のインキュベーションシステムを統合することで実現されます。組織の力学を調べるために、事前に培養された胚を採取し、ステージ上のインキュベーターに移して ex ovo 培養を行います。同時に、神経板組織の機械的画像は、発生中のさまざまな時点でブリルアン顕微鏡によって取得されます。このプロトコルには、サンプル調製、ブリルアン顕微鏡実験の実施、およびデータの後処理と分析の詳細な説明が含まれています。このプロトコルに従うことで、研究者は発生中の胚組織の機械的進化を縦断的に研究することができます。

Neural tube defects (NTDs) are severe birth defects of the central nervous system caused by failures in neural tube closure (NTC) during embryonic development1. The etiology of NTDs is complex. Studies have shown that NTC involves a sequence of morphogenetic processes, including convergent extension, bending of the neural plate (e.g., apical constriction), elevating the neural fold, and finally adhesion of the neural fold. These processes are regulated by multiple molecular and genetic mechanisms2,3, and any malfunction in these processes may result in NTDs4,5,6. As mounting evidence suggests that mechanical cues also play crucial roles during NTC3,7,8,9,10,11, and relationships have been found between genes and mechanical cues12,13,14, it becomes imperative to investigate the tissue biomechanics during neurulation.
Several techniques have been developed for measuring the mechanical properties of embryonic tissues, including laser ablation (LA)15, tissue dissection and relaxation (TDR)16,17, micropipette aspiration (MA)18, Atomic Force Microscopy (AFM)-based nanoindentation19, microindenters (MI)&#160;and microplates (MP)20, micro rheology (MR) with optical/magnetic tweezers21,22,23, and droplet-based sensors24. Existing methods can measure mechanical properties at spatial resolutions ranging from subcellular to tissue scales. However, most of these methods are invasive because they require contact with the sample (e.g., MA, AFM, MI, and MP), external material injection (e.g., MR and droplet-based sensors), or tissue dissection (e.g., LA and TDR). As a result, it is challenging for existing methods to monitor the mechanical evolution of neural plate tissue in situ25. Recently, reverberant optical coherence elastography has shown promise for non-contact mechanical mapping with high spatial resolution26.
Confocal Brillouin microscopy is an emerging optical modality that enables non-contact quantification of tissue biomechanics with subcellular resolution27,28,29,30. Brillouin microscopy is based on the principle of spontaneous Brillouin light scattering, which is the interaction between the incident laser light and the acoustic wave induced by thermal fluctuations within the material. Consequently, the scattered light experiences a frequency shift, known as the Brillouin shift &#969;R, following the equation31:
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66117/66117eq01.jpg" style="margin: auto;" /> (1)
Here, <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/66117/66117eq02.jpg" style="margin: auto;" /> is the refractive index of the material,&#160;&#955; is the wavelength of the incident light, M&#39; is the longitudinal modulus, &#961; is the mass density, and &#952; is the angle between the incident light and the scattered light. For the same type of biological materials, the ratio of refractive index and density <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/66117/66117eq03.jpg" style="margin: auto;" /> is approximately constant28,32,33,34,35,36. Thus, the Brillouin shift can be directly used to estimate relative mechanical changes in physiological processes. The feasibility of Brillouin microscopy has been validated in various biological samples29,37,38. Recently, time-lapse mechanical imaging of a live chick embryo was demonstrated by combining a Brillouin microscope with an on-stage incubation system39. This protocol provides detailed descriptions of sample preparation, experiment implementation, and data post-processing and analysis. We hope this effort will facilitate the widespread adoption of non-contact Brillouin technology for studying biomechanical regulation in embryo development and birth defects.

著者スポットライト:Brillouin顕微鏡を用いた生きたニワトリ胚の組織力学の非接触測定

ニワトリ胚の神経管閉鎖中の組織の機械的進化のモニタリング

The scope of this research is to develop a novel tool that can measure tissue mechanics of a live embryo. Using this tool, we want to understand how tissue mechanics evolves when the embryo is experiencing neuron tube closure. This can help us understand the mechanical regulations in embryonic development.To measure tissue stiffness, current methods such as atomic force microscopy, nanoidention, and micropipette aspiration need to contact sample physically and apply force to deform it. This is highly challenging for measuring tissue mechanics of live embryo in situ. Here, we employed an optical technology named Brillouin microscopy.Compared to other technologies, Brillouin microscopy only uses a focus beam to measure tissue mechanics. Thus, this is a non-contact and a noninvasive method and has some microspatial resolution. This allow us to capture time-lapse mechanical image of a live embryo in situ.In the future, we want to understand the role of tissue mechanics in embryonic development thoroughly. In specific, we want to study how genetic factors, biochemical signaling pathway, and tissue mechanics coordinate with each other in morphogenesis. This could provide us with new insight in the provision of birth disease such as neuron tube defects.

図6 にブリルアン顕微鏡の概略図を示します。光源に660nmのレーザーを採用。レーザーヘッドの直後にアイソレータを配置して後方反射光を除去し、NDフィルターを使用してレーザー出力を調整します。焦点距離がそれぞれf1 = 16 mmとf2 = 100 mmのL1とL2のレンズを使用して、レーザービームを拡大します。半波長板(HWP)と直線偏光板(偏光板1)を使用して、偏光ビームスプリッ?...

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このプロトコルは、ニワトリ胚の神経形成中の神経板組織の機械的特性を縦断的に監視するために開発されました。これは、ブリルアン顕微鏡とステージ上のインキュベーションシステムの統合に基づいており、 卵子 培養されたニワトリ胚の神経板組織のライブ機械的イメージングを可能にします。

Neural tube closure (NTC) is a critical process during embryonic development. Failure in this process can lead to neural tube defects, causing congenital ...

この研究の範囲は、生きた胚の組織力学を測定できる新しいツールを開発することです。このツールを使って、胚がニューロン管の閉鎖を経験しているときに組織力学がどのように進化するかを理解したいと考えています。これは、胚発生における機械的制御を理解するのに役立ちます。組織の硬さを測定するには、原子間力顕微鏡、ナノアイデンション、マイクロピペット吸引などの現在の方法では、サンプルを物理的に接触させ、力を加えて変形させる必要があります。これは、生きた胚の組織力学をその場で測定するために非常に困難です。ここでは、ブリルアン顕微鏡という光学技術を採用しました。他の技術と比較して、ブリルアン顕微鏡はフォーカスビームのみを使用して組織の力学を測定します。したがって、これは非接触および非侵襲的な方法であり、ある程度の微小空間分解能を有する。これにより、生きた胚をその場でタイムラプス力学的画像で撮影することができます。将来的には、胚発生における組織力学の役割を徹底的に理解したいと考えています。具体的には、形態形成において遺伝的要因、生化学的シグナル伝達経路、組織力学がどのように連携しているかを研究したいと考えています。これは、ニューロン管欠損症などの先天性疾患の提供に関する新しい洞察を提供する可能性があります。

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Monitoring the Mechanical Evolution of Tissue During Neural Tube Closure of Chick Embryo

528 ビュー.  Wayne State University. この研究の範囲は、生きた胚の組織力学を測定できる新しいツールを開発することです。このツールを使って、胚がニューロン管の閉鎖を経験しているときに組織力学がどのように進化するかを理解したいと考えています。これは、胚発生における機械的制御を理解するのに役立ちます。組織の硬さを測定するには、原子間力顕微鏡、ナノアイデンション、マイク?...

ビデオ: 著者スポットライト:Brillouin顕微鏡を用いた生きたニワトリ胚の組織力学の非接触測定

Neural tube closure (NTC) is a critical process during embryonic development. Failure in this process can lead to neural tube defects, causing congenital malformations or even mortality. NTC involves a series of mechanisms on genetic, molecular, and mechanical levels. While mechanical regulation has become an increasingly attractive topic in recent years, it remains largely unexplored due to the lack of suitable technology for conducting mechanical testing of 3D embryonic tissue in situ. In response, we have developed a protocol for quantifying the mechanical properties of chicken embryonic tissue in a non-contact and non-invasive manner. This is achieved by integrating a confocal Brillouin microscope with an on-stage incubation system. To probe tissue mechanics, a pre-cultured embryo is collected and transferred to an on-stage incubator for ex ovo culture. Simultaneously, the mechanical images of the neural plate tissue are acquired by the Brillouin microscope at different time points during development. This protocol includes detailed descriptions of sample preparation, the implementation of Brillouin microscopy experiments, and data post-processing and analysis. By following this protocol, researchers can study the mechanical evolution of embryonic tissue during development longitudinally.

This protocol was developed to longitudinally monitor the mechanical properties of neural plate tissue during chick embryo neurulation. It is based on the integration of a Brillouin microscope and an on-stage incubation system, enabling live mechanical imaging of neural plate tissue in ex ovo cultured chick embryos.

発生生物学

Experimental Preparation and Ex Ovo Culture of Chicken Embryo for Brillouin Microscopy

To begin, cut the filter paper into a rectangular shape of approximately 17 by 20 millimeters and remove the four corners. Then, create approximately seven by 10 millimeters of hollow center in the filter paper. Attach a commercially available ring to a flexible film layer and create a hollow center in the flexible film layer.Place a prepared ring into a 35-millimeter Petri dish. After pre-culturing, retrieve the egg from the incubator, and place it on its long axis on the egg carton tray. Clean the entire surface of the eggshell with 70%ethanol, and allow it to rest for 15 minutes.Hold the egg on its short axis and crack it at the bottom. Open the egg over a clean 100-millimeter Petri dish to extract its contents. Using a pipette, transfer approximately 10 milliliters of the thin albumin into a 15-milliliter tube for ex ovo culture.Fill the center well of the culture dish with thin albumin. Using tissue paper, gently remove the thick albumin attached to the vitelline membrane of the embryo. Now, carefully affix the filter paper to the vitelline membrane, ensuring the body axis of the embryo aligns with the center rectangle on the filter paper.Cut the membrane surrounding the filter paper with scissors. Using tweezers, gently pull the isolated filter paper away from the yoke in an oblique direction. Flip the filter paper upside down to position the embryo with its dorsal side down.Carefully immerse the entire filter paper from one side of the long axis into the 100-millimeter Petri dish containing wash medium. Using a clean pipette, gently spray the wash medium parallel to the filter paper to remove any residual yolk. Next, carefully remove the filter paper from the wash medium, and use tissue paper to absorb any excess medium from the edges of the embryo.Place the filter paper with the embryo onto the culture dish, ensuring that the dorsal side of the embryo is facing downward. Transfer the culture dish to the onstage incubator for ex ovo culture. Fill the culture dishes with a warm wash medium.When the embryo reaches a desired developmental stage, transfer the filter paper with the embryo to the culture dish filled with a wash medium. Place the culture dish into the onstage incubator of the Brillouin microscope. For the calibration process, measure the Brillouin signal of water.Then, measure the Brillouin signal of methanol. Under bright-field imaging with a four times objective lens, adjust the laser illumination point to the second pair of somites. Then, switch to a 40 times objective lens and perform fine adjustment of the laser point to the middle of the neural tube.Unblock the laser beam and adjust the focal plane. Scan the embryo using a two-dimensional translational stage and acquire a Brillouin image of the region of interest. After completing the scan, carefully remove the filter paper with the embryo.Use tissue paper to absorb any excess wash medium from the embryo. Place the embryo back into the culture dish filled with thin albumin for continuous culturing. For Brillouin image reconstruction, load the water and methanol signal data.Click set region and select the region with four dots for calculating calibration parameters. Save the calibration results. Load the embryo scanning data, and click start for the processing of the parameters.Finally, reconstruct the 2-D Brillouin image based on the Brillouin shifts of all pixels. Brillouin shift in the estimated longitudinal modulus of the neural plate against somite number and incubation time showed an increase in Brillouin shift of the tissue during neural tube closure.